Summary
Este artículo describe un procedimiento paso a paso para establecer un modelo de ratones con una fístula oronasal. La fístula oronasal se creó mediante el empleo de cauterización oftalmológica calentada para dañar la porción de la línea media del paladar duro, lo que resultó en la formación de una abertura entre las cavidades oral y nasal.
Abstract
Este estudio presenta un método que utiliza cauterización oftalmológica calentada para desarrollar un modelo viable para investigar las fístulas oronasales. Se utilizaron ratones C57BL/6 para establecer el modelo de fístula oronasal (ONF). Para crear el ONF, los ratones fueron anestesiados, inmovilizados y sus paladares duros fueron expuestos. Durante el procedimiento quirúrgico, se indujo una lesión de la mucosa de espesor total de 2,0 x 1,5 mm en la línea media del paladar duro mediante cauterización oftalmológica. Era crucial controlar el tamaño de la ONF y minimizar el sangrado para garantizar el éxito del experimento. La verificación de la efectividad del modelo ONF se llevó a cabo en el 7º día postoperatorio, abarcando tanto evaluaciones anatómicas como funcionales. La presencia del tabique nasal dentro de la cavidad oral y la salida de agua estéril de las fosas nasales tras la inyección en la cavidad oral confirmaron el establecimiento exitoso del modelo de ONF. El modelo demostró una fístula oronasal práctica y exitosa, caracterizada por una baja tasa de mortalidad, cambios significativos de peso y una variación mínima en el tamaño de la FNO. Los estudios futuros pueden considerar la adopción de esta metodología para dilucidar los mecanismos de cicatrización de las heridas del paladar y explorar nuevos tratamientos para las fístulas oronasales.
Introduction
La fístula oronasal (FNO), una abertura anormal entre las cavidades oral y nasal, se manifiesta clínicamente como un defecto en un área estructural desde la apófisis alveolar hasta la úvula, que comúnmente ocurre como una complicación después de la reparación del paladar hendido1. Los pacientes con FNO experimentan reflujo alimentario, trastornos articulares y deterioro de la función velofaríngea, lo que afecta significativamente su calidad de vida 2,3,4. La tasa de FNO postoperatoria oscila entre el 2,4% y el 55% debido a factores como el ancho de la hendidura, el tipo de Veau y el método quirúrgico 5,6,7,8. Además, la tasa de recurrencia después de la reparación de ONF es alta, oscilando entre el 0% y el 43%9.
Varios tratamientos novedosos se han mostrado recientemente prometedores en el campo de la ONF, incluyendo diferentes materiales, fármacos y técnicas novedosas 10,11,12,13,14,15,16,17. La evaluación precisa de los efectos terapéuticos es esencial, ya que proporciona la base para seleccionar y desarrollar tratamientos con FENO. Sin embargo, obtener una evaluación válida a corto plazo para efectos terapéuticos distintos de la cirugía es un desafío, ya que las características de las FNO varían entre los diferentes pacientes. Por lo tanto, es necesario establecer un modelo de enfermedad de ONF para verificar la efectividad de estos métodos de tratamiento.
Durante varias décadas, los investigadores han generado el modelo de fístula oronasal (ONF) en varias especies animales, incluidas ratas18,19, lechones 20,21, minicerdos22 y perros 23, ya que estas especies poseen un paladar duro sustancial adecuado para la manipulación quirúrgica. Sin embargo, los ratones tienen una secuencia genética y un genoma completo similar al de los humanos, lo que los convierte en un modelo importante para la investigación y el desarrollo de nuevos fármacos24,25,26. Además, los ratones ofrecen poca variación de un lote a otro, lo que los convierte en una opción favorable para establecer el modelo ONF12,13,27.
Sin embargo, no se describieron los pasos detallados para crear ONF y no se tuvo en cuenta la estabilidad del tamaño de ONF. Además, la verificación de la formación de ONF se basó únicamente en la observación28, sin garantizar la comunicación directa entre las cavidades oral y nasal. No se demostró a través de otros medios, como la pérdida de peso corporal del ratón debido a las dificultades para comer causadas por la ONF. Además, no se tuvo en cuenta la variación normal en el tamaño de la herida, lo cual es crucial para los estudios sobre fármacos o materiales que promueven o inhiben la cicatrización de heridas. Por lo tanto, existe una gran necesidad de establecer un modelo ONF estable y validado.
El objetivo de este estudio fue desarrollar un modelo práctico de ONF que aborde los problemas antes mencionados, con la esperanza de que este protocolo sirva como base para futuras investigaciones sobre los mecanismos de cicatrización de heridas palatinas y nuevos tratamientos para ONF.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Todos los procedimientos con animales en este estudio fueron revisados y aprobados por el Comité de Ética de la Escuela de Estomatología de China Occidental de la Universidad de Sichuan. Para el presente estudio se utilizaron ratones adultos C57BL/6 (hembras).
1. Preparación quirúrgica
- Reúna los instrumentos quirúrgicos necesarios para el procedimiento: germinador, cauterización oftalmológica, tijeras microquirúrgicas, pinzas microquirúrgicas, jeringas y agujas (26 g x 0,63 pulgadas) (Figura 1A, B) (ver Tabla de materiales).
NOTA: Antes del procedimiento quirúrgico, autoclave los instrumentos quirúrgicos, incluida la cauterización oftalmológica, las pinzas microquirúrgicas y las tijeras microquirúrgicas, a 102,9 kPa (1,05 kg/cm2) y 121 °C durante 20 min. - Reúna los suministros quirúrgicos necesarios: paños quirúrgicos, guantes de látex, algodón estéril, láminas estériles, láminas de metal estériles, cartón pluma como plataforma quirúrgica, bandas elásticas (que se pueden obtener rasgando un guante de látex médico) y cinta adhesiva (Figura 1C) (consulte la Tabla de materiales).
NOTA: Utilice un juego separado de suministros para cada ratón, incluidas jeringas y hojas estériles para el campo quirúrgico. - Limpie el área quirúrgica y el aparato (fuente de luz, cartón pluma y dispositivo de mantenimiento de la temperatura, consulte la Tabla de materiales) con toallitas con alcohol. Cubra las perillas y los mangos de los instrumentos que puedan ser necesarios durante el procedimiento con una lámina de metal estéril.
- Abra asépticamente los instrumentos individuales y colóquelos con cuidado en el área quirúrgica. Active el germinador (ver Tabla de Materiales) y las luces para su uso durante el procedimiento. Coloque la cauterización oftalmológica en el germinador y caliéntelo a 250 °C durante 20 min.
2. Procedimiento quirúrgico
- Realice la fijación del ratón y abra la cavidad bucal siguiendo los pasos que se indican a continuación.
- Seleccione un ratón hembra C57BL/6J que pese entre 20 y 25 g y tenga entre 8 y 12 semanas de edad. Aloje al ratón durante 7 días antes de realizar cualquier procedimiento.
- Anestesiar al ratón mediante inyección intraperitoneal de Zoletil50 (80 mg/kg) y xilacina (5 mg/kg) (ver Tabla de Materiales). Aplique ungüento oftálmico para los ojos en el ojo del ratón. Espere hasta que no haya una respuesta de pellizco en los dedos de los pies.
NOTA: El mouse está listo para el procedimiento cuando no puede girar de forma independiente. - Asegure el mouse a una tabla de espuma forrada con hojas estériles. Utilice cinta adhesiva para atar el ratón a la plataforma quirúrgica en posición supina (Figura 2A).
- Abra la cavidad bucal del ratón. Coloque dos agujas (26 g x 0,63 pulgadas) delante del plano orbital de la oreja y dos más detrás de él. Coloque una banda elástica alrededor de las agujas y cruce los incisivos para mantener la boca abierta. Use pinzas microquirúrgicas para mantener abiertas las comisuras de la boca (Figura 2B).
NOTA: Asegúrese de que el paladar duro esté claramente expuesto. Fije la lengüeta debajo de la banda elástica para evitar la obstrucción del campo de visión y la quemadura durante los experimentos posteriores.
- Cree la fístula oronasal (ONF) en el paladar duro (Figura 3A-F).
- Recupere la cauterización oftalmológica, que se ha calentado a 250 °C durante 20 min. Coloque la punta de cauterización a 1 mm de distancia de la intersección de la línea media del paladar y la línea del primer premolar, creando una lesión de la mucosa de espesor completo en el paladar duro en la línea media.
NOTA: Evite quemar la lengua del ratón. - Después de unos segundos, retire la cauterización oftalmológica cuando la mucosa alrededor de la punta de la cauterización se vuelva blanca.
- Coloque la cauterización oftalmológica en el germinador y continúe calentándola a 250 °C durante 10 min. Repita el paso anterior para agrandar la herida alrededor de los bordes hasta que alcance una longitud de 2,0 mm y una anchura de 1,5 mm.
NOTA: Cada extensión debe seguir el borde de la última lesión. Use un calibrador vernier para medir la longitud y el ancho de la lesión. La lesión debe cubrir el 10% del paladar. - Use tijeras microquirúrgicas para eliminar cualquier exceso de tejido blando desnaturalizado alrededor de la herida. Use algodón estéril para detener el sangrado y evitar la asfixia por inhalación del ratón. Mida la herida para asegurarse de que forme una lesión de la mucosa del paladar duro de espesor completo que mida 2,0 x 1,5 mm en la línea media.
- Recupere la cauterización oftalmológica, que se ha calentado a 250 °C durante 20 min. Coloque la punta de cauterización a 1 mm de distancia de la intersección de la línea media del paladar y la línea del primer premolar, creando una lesión de la mucosa de espesor completo en el paladar duro en la línea media.
3. Cuidados postoperatorios
- Administrar Meloxicam al ratón en el momento del despertar postoperatorio, a dosis de 5 mg/kg/d durante 3 días, por vía subcutánea29.
- Coloque el mouse en un dispositivo de mantenimiento de temperatura hasta que recupere completamente la conciencia.
NOTA: Asegúrese de que el mouse esté colocado de manera que facilite la respiración. Rotar a los ratones cada 10-15 minutos para evitar que la sangre se acumule o colapse los lóbulos pulmonares. Una vez que el ratón se haya calentado, devuélvelo a su jaula. Proporcione gelatina estéril y alimento irradiado en el fondo de la jaula para que los ratones lo consuman.
4. Verificación de la creación de la fístula oronasal
NOTA: El éxito de la creación de la fístula oronasal (ONF) se evalúa al 7º día después del procedimiento quirúrgico.
- Prepare los suministros quirúrgicos necesarios: banda elástica, cinta adhesiva, jeringas, paños quirúrgicos, guantes de látex, láminas estériles, lámina metálica estéril y cartón pluma.
- Use paños quirúrgicos y guantes estériles para mantener las condiciones asépticas. Desinfecte la placa de espuma, la fuente de luz y el dispositivo de mantenimiento de temperatura con alcohol.
- Inducir anestesia general mediante inyección intraperitoneal de Zoletil50 (80 mg/kg). Espere hasta que no haya una respuesta de pellizco en los dedos de los pies. Utilice el mismo método descrito en los pasos 2.1.3 y 2.1.4 para inmovilizar al ratón y exponer el paladar duro.
- Realice la verificación anatómica estructural asegurándose de que el tabique siga siendo visible en el sitio de la herida, lo que indica una creación exitosa de ONF (Figura 4A, B).
- Realizar la verificación funcional: cerrar la cavidad bucal del ratón e inyectar agua estéril en su cavidad bucal utilizando una jeringa estéril. La creación exitosa de ONF se confirma cuando el líquido fluye desde las fosas nasales del ratón.
- Coloque el ratón en el dispositivo de mantenimiento de la temperatura (37 °C) hasta que recupere completamente la conciencia. Rotar a los ratones cada 10-15 minutos para evitar que la sangre se acumule o colapse los lóbulos pulmonares.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Para evaluar la viabilidad y estabilidad de este método experimental, se realizó el mismo procedimiento en diez ratones, y se realizaron observaciones sobre la mortalidad, los cambios en el tamaño de la herida, el peso corporal y el análisis histológico. Los ratones fueron sacrificados el día 7.
El procedimiento presentó una baja tasa de mortalidad. La cauterización oftalmológica y el germinador, representados en la Figura 1A-C, fueron los instrumentos clave utilizados en este experimento. El modelo ONF se creó de acuerdo con el protocolo proporcionado. De los diez ratones operados, solo uno expiró al 7º día después de la operación. La tasa de mortalidad global a lo largo del experimento fue de aproximadamente el 10%.
Los resultados revelaron una notable variabilidad en el tamaño de la ONF generada con el método descrito. El día de la cirugía, todos los ratones presentaban heridas de forma ovalada que medían 2,0 mm de largo y 1,5 mm de ancho. Al evaluar la formación de ONF al 7º día después de la cirugía, se observó una variación significativa en el tamaño de la ONF (P = 0,0085) (Figura 5A,B).
La presencia de ONF puede provocar complicaciones como reflujo alimentario y dificultades para comer, lo que puede provocar cambios de peso. Por lo tanto, también se tuvo en cuenta el peso corporal de los ratones. Los ratones se pesaron el día de la cirugía (día 1) y el día 7 (día 7) cuando se examinó la formación de ONF. Se observó una reducción significativa de peso el día 7 en comparación con el día 1 (P < 0,001) (Figura 6A,B). La pérdida de peso corporal fue del 25,16%.
Para el análisis histológico, tanto la herida como el tejido normal se extrajeron de los ratones el día 7. Los paladares aislados se utilizaron como muestras para el corte histológico. Se colocaron en cajas de inclusión de tejidos y se fijaron con paraformaldehído al 4% y reactivo de descalcificación de ácido fórmico al 10%. A continuación, los tejidos se incrustaron en parafina, se seccionaron en cortes de 7 μm a lo largo de los planos coronales y se tiñeron con hematoxilina y eosina (H&E). El análisis histológico de la ONF reveló pérdida de mucosa dura del paladar, hueso desnudado y formación de ONF (Figura 7). Se realizó la histología de los pulmones y no se detectaron anomalías entre los ratones normales y los ratones con ONF.
Figura 1: Instrumentos y suministros quirúrgicos . (A) El germinador utilizado para calentar la cauterización oftalmológica. (B) Instrumentos quirúrgicos: cauterización oftalmológica, tijeras microquirúrgicas, pinzas microquirúrgicas, jeringas y agujas (26 g x 0,63 pulgadas). (C) Suministros quirúrgicos: paños quirúrgicos, guantes estériles, algodón estéril, sábanas estériles, láminas metálicas estériles, cartón pluma, bandas elásticas y cinta adhesiva. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Fijación del ratón y apertura de la cavidad oral . (A) Las extremidades delanteras del ratón fueron pegadas con cinta adhesiva para asegurarlo. (B) Se insertaron agujas de jeringa en la tabla de espuma y se colocó una banda elástica sobre las agujas. La cavidad bucal del ratón se abrió con una banda elástica y pinzas microquirúrgicas. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Creación de la fístula oronasal . (A) Exposición de la cavidad oral. (B) Colocar la punta de la cauterización oftalmológica en la porción de la línea media del paladar duro. (C) Eliminación de la cauterización oftalmológica. (D) Eliminar el exceso de tejido blando alrededor de la herida con tijeras microquirúrgicas. (E) Detener el sangrado con algodón estéril. (F) Herida palatina formada por final. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: Examen de la herida palatina al 7º día de la cirugía . (A) Herida palatina el día 1. (B) Herida palatina en el día 7. Las flechas blancas indican la fístula oronasal (ONF). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5: Tamaño de la herida palatina en el día 1 y en el día 7. (A) Valores medios para ratones en los días 1 y 7. (B) Diferencia significativa verificada mediante la prueba t de muestras pareadas. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 6: Peso de los ratones en el día 1 y el día 7. (A) Valores medios de los ratones en el día 1 y el día 7. (B) Diferencia significativa verificada mediante la prueba t de muestras pareadas. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 7: Observación histológica. El análisis histológico de la ONF muestra pérdida de mucosa dura del paladar, hueso denudado y formación de ONF. (A) Fístula oronasal en el día 7, aumento: 4x. (B) Fístula oronasal en el día 7, aumento: 10x. (C) Control sin lesión, aumento: 4x. (D) Control sin lesión, aumento: 10x. La flecha negra muestra la ubicación de la ONF. Barras de escala: A,C = 200 μm; B,D = 100 μm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Los investigadores han explorado diversos materiales, fármacos y técnicas novedosas para tratar la FNO 10,11,12,13,14,15,16,17. Con los avances en los procedimientos quirúrgicos, se ha reducido la incidencia y la recurrencia de la FNO. Sin embargo, debido a las características únicas de la enfermedad, el número de pacientes con FNO en la clínica es limitado, lo que requiere un modelo estandarizado para estudiar posibles tratamientos. Si bien se han descrito varios métodos para crear modelos ONF 18,19,20,21,22,23, a menudo fueron breves y carecieron de una discusión detallada del método experimental. La formación de ONF ha sido verificada a través de estudios microscópicos e histológicos que describen las características histopatológicas12,13,27. Este protocolo tenía como objetivo establecer un modelo de ratón reproducible de ONF para facilitar la investigación.
Lograr la creación uniforme de ONF planteó un desafío. Para garantizar la reproducibilidad, era crucial dañar uniformemente el paladar de los ratones. Controlar el diámetro de la ONF, minimizar la cicatrización de las heridas y detener eficazmente el sangrado fueron pasos clave en la creación de la ONF. Se utilizaron tijeras microquirúrgicas para eliminar el exceso de tejido blando alrededor de la herida después de usar la cauterización oftalmológica, minimizando así los cambios en el diámetro de la herida durante la fase de cicatrización. Sin embargo, el uso de tijeras microquirúrgicas para eliminar el exceso de tejido conllevaba el riesgo de hemorragias significativas e incluso la muerte de los ratones, contribuyendo a mayores tasas de mortalidad observadas en otros experimentos12,13,27. En este protocolo, se empleó la combinación de tijeras microquirúrgicas y cauterización oftálmica hemostática para desnaturalizar y eliminar el exceso de tejido, mientras que se utilizó algodón estéril para controlar el sangrado. Este método redujo significativamente el sangrado o incluso logró una hemostasia completa debido al efecto cauterizante de la cauterización oftálmica calentada.
Se ha descrito un método alternativo para la creación del modelo ONF en ratones, que implica el uso de una punción de biopsia13,27. Si bien este método proporcionó un mejor control sobre el diámetro de la herida debido al tamaño constante del punzón, tuvo una alta tasa de fallas y planteó desafíos en el manejo de la fuerza requerida, lo que podría conducir a la muerte de los ratones. Controlar la profundidad y la fuerza de la creación de ONF con este método fue difícil, y determinar si se había alcanzado el tabique nasal fue un desafío. Además, el control de la hemorragia fue problemático, y los ratones corrían el riesgo de asfixia debido a una hemorragia grave durante el experimento.
Sin embargo, este método experimental tiene sus limitaciones. En primer lugar, el tamaño de la herida no se puede controlar con el mismo tamaño de fístula en cada ratón en comparación con un punzón de biopsia con un tamaño de diámetro fijo. Y se deben utilizar herramientas de medición para maximizar el tamaño de cada fístula. El tamaño de la herida palatina es fundamental para el experimento, ya que el retraso en la cicatrización de la herida es fundamental para la formación de la FNO. Por lo tanto, es importante determinar un tamaño adecuado para la herida palatina. Si la herida es demasiado pequeña, puede sanar rápidamente, no cumpliendo con los requisitos de tiempo para experimentos posteriores. Por el contrario, si es demasiado grande, los ratones pueden morir por una pérdida excesiva de sangre durante la cirugía o experimentar dificultades para comer después de la cirugía, lo que lleva a la inanición. Por lo tanto, se justifica explorar el tamaño óptimo de la herida palatina. No obstante, el tamaño (2,0 mm x 1,5 mm) utilizado en el experimento actual se consideró apropiado. En este protocolo, solo utilizamos ratones hembra, pero se pueden elegir ratones hembra o macho según el diseño del estudio.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Este trabajo contó con el apoyo del Programa de Investigación y Desarrollo, el Hospital de Estomatología de China Occidental, la Universidad de Sichuan (RD-02-202107), el Programa de Apoyo a la Ciencia y la Tecnología de la Provincia de Sichuan (2022NSFSC0743) y la subvención de la Fundación de Ciencias Postdoctorales de Sichuan (TB2022005) a H. Huang.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Germinator | Electron Microscopy Sciences | 66118-20 | Heating and disinfection equipment |
| Latex gloves | Allmed | or similar | |
| Lights | Olympus | A1813 | |
| Meloxicam | MedChemExpress | HY-B0261 | crushed; 5 mg/kg |
| Microsurgical instruments (scissors and tweezers) | Jiangsu Tonghui Medical Devices Co. | M-Y-0087 | Surgical instrument |
| Ophthalmologic cautery | Suqian Wenchong Medical Equipment Co. | 1.00234E+13 | Surgical instrument |
| Sterile cotton, | Yancheng Begu Technology Co. | or similar | |
| Sterile metal foil | Biosharp | or similar | |
| Sterile sheets | 3M | XH003801129 | or similar |
| Surgical drapes | Yancheng Begu Technology Co. | or similar | |
| Syringes | Yancheng Begu Technology Co. | S-015301 | or similar |
| Tape | Bkmamlab | or similar | |
| Temperature maintenance device | Harvard Apparatus | LE-13-2104 | |
| Zoletil50 | Virbac | 80 mg/kg |
References
- Alonso, V., et al. Three-layered repair with a collagen membrane and a mucosal rotational flap reinforced with fibrine for palatal fistula closure in children. International Journal of Pediatric Otorhinolaryngology. 127, 109679 (2019).
- Garg, R., Shah, S., Uppal, S., Mittal, R. K. A statistical analysis of incidence, etiology, and management of palatal fistula. National Journal of Maxillofacial Surgery. 10 (1), 43-46 (2019).
- Mahajan, R. K., Kaur, A., Singh, S. M., Kumar, P. A retrospective analysis of incidence and management of palatal fistula. Indian Journal of Plastic Surgery. 51 (3), 298-305 (2018).
- Huang, H., et al. Validation of the Chinese Velopharyngeal Insufficiency Effects on Life Outcomes Instrument. Laryngoscope. 129 (11), E395-E401 (2019).
- Sakran, K. A., et al. Evaluation of Postoperative Outcomes in Two Cleft Palate Repair Techniques without Relaxing Incisions. Plastic and Reconstructive Surgery. , (2023).
- Sakran, K. A., et al. Evaluation of late cleft palate repair by a modified technique without relaxing incisions. Journal of Stomatology, Oral and Maxillofacial Surgery. 124 (4), 101403 (2023).
- Sakran, K. A., et al. The Sommerlad-Furlow modified palatoplasty technique: postoperative complications and implicating factors. Laryngoscope. 133 (4), 822-829 (2023).
- Sakran, K. A., et al. Early cleft palate repair by a modified technique without relaxing incisions. The Cleft Palate-Craniofacial Journal. , (2022).
- Chen, J., Yang, R., Shi, B., Xu, Y., Huang, H. Obturator manufacturing for oronasal fistula after cleft palate repair: a review from handicraft to the application of digital techniques. Journal of Functional Biomaterials. 13 (4), 251 (2022).
- Yussif, N., Wagih, R., Selim, K. Propylene mesh versus acrylic resin stent for palatal wound protection following free gingival graft harvesting: a short-term pilot randomized clinical trial. BMC Oral Health. 21 (1), 208 (2021).
- Miron, R. J., et al. Platelet-rich fibrin and soft tissue wound healing: a systematic review. Tissue Engineering Part B: Reviews. 23 (1), 83-99 (2017).
- Ballestas, S. A., et al. Improving hard palate wound healing using immune modulatory autotherapies. Acta Biomaterialia. 91, 209-219 (2019).
- Ferreira, C. L., et al. Electrical stimulation enhances early palatal wound healing in mice. Archives of Oral Biology. 122, 105028 (2021).
- Lindley, L. E., Stojadinovic, O., Pastar, I., Tomic-Canic, M. Biology and Biomarkers for Wound Healing. Plastic and Reconstructive Surgery. 138 (3 Suppl), 18s-28s (2016).
- Xu, Y., et al. Rapid Additive Manufacturing of a Superlight Obturator for Large Oronasal Fistula in Pediatric Patient. Laryngoscope. 133 (6), 1507-1512 (2022).
- Leenstra, T. S., Kuijpers-Jagtman, A. M., Maltha, J. C. The healing process of palatal tissues after palatal surgery with and without implantation of membranes: an experimental study in dogs. Journal of Materials Science: Materials in Medicine. 9 (5), 249-255 (1998).
- In de Braekt, M. M., van Alphen, F. A., Kuijpers-Jagtman, A. M., Maltha, J. C. Wound healing and wound contraction after palatal surgery and implantation of poly-(L-lactic) acid membranes in beagle dogs. Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 50 (4), 359-365 (1992).
- Suragimath, G., Krishnaprasad, K. R., Moogla, S., Sridhara, S. U., Raju, S. Effect of carbonated drink on excisional palatal wound healing: A study on Wistar rats. Indian Journal of Dental Research. 21 (3), 330-333 (2010).
- Zhu, T., Park, H. C., Son, K. M., Yang, H. -C. Effects of dimethyloxalylglycine on wound healing of palatal mucosa in a rat model. BMC Oral Health. 15 (1), 60 (2015).
- Kirschner, R. E., et al. Repair of oronasal fistulae with acellular dermal matrices. Plastic and Reconstructive Surgery. 118 (6), 1431-1440 (2006).
- Rohleder, N. H., et al. Repair of oronasal fistulae by interposition of multilayered amniotic membrane allograft. Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (1), 172-181 (2013).
- Kesting, M. R., et al. Repair of oronasal fistulas with human amniotic membrane in minipigs. British Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 48 (2), 131-135 (2010).
- Ayvazyan, A., et al. Collagen-gelatin scaffold impregnated with bFGF accelerates palatal wound healing of palatal mucosa in dogs. Journal of Surgical Research. 171 (2), e247-e257 (2011).
- Takao, K., Miyakawa, T. Genomic responses in mouse models greatly mimic human inflammatory diseases. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (4), 1167-1172 (2015).
- Rongvaux, A., et al. Development and function of human innate immune cells in a humanized mouse model. Nature Biotechnology. 32 (4), 364-372 (2014).
- Shan, L., Flavell, R. A., Herndler-Brandstetter, D. Development of humanized mouse models for studying human NK cells in health and disease. Methods in Molecular Biology. 2463, 53-66 (2022).
- Keswani, S. G., et al. Role of salivary vascular endothelial growth factor (VEGF) in palatal mucosal wound healing. Wound Repair and Regeneration. 21 (4), 554-562 (2013).
- Amanso, A. M., et al. Local delivery of FTY720 induces neutrophil activation through chemokine signaling in an oronasal fistula model. Regenerative Engineering and Translational Medicine. 7 (2), 160-174 (2021).
- Antiorio, A. T. F. B., et al. Administration of meloxicam to improve the welfare of mice in research: a systematic review (2000 - 2020). Veterinary Research Communications. 46 (1), 1-8 (2022).
