Summary

エアー液界面におけるマウスの呼吸器上皮細胞と実験たばこの煙への暴露の分離

Published: February 21, 2011
doi:

Summary

肺上皮細胞は、マウスの気道から分離し、差別化された呼吸上皮のモデルとしての気液界面で培養することができます。プロトコルは、分離培養し、この環境毒素への分子応答を研究するために、たばこの主流煙にこれらの細胞を露出させるための記述されています。

Abstract

肺上皮細胞は、マウスの気道から分離し、差別化された呼吸上皮のモデルとしての気液界面(ALI)で培養することができます。プロトコルは、CSの曝露に上皮細胞の応答を研究するために、たばこの主流煙(CS)にこれらの細胞を分離し、公開するために記述されています。マウス気管、気液界面(ALI)として完全に分化した上皮細胞におけるこれらの細胞の培養、及び培養中のこれらの細胞に校正された主流CSの配信から気道上皮細胞の分離:プロトコルは、次の3つの部分から構成されています。 ALI培養系は、より密接に通常の液体培養系よりも生理の設定に似ている条件の下で呼吸上皮の文化を可能にします。 CSの暴露分子と肺細胞応答の研究は、人間の健康に対する環境大気汚染の影響を理解することの重要なコンポーネントです。この分野での研究成果は、最終的に慢性閉塞性肺疾患(COPD)、および世界の主要な健康上の問題を表す他のタバコ関連疾患の病因の理解に向けて貢献するかもしれない。

Protocol

全体的なプロトコルは、動物の組織、細胞増殖のための5-10日間、および気液界面での細胞分化のための追加10-14日からのセルのアイソレーションのための2日間が必要です。追加日は、セルのエクスポージャーとサンプルの収穫のために必要です。 1。マウス気管上皮細胞(MTEC)の単離。 注:すべての手順以下に説明するがレビューとブリガムアンド?…

Discussion

マウス気管上皮細胞の単離を記述するプロトコルは、1、。あなたのプロトコルから適応、およびその他の変更で2-3。れるセルのアイソレーションを記述する任意のプロトコルと同様に、最も重要な側面は、厳格な無菌操作を用いて、細菌または真菌病原体からの汚染を避けるためです。 2番目に重要なステップは、ステップ1.19で説明されているように線維芽?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

私たちは、貴重な専門知識のための技術支援と博士Shivraj TyagiためEmeka Ifedigboに感謝。我々はまた、顕微鏡の支援のためにハーバードのNeuroDiscoveryセンターに感謝します。この作品は、イレールラム、およびAMK崔に贈られるNIHの助成金、R01 – HL60234、R01 – HL55330、R01 – HL079904に許可を09PRE2250120博士号を取得する前のアメリカ心臓協会によって部分的にサポートされていました。

Materials

Material Name Type Company Catalogue Number Comment
Ham’s F12 Medium 1X   Cellgro MT-10-080-CM With L-glutamine
Pen/strep   Lonza 17-602E  
Pronase   Roche 10165921001 Streptomyces griseus
Collagen I   BD biosciences 354236 From rat tail
Acetic Acid   Sigma 338826-25  
DNaseI   Sigma DN25-100MG From Bovine Pancreas
Bovine Serum Albumin   Fisher Scientific BP1605-100 Fraction V
Retinoic Acid   Retinoic Acid R265-50MG  
Hank’s Balanced Salt Solution   Gibco 14175 Without Ca++ or Mg++
DMEM-F12   Cellgro MT-15-090-CM Without L-Glutamine or HEPES
HEPES, 1M in H2O   Sigma 83264-100ML  
L-Glutamine   Sigma G7513-100ML 200 mM
Amphotericin B (Fungizone)   Fisher Scientific 1672346  
Insulin   Sigma 16634-50MG Bovine Pancreas
Apo-transferrin (human)   Sigma T1147-100MG  
Cholera toxin   Sigma C8052 Vibrio Cholerae
Epidermal growth factor   BD Biosciences 354001 Mouse
Bovine pituitary Extract   BD Biosciences 354123  
NuSerum   BD Biosciences 355100  
Transwell   Corning Costar 3401 12 mm, 0.4 mm Pore
Polycarbonate
Primaria 100 mm culture dish   Falcon 353803  
Pallflex membrane   Pall Life Sciences EMFAB TX40H120-WW  
Smoking Machine   EMI Services ATCSALI-1 see Footnote*

*The cigarette smoking machine is a custom designed and fabricated 14″x14″x20″ Dual chambered and water jacketed light tint clear proof 1/2″ thick polycarbonate Lexan chamber for cigarette smoke exposure with temperature controlled, water level sensor controlled shut off system. A cigarette smoking/puffing unit is installed for a variable cigarette puffing rates. When the unit is in use, it mimics an incubator in the sense that the temperature, humidity and carbon dioxide are controlled in the system. The system includes: (I) a customized dual chamber/water jacketed unit that maintains a controlled environment for tissue culture experiments. (II) A digital heavy duty, high precision dual pump water temperature circulator system with water level sensor and temperature control (III) A cigarette smoking unit with puffing pump. (IV) A pump cycle sensor control rate cycler (IV) A Stainless steel high precision in-Line filter holder. (V) A Detachable lid mounted 11/2″ size axial uniformity cigarette smoke mixing fan. (VI) A medium size water bath with mounting bracket for the water circulator. (VII) A 1/2′ thick Plexiglas tray with brackets for the puff pump and holder for cigarette ash collector.

This machine as described can be substituted with similar commercially-available smoking machines such as the kind available from TSE systems (www.tse-systems.com).

References

  1. You, Y., Richer, E. J., Huang, T., Brody, S. L. Growth and differentiation of mouse tracheal epithelial cells: selection of a proliferative population. Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol. 283, L1315-L1320 (2002).
  2. Davidson, D. J. Murine epithelial cells: isolation and culture. J. Cyst. Fibros. 2, 59-62 (2004).
  3. Davidson, D. J., Kilanowski, F. M., Randell, S. H., Sheppard, D. N., Dorin, J. R. A primary culture model of differentiated murine tracheal epithelium. Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol. 279, L766-L778 (2000).
  4. Rabe, K. F. et al.; Global Initiative for Chronic Obstructive Lung Disease. Global strategy for the diagnosis, management, and prevention of chronic obstructive pulmonary disease: GOLD executive summary. Am. J Respir. Crit. Care Med. 176, 532-555 (2007).
  5. Macnee, W. Pathogenesis of chronic obstructive pulmonary disease. Clin. Chest Med. 28, 479-513 (2007).
  6. Tuder, R. M., Yoshida, T., Arap, W., Pasqualini, R., Petrache, I. State of the art. Cellular and molecular mechanisms of alveolar destruction in emphysema: an evolutionary perspective. Proc. Am. Thorac. Soc. 3, 503-510 (2006).
  7. Yao, H., Rahman, I. Current concepts on the role of inflammation in COPD and lung cancer. Curr. Opin. Pharmacol. 9, 375-383 (2009).
  8. van der Toorn, M. Cigarette smoke irreversibly modifies glutathione in airway epithelial cells. Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol. 293, L1156-L1162 (2007).
  9. Slebos, D. J. Mitochondrial localization and function of heme oxygenase-1 in cigarette smoke-induced cell death. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 36, 409-417 (2007).
  10. Kim, H. P. Autophagic proteins regulate cigarette smoke induced apoptosis: protective role of heme oxygenase-1. Autophagy. 4, 887-895 (2008).
  11. Chen, Z. H. Egr-1 regulates autophagy in cigarette smoke-induced chronic obstructive pulmonary disease. PLoS ONE. 3, e3316-e3316 (2008).
  12. Okuwa, K. In vitro micronucleus assay for cigarette smoke using a whole smoke exposure system: A comparison of smoking regimens. Exp Toxicol Pathol. , (2009).
  13. St-Laurent, J., Proulx, L. I., Boulet, L. P., Bissonnette, E. Comparison of two in vitro models of cigarette smoke exposure. Inhal. Toxicol. 21, 1148-1153 (2009).
  14. Watson, A. M., Benton, A. S., Rose, M. C., Freishtat, R. J. Cigarette smoke alters tissue inhibitor of metalloproteinase 1 and matrix metalloproteinase 9 levels in the basolateral secretions of human asthmatic bronchial epithelium in vitro. J Investig. Med. 58, 725-729 (2010).
  15. Rennard, S. I. Cigarette smoke in research. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 31, 479-480 (2004).
  16. Shapiro, S. D. Smoke gets in your cells. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 31, 481-482 (2004).
check_url/2513?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Lam, H. C., Choi, A. M., Ryter, S. W. Isolation of Mouse Respiratory Epithelial Cells and Exposure to Experimental Cigarette Smoke at Air Liquid Interface. J. Vis. Exp. (48), e2513, doi:10.3791/2513 (2011).

View Video