Summary

Metabolsk Merking og Membran Fraksjone for komparativ proteomikk analyser av<em> Arabidopsis thaliana</em> Suspension cellekulturer

Published: September 28, 2013
doi:

Summary

Her beskriver vi en robust fremgangsmåte for fraksjonering av planteplasmamembraner i detergentresistente og detergentløselige membraner basert på en blanding av umerket og in vivo fullt 15 N merket Arabidopsis thaliana cellekulturer. Fremgangsmåten er brukt for sammenlignende proteomic studier for å forstå signaleringsprosesser.

Abstract

Plasmamembran microdomains er funksjoner basert på de fysiske egenskaper av lipid og sterol miljø og har spesielle roller i signaleringsprosesser. Trekke sterol-beriket membran microdomains fra planteceller for proteomikk analyser er en vanskelig oppgave i hovedsak på grunn av flere forberedende trinn og kilder for forurensing fra andre cellene. Den plasmamembranen utgjør bare omtrent 5 til 20% av alle membranene i en plantecelle, og således isolasjonen av høyt renset plasmamembranfraksjonen er utfordrende. En ofte brukt metode involverer vandig to-fasepartisjone i polyetylenglykol og dekstran, som gir plasma membran-vesikler med en renhet på 95% 1. Sterol-rik membran microdomains i plasmamembranen er uoppløselig ved behandling med kaldt ikke-ioniske tensider ved alkalisk pH. Dette vaskemiddel-resistente membranfraksjon kan separeres fra hoveddelen plasma membran ved ultrasentrifugering i såucrose gradient to. Deretter kan proteiner ekstraheres fra den lave tetthet bandet av sukrose gradient av metanol / kloroform utfelling. Ekstrahert protein blir deretter trypsin-spaltet, avsaltet og endelig analysert ved LC-MS/MS. Vår ekstraksjon protokoll for sterol-rike microdomains er optimalisert for fremstilling av rene vaskemiddelresistent membranfraksjoner fra Arabidopsis thaliana cellekulturer.

Vi bruker hele metabolske merking av Arabidopsis thaliana suspensjon cellekulturer med K 15 NO 3 som eneste nitrogenkilden for kvantitative komparative proteomikk studier etter biologisk behandling av interesse tre. Ved å blande like forhold av merkede og umerkede cellekulturer for felles protein ekstraksjon påvirkning av forberedelse trinn for slutt kvantitative resultat holdes på et minimum. Også tap av materiale under utvinning vil påvirke både kontroll og prøver behandling på samme måte, end derfor forholdet mellom lys og heave peptid vil forbli konstant. I den foreslåtte fremgangsmåte, enten merket eller umerket cellekultur gjennomgår en biologisk behandling, mens den andre tjener som kontroll 4..

Introduction

I 1972, Jonathan Singer og Garth Nicolson foreslo væske mosaikk-modellen en struktur modell av cellemembraner, erstatte protein-lipid-protein sandwich-modellen som var allment akseptert i de tidlige 1960-tallet. Singer og Nicolson postulerte at den biologiske hinne kan betraktes som en to-dimensjonal væske der alle lipid-og proteinmolekyler diffundere fritt og lett 5. Siden den gang struktur modell av plasmamembranen og kunnskap om membransammensetning ble enda mer komplisert. Spesielt, i plasmamembranen, strukturer som proteinkomplekser og lipid / sterol basert strukturelt uordnede microdomains kan observeres. I kunstig modellmembraner 6,7, kan steroler og sphingolipids lateralt skille fra andre lipid arter å danne regioner med endrede fysiske egenskaper. Dette segregering innenfor cellemembranen er hovedsakelig forårsaket av de selv assosiere egenskaper mellom steroler og svært saumettede hydrokarbon kjeder av phopsho-og sphingolipids åtte. Spesielt de stive sterol ringer favorisere interaksjoner med stivere og rettere mettet lipid arter og disse interaksjonene tvinge nabohydrokarbonkjeder i flere utvidede konformasjoner, økende membrantykkelse og hardhet.

En av de vanligst observerte egenskaper av sterol anriket membran microdomains var deres uoppløselighet ved behandling med ikke-ioniske detergenter, for eksempel en Triton X-100 eller Brij 35.. Disse fraksjonene ble antatt å være identisk med membran microdomains og ble kalt vaskemiddelbestandige membraner (DRM) basert på deres biokjemiske forberedelse metode to. Bruken av ikke-ioniske vaskemidler i DRM ekstraksjon fikk noe kritikk som den biokjemiske DRM preparatet kan ikke direkte tilsvare en hvilken som helst spesifikk membrankammeret i den levende celle 9.. Spesielt synes vaskemiddel til protein ratio avgjørende i slike preparater, ens forskjellige vaskemidler, samt forskjellige detergentmengder kan gi forskjellig sammensetning av vaskemiddelbestandig membran fraksjon 10.. Men det er bevis for at spesielle protein arter spesielt forbinder med disse cellulære sterol-rik membran domener, og at disse proteinene er godt beriket i biokjemiske preparater av vaskemiddel-resistent membran fraksjoner 11. Kjernen av proteiner som ble funnet i anlegget DRM brøkdel, og hvor tilstedeværelse i DRMS ​​var sterol avhengig, var spesielt GPI-forankrede proteiner, slik som fasciclin lignende arabinogalaktan proteiner (FLAS) og medlemmer av SKU protein familien. Også noen signaleringsproteiner, slik som reseptor-lignende kinaser eller fosfolipaser ble funnet 11.. Disse resultatene er i samsvar med mange proteomikk studier på pattedyr membran microdomains 12,13. Også i planter er det økende bevis for rollen av membran microdomains i sammenheng med stressrespons 14 –16.

Protokollen er beskrevet her gir en robust metode for fraksjonering av plasma membran microdomains og særlig bruker et protein til vaskemiddel konsentrasjon som tillater oss å skildre stress-induserte forandringer av sterol rike membran rommet 4,11,14.

Protocol

PROSEDYRE Vanlige reagenser og buffere som brukes i ekstraksjonen protokoll: JPL medium for Arabidopsis thaliana suspensjon cellekulturer 3 mikrometer H 3 BO 3 3 mikrometer MnSO 4 x H 2 O 1,1 mikrometer ZnSO 4 x 7 H 2 O 0,15 mikrometer KJ 0,03 mikrometer Na 2 Moo 4 x 2 H 2 O 3 nM CoCl 2 x 6 H 2 O…

Representative Results

Med den fremlagte protokoll ved hjelp av metabolisk merkede Arabidopsis cellekulturer er det mulig å isolere plasmamembraner fra plantevev (trinn 2, 4 Figur 2 og), og berike for detergentresistent membranfraksjoner innenfor plasmamembranen (trinn 3, figur 3 og 5). Deretter lar protokollen utvinning av proteiner fra disse vaskemiddelresistent membranfraksjoner (trinn 4), og fordøyelse av proteinet for sammenlignende analyse proteomikk (trinn 5). Til slutt, er det valgfritt ber…

Discussion

Protokollen som presenteres i denne artikkelen inneholder mange trinn og alle av dem er helt avgjørende for å oppnå ren og representative fraksjonering av planteplasma membran inn vaskemiddelresistente membraner og detergentløselige fraksjoner. Derfor er det viktig å følge hvert trinn som instruert.

Behandling av plasmamembranfraksjonen med ikke-ionisk detergent (trinn 3.2) har størst innvirkning på kvaliteten av membranen microdomain fraksjonering. For å oppnå reproduserbare resul…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Materials

      REAGENTS
Chemicals were ordered from Sigma-Aldrich unless noted otherwise      
Ammonia (stock 25 % solution) WAKO 010-03166  
TiO2 10 μm GL-Science 5020-75010  
Empore Disk C18 Varian 12145004  
Polyethylene glycol(PEG 3350) Sigma 88276  
Dextran T500 Roth 9219.2  
Trypsin Promega V5113  
Protease inhibitor cocktail (PIC) Sigma P9599  
K15NO3 Cambridge Isotope Laboratories NLM-765-PK  
      EQUIPMENT
Optima L-80 XP Ultracentrifuge Beckman    
Plate reader BioTek    
EASY-nLC II nano-Liquid Chromatograph Thermo Scientific    
LTQ-Orbitrap mass spectrometer Thermo Scientific    
Centrifuge 5810R Eppendorf    
Centrifuge 5417R Eppendorf    
Thermomixer Eppendorf    
Speed Vac RVC 2-25 Christ    
Shaker Unimax 2010 Heidolph    

References

  1. Alexandersson, E., Saalbach, G., Larsson, C., Kjellbom, P. Arabidopsis plasma membrane proteomics identifies components of transport, signal transduction and membrane trafficking. Plant Cell Physiol. 45, 1543-1556 (2004).
  2. Brown, D. A., Rose, J. K. Sorting of GPI-anchored proteins to glycolipid-enriched membrane subdomains during transport to the apical cell surface. Cell. 68, 533-544 (1992).
  3. Lanquar, V., et al. 15N-metabolic labeling for comparative plasma membrane proteomics in Arabidopsis cells. Proteomics. 7, 750-754 (2007).
  4. Kierszniowska, S., Walther, D., Schulze, W. X. Ratio-dependent significance thresholds in reciprocal 15N-labeling experiments as a robust tool in detection candidate proteins responding to biological treatment. Proteomics. 9, 1916-1924 (2009).
  5. Singer, S. J., Nicolson, G. L. The fluid mosaic model of the structure of cell membranes. Science. 175, 720-731 (1972).
  6. Simons, K., Ikonen, E. Functional rafts in cell membranes. Nature. 387, 569-5672 (1997).
  7. Baumgart, T., et al. Large-scale fluid/fluid phase separation of proteins and lipids in giant plasma membrane vesicles. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 104, 3165-3170 (2007).
  8. Silvius, J. R. Partitioning of membrane molecules between raft-and non raft-domains: insights from model membrane studies. Biochim. Biophys. Acta. 1746, 193-202 (2005).
  9. Tanner, W., Malinsky, J., Opekarova, M. In plant and animal cells, detergent-resistant membranes do not define functional membrane rafts. Plant Cell. , (2011).
  10. Lauwers, E., Andre, B. Association of yeast transporters with detergent-resistant membranes correlates with their cell-surface location. Traffic. 7, 1-15 (2006).
  11. Kierszniowska, S., Seiwert, B., Schulze, W. X. Definition of Arabidopsis sterol-rich membrane microdomains by differential treatment with methyl-ß-cyclodextrin and quantitative proteomics. Mol. Cell. Proteomics. 8, 612-623 (2009).
  12. Simons, K., Toomre, D. Lipid rafts and signal transduction. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 1, 31-39 (2000).
  13. Maeda, Y., Kinoshita, T. Structural remodeling, trafficking and functions of glycosylphosphatidylinositol-anchored proteins. Prog. Lipid Res. 50, (2011).
  14. Keinath, N. F., et al. PAMP-induced changes in plasma membrane compartmentalization reveal novel components of plant immunity. J. Biol. Chem. 285, 39140-39149 (2010).
  15. Stanislas, T., et al. Quantitative proteomics reveals a dynamic association of proteins to detergent resistant membranes upon elicitor signaling in tobacco. Mol. Cell. Proteomics. 8, 2186-2198 (2009).
  16. Minami, A., et al. Alterations in detergent-resistant plasma membrane microdomains in Arabidopsis thaliana during cold acclimation. Plant Cell Physiol. 50, 341-359 (2008).
  17. Pauly, M., Eberhard, S., Albersheim, P., Darvill, A., York, W. S. Effects of the mur1 mutation on xyloglucans produced by suspension-cultured Arabidopsis thaliana cells. Planta. 214, 67-74 (2001).
  18. Jouanneau, J. P., Peaud-Lenoel, C. Growth and synthesis of proteins in cell suspensions of a kinetin dependent tobacco. Physiol. Plant. 20, 834-850 (1967).
  19. Engelsberger, W. R., Erban, A., Kopka, J., Schulze, W. X. Metabolic labeling of plant cell cultures with K15NO3 as a tool for quantitative analysis of proteins and metabolites. Plant Methods. 2, 1-11 (2006).
  20. Arsova, B., Kierszniowska, S., Schulze, W. X. The use of heavy nitrogen in quantitative proteomics experiments in plants. Trends Plant Sci. 17, 102-112 (2012).
  21. Rappsilber, J., Ishihama, Y., Mann, M. Stop And Go Extraction tips for matrix-assisted laser desorption/ionization, nanoelectrospray, and LC/MS sample pretreatment in proteomics. Anal. Chem. 75, 663-670 (2003).
  22. Olsen, J. V., Macek, B. High accuracy mass spectrometry in large-scale analysis of protein phosphorylation. Methods Mol. Biol. 492, 131-142 (2009).
  23. Schroeder, M. J., Shabanowitz, J., Schwartz, J. C., Hunt, D. F., Coon, J. J. A neutral loss activation method for improved phosphopeptide sequence analysis by quadrupole ion trap mass spectrometry. Anal. Chem. 76, 3590-3598 (2004).
  24. Frese, C. K., et al. Improved peptide identification by targeted fragmentation using CID, HCD and ETD on an LTQ-Orbitrap Velos. Journal of Protrome Research. 10, 2377-2388 (2011).
  25. van Breukelen, B., vanden Toorn, H. W., Drugan, M. M., Heck, A. J. StatQuant: a post-quantification analysis toolbox for improving quantitative mass spectrometry. Bioinformatics. 25, 1472-1473 (2009).
  26. Zauber, H., Schulze, W. X. Proteomics wants cRacker: Automated standardized data analysis of LC/MS derived proteomic data. J. Proteome Res. 11, 5548-5555 (2012).
  27. Raffaele, S., Mongrand, S., Gamas, P., Niebel, A., Ott, T. Genome-wide annotation of remorins, a plant-specific protein family: Evolutionary and functional perspectives. Plant Physiol. 145, 593-600 (2007).
  28. Shah, M. B., Sehgal, P. B. Nondetergent isolation of rafts. Methods Mol. Biol. 398, 21-28 (2007).
  29. Persaud-Sawin, D. -. A., Lightcap, S., Harry, G. J. Isolation of rafts from mouse brain tissue by a detergent-free method. Journal of Lipid Research. 50, 759-767 (2009).
  30. Macdonald, L. J., Pike, L. J. A simplified method for the preparation of detergent-free lipid rafts. Journal of Lipid Research. 46, 1061-1067 (2005).
  31. Mühlhaus, T., Weiss, J., Hemme, D., Sommer, F., Schroda, M. Quantitative shotgun proteomics using a uniform 15N-labeled standard to monitor proteome dynamics in time course experiments reveals new insights into the heat stress response of Chlamydomonas reinhardtii. Mol. Cell. Proteomics. 10, M110.004739 (2011).
  32. Schulze, W., Usadel, B. Quantitation in mass-spectrometry-based proteomics. Annu. Rev. Plant Biol. 61, 491-516 (2010).
  33. Foster, L. J., de Hoog, C., Mann, M. Unbiased quantiative proteomics of lipid rafts reveales high specificity for signaling factors. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 100, 5813-5818 (2003).
  34. Lilley, K. S., Dupree, P. Plant organelle proteomics. Curr. Opin. Plant Biol. 10, 594-599 (2007).
  35. Sadowski, P. G., Groen, A. J., Dupree, P., Lilley, K. S. Sub-cellular localization of membrane proteins. Proteomics. 8, 3991-4011 (2008).
check_url/50535?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Szymanski, W. G., Kierszniowska, S., Schulze, W. X. Metabolic Labeling and Membrane Fractionation for Comparative Proteomic Analysis of Arabidopsis thaliana Suspension Cell Cultures. J. Vis. Exp. (79), e50535, doi:10.3791/50535 (2013).

View Video