Summary

자궁 적출술 검체에서 차 인간의 자궁 내막 기질 세포를 구축하는 두 가지 방법

Published: May 23, 2014
doi:

Summary

자궁 적출술 검체에서 기본 자궁 내막 기질 세포 배양 시스템을 구축하는 것은 이전의 연구 목표의 광대 한 배열을 추구하는 귀중한 생물 기술과 중요한 단계입니다. 여기서 우리는 인간의 환자의 수술 적 절제술 자궁 내막 조직에서 기질 문화를 설정하는 데 사용되는 두 가지 방법을 설명합니다.

Abstract

많은 노력이 체외 세포 배양 시스템의 구축에 전념하고 있습니다. 이러한 시스템은 생체 내 프로세스의 광대 한 번호를 모델로 설계되어 있습니다. 인간의 자궁 내막 샘플에서 발생하는 세포 배양 시스템도 예외는 아니다. 응용 프로그램은 정상적인 생리주기 프로세스에서 같은 부인과 암, 감염성 질환, 생식 결함으로 자궁 내막 병변의 범위. 여기, 우리는 수술 절제 자궁 적출술 검체에서 기본 자궁 내막 기질 세포를 확립하기위한 두 가지 방법을 제공합니다. 첫 번째 방법은 "스크래핑 방법"이라하고 두 번째 방법은 칭했다 반면 수술 또는 면도날을 사용하여 기계적 스크래핑 통합되는 "트립신 방법."이 후자의 방법은 세포의 분리 및 일차 홍보 트립신 효소 활성을 사용 세포 가지. 우리는 디지털 이미지와 현미경을 통해 단계별 방법을 설명한다. 우리는 또한 제공하기양적 실시간 중합 효소 연쇄 반응 (qPCR에) 및 면역 (IF)를 통해 자궁 내막 기질 세포 라인의 유효성을 검사하는 전자의 예입니다.

Introduction

인간의 자궁 체부는 세 개의 층, perimetrium (또는 장막), 자궁 근층 및 자궁 내막으로 구성되어 있습니다. 이들 층의 각각을 구별하는 것은 내막 세포주를 확립하는 중요한 단계이다. perimetrium은 자궁의 가장 바깥 층과 얇은 장액 세포로 구성. 근육층은 두꺼운 중간 자궁의 층과 평활근 세포로 구성된다. 자궁 내막은 자궁의 내부 층으로 식별하고 상피 및 간질 세포 집단을 포함한다.

자궁 내막은 또한 그 줄기 세포 인구는 약 28 일마다 1 functionalis 층을 다시 채울 가설 basalis 층으로 구분된다. 인간의 자궁 내막의 functionalis 층 호르몬 순환에 대한 응답으로 중요한 생화학 적 및 형태 학적 변화를 겪는다. 이 호르몬은 뇌하수체와 난소에서 파생됩니다.

생식주기의 조정 생산 및 호르몬 결과의 릴리스. 생식주기는 잠재적 인 배아 주입 이벤트에 대한 내막을 준비하도록 설계되었습니다. 인간의 생식주기는 "월경주기"라고하며 다음과 같은 세 가지 단계로 구분 – 증식, 분비, 월경. 분비 단계가 functionalis 성숙에 의해 표시되는 반면 증식 단계는 functionalis 자궁 내막 층의 확산을 포함한다. 특히, 세포 변화, 분비물, 그리고 세포 분화는 잠재적 인 주입 신호. 주입이 분비 단계의 끝 이전에 발생하지 않는 경우, functionalis의 자궁 내막 층은 생리 단계 흘렸다. 생리 및 functionalis 층의 흘리기를 트리거하는 이벤트의 중요성은 여전히​​ 논의되고있다. 인간에서는, 생리 알려진 특정 미드 분비 기 감별 이벤트의 결과라고 제기되었다"자연 탈락"2 등. 이 논문에서는, 양쪽 자궁 내막 세포 분리 방법에 대한 상세한 방법을 제공하며, 이러한 방법의 효능을 입증하기 위하여 면역 형광 및 디지털 이미지의 조합을 사용한다. 또, 일반적으로 적용 자궁 내막 세포 격리을 확인하기 위하여 자발 탈락의 시험 관내 모델에서 사용.

Protocol

이 원고에 사용 된 자궁 절제술 표본 IRB-HSR # 14424 번호가 대학 IRB 승인 윤리 프로토콜과 일치에 수집되었다. 임상 자료 1. 샘플 수집 시작하기 전에 정부와 기관 기반의 윤리 지침 및 승인 문서를 얻습니다. 무균 조건의 모든 단계를 실시한다. 샘플이 바로 문화에서 처리 할 수​​없는 경우 4 ° C에서 50 ML 튜브 미디어 (RPMI 또는 DMEM / 높은 포도당)의 환자…

Representative Results

프로토콜 섹션에 강조으로, 인간의 조직을 처리하고 준비 할 때 모든 기관 정부에서 방법, 윤리적 지침을 수행해야합니다. "긁는 방법"의 일반적인 워크 플로의 그림 (그림 1A) 및 기본 자궁 내막 문화를 설정하는 데 사용 "트립신 방법"(그림 1B)은이 원고에 포함되어 있습니다. 이들 방법은 프로토콜 섹션에서 ?…

Discussion

다른 그룹은 콜라게나 4,12,13,15-18를 활용 대부분의 자궁 내막 기질 문화의 제조 방법을 설명하고 적응. 이 논문에서, 우리는 경제적 인 이유와 트립신 및 / 또는 면도날의 편리한 이용 가능 여부 연구실로 활용 둘 중 두 가지 간단한 기본 자궁 내막 배양 방법에 대한 방법론과 증거를 제공했다.

우리의 두 가지 방법을 비교했을 때, 모두가 성공적으로 실행 가능한 차 문…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

우리는 그들의 이미징 및 현미경 장비의 사용을 위해 박사 타오 댕와 그녀의 실험실의 구성원의 공동 노력을 주셔서 감사합니다. 우리는 또한 자궁 조직으로 우리를 제공하기위한 Biorepository 및 조직 연구 시설 (BTRF) 코어, 제프 하퍼, 버지니아 대학에서 주민 감사합니다. 우리는 도식 개요와 도움 카롤 Szlachta 감사합니다.

Materials

0.25 Trypsin or 0.05% Trypsin  Hyclone  SH3023602 or SH30004202  
1.7 micro Centrifuge Tube   Genesee Scientific  22-272A 
1µl,20µl, 200ml and 1000µl Pipette   Genesee Scientific  24-401,24-402, 24-412, 24-430 
15ml Conical Tube  Hyclone  339650
50ml Conical Tube  Hyclone  339652
6cm Cell Culture Dish  Thermo scientific   12-556-002 
8 well Chambers  Thermo Scientific  AB-4162 
Acetate  Fisher scientific  C4-100 
AMV RT Enzyme/Buffer  Bio Labs  M077L 
Bovine Serum Albumin (BSA)  Fisher Scientific  BP-1605-100 
Buffered Zinc Formalin  Thermo  59201ZF 
Charcoal strip FBS  Fisher  NC9019735  
Chloroform  Fisher Scientific  BP1145-1
Cover slip  Fisher Brand   12-544D 
Cyclic AMP (cAMP)  Sigma  B7880
DMEM/High Glucose  Hyclone  SH30243FS 
dNTP  Bioline  BIO-39025 
Donkey Anti Goat -TRITC  Santa Cruz  SC-3855 
Donkey Serum  Jackson’s lab   017-000-002 
E Cadherin Antibody   Epitomics  1702-1
Ethanol  Fisher Scientific   BP2818-1
Fetal Bovine Serum (FBS)  Fisher Scientific 03-600-511 
Fungizone Amphotericin B  Gibco  15290-018 
GAPDH Probe  Life Technologies  HS99999905 
Glycogen  5Prime  2301440
Goat Anti Mouse -FITC  Jackson’s Lab  115-096-003 
Isopropanol  Fisher Scientific  BP2618-1
Kanamycin   Fisher Scientific  BP906-5 
Medroxyprogesterone acetate (MPA)  Sigma  M1629
MeOH (Methanol)  Fisher Scientific  A4-08-1 
Mounting Media (w/DAPI)  Vector Labratories  H-1500 
N6 DNA Oligos  Invitrogen 
Number 15 Scraper   BD  371615
Pan Cytokeratin  Mouse mAB  Cell Signaling   4545
PBS (phosphate buffered saline)  Fisher Scientific  BP-399-4 
Penicillin-Streptomycin Glutamine Solution 100X   Hyclone   SV30082.01 
PML Anti Goat Anti body  Santa Cruz  SC-9862 
Primer(s)  Eurofins 
RPMI  Hyclone   SH30027FS 
RPMI (Phenol free)  Gibco  11835
Sybr Green   Thermo Scientific  AB-4162 
Taqman  Thermo  AB-4138
Trizol  Life Technologies  15596018
Vimentin Antibody  Epitomics  4211-1

References

  1. Heller, D., Heller, D. . in The endometrium: a clinicopathologic approach. , 56-75 (1994).
  2. Emera, D., Romero, R., Wagner, G. The evolution of menstruation: a new model for genetic assimilation: explaining molecular origins of maternal responses to fetal invasiveness. Bioessays. 34, 26-35 (2011).
  3. Gudjonsson, T., Villadsen, R., Ronnov-Jessen, L., Petersen, O. W. Immortalization protocols used in cell culture models of human breast morphogenesis. Cell Mol Life Sci. 61, 2523-2534 (2004).
  4. Brosens, J. J., Hayashi, N., White, J. O. Progesterone receptor regulates decidual prolactin expression in differentiating human endometrial stromal cells. Endocrinology. 140, 4809-4820 (1999).
  5. Jones, M. C., et al. Regulation of the SUMO pathway sensitizes differentiating human endometrial stromal cells to progesterone. Proc Natl Acad Sci U S A. 103, 16272-16277 (2006).
  6. Salamonsen, L. A., et al. Proteomics of the human endometrium and uterine fluid: a pathway to biomarker discovery. Fertil Steril. 99, 1086-1092 (2013).
  7. Haouzi, D., Dechaud, H., Assou, S., De Vos, J., Hamamah, S. Insights into human endometrial receptivity from transcriptomic and proteomic data. Reprod Biomed Online. 24, 23-34 (2012).
  8. Chen, J. I., et al. Proteomic characterization of midproliferative and midsecretory human endometrium. J Proteome Res. 8, 2032-2044 (2009).
  9. Talbi, S., et al. Molecular phenotyping of human endometrium distinguishes menstrual cycle phases and underlying biological processes in normo-ovulatory women. Endocrinology. 147, 1097-1121 (2006).
  10. Punyadeera, C., et al. Oestrogen-modulated gene expression in the human endometrium. Cell Mol Life Sci. 62, 239-250 (2005).
  11. Ponnampalam, A. P., Weston, G. C., Susil, B., Rogers, P. A. Molecular profiling of human endometrium during the menstrual cycle. Aust N Z J Obstet Gynaecol. 46, 154-158 (2006).
  12. Zhang, L., Rees, M. C., Bicknell, R. The isolation and long-term culture of normal human endometrial epithelium and stroma. Expression of mRNAs for angiogenic polypeptides basally and on oestrogen and progesterone challenges. J Cell Sci. 108 (1), 323-331 (1995).
  13. Richards, R. G., Brar, A. K., Frank, G. R., Hartman, S. M., Jikihara, H. Fibroblast cells from term human decidua closely resemble endometrial stromal cells: induction of prolactin and insulin-like growth factor binding protein-1 expression). Biol Reprod. 52, 609-615 (1995).
  14. Gellersen, B., Brosens, J. Cyclic AMP and progesterone receptor cross-talk in human endometrium: a decidualizing affair. J Endocrinol. 178, 357-372 (2003).
  15. Marsh, M. M., Hampton, A. L., Riley, S. C., Findlay, J. K., Salamonsen, L. A. Production and characterization of endothelin released by human endometrial epithelial cells in culture. J Clin Endocrinol Metab. 79, 1625-1631 (1994).
  16. Siegfried, J. M., Nelson, K. G., Martin, J. L., Kaufman, D. G. Histochemical identification of cultured cells from human endometrium. In Vitro. 20, 25-32 (1984).
  17. Rawdanowicz, T. J., Hampton, A. L., Nagase, H., Woolley, D. E., Salamonsen, L. A. Matrix metalloproteinase production by cultured human endometrial stromal cells: identification of interstitial collagenase, gelatinase-A, gelatinase-B, and stromelysin-1 and their differential regulation by interleukin-1 alpha and tumor necrosis factor-alpha. J Clin Endocrinol Metab. 79, 530-536 (1994).
  18. Dimitriadis, E., Robb, L., Salamonsen, L. A. Interleukin 11 advances progesterone-induced decidualization of human endometrial stromal cells. Mol Hum Reprod. 8, 636-643 (2002).
  19. Sakai, N., et al. Involvement of histone acetylation in ovarian steroid-induced decidualization of human endometrial stromal cells. J Biol Chem. 278, 16675-16682 (2003).
  20. Logan, P. C., Ponnampalam, A. P., Steiner, M., Mitchell, M. D. Effect of cyclic AMP and estrogen/progesterone on the transcription of DNA methyltransferases during the decidualization of human endometrial stromal cells. Mol Hum Reprod. 19, 302-312 (2013).
  21. Tamura, I., et al. Induction of IGFBP-1 expression by cAMP is associated with histone acetylation status of the promoter region in human endometrial stromal cells. Endocrinology. 153, 5612-5621 (2012).
  22. . . American Society for Reproductive Medicine: Quick facts about infertility. , (2013).
  23. Salker, M., et al. Natural selection of human embryos: impaired decidualization of endometrium disables embryo-maternal interactions and causes recurrent pregnancy loss. PLoS One. 5, (2010).
check_url/51513?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Jividen, K., Movassagh, M. J., Jazaeri, A., Li, H. Two Methods for Establishing Primary Human Endometrial Stromal Cells from Hysterectomy Specimens. J. Vis. Exp. (87), e51513, doi:10.3791/51513 (2014).

View Video