Summary

La microinyección de transgénesis y Genoma edición en tres espinas espinosos

Published: May 13, 2016
doi:

Summary

Manipulaciones transgénicas y la edición del genoma son críticos para probar funcionalmente las funciones de los genes y elementos cis-regulador. Aquí se presenta un protocolo de microinyección detallado para la generación de modificaciones genómicas (incluyendo construcciones mediadas por Tol2 fluorescentes transgén reportero, Talens, y CRISPRs) para el modelo emergente de pescado, el espinoso de tres espinas.

Abstract

El pez espinoso de tres espinas se ha convertido en un potente sistema para estudiar la base genética de una amplia variedad de características morfológicas, fisiológicas y fenotipos de comportamiento. Las notablemente diversos fenotipos que han evolucionado a medida que las poblaciones marinas se adaptan a un sinnúmero de ambientes de agua dulce, junto con la capacidad de cruzar formas marinas y de agua dulce, proporcionan un sistema de vertebrados rara en la que la genética puede ser utilizado para mapear las regiones genómicas que controlan rasgos evolucionado. Excelentes recursos genómicos ya están disponibles, lo que facilita la disección genética molecular de los cambios evolucionados. Mientras que los experimentos de mapeo generar listas de genes candidatos interesantes, se requieren manipulaciones genéticas funcionales para poner a prueba las funciones de estos genes. La regulación génica puede ser estudiado con plásmidos informadores transgénicos y BACs integrados en el genoma utilizando el sistema de transposasa Tol2. Funciones de los genes candidatos específicos y cis-elementos reguladores pueden evaluarse mediante la inducción específicamutaciones con TALEN y CRISPR / Cas9 reactivos edición genoma. Todos los métodos requieren la introducción de ácidos nucleicos en fertilizados embriones stickleback una sola célula, una tarea que se hizo difícil por el espesor corion de embriones de espinosos y la relativamente pequeña y delgada de blastómeros. Aquí, un protocolo detallado para la microinyección de los ácidos nucleicos en embriones de espinosos se describe para aplicaciones transgénicas y edición de genoma para estudiar la expresión génica y la función, así como técnicas para evaluar el éxito de la transgénesis y recuperar líneas estables.

Introduction

Un componente fundamental de la comprensión de cómo surge la biodiversidad es la determinación de las bases genéticas y de desarrollo de los cambios fenotípicos evolucionado en la naturaleza. El pez espinoso de tres espinas, Gasterosteus aculeatus, se ha revelado como un excelente modelo para estudiar la base genética de la evolución. Espinosos han sufrido muchos cambios evolutivos de adaptación como los peces marinos han colonizado un sinnúmero de ambientes de agua dulce en todo el hemisferio norte, lo que resulta en morfológica dramática, fisiológicos y cambios de conducta 1. Los genomas de individuos de veintiún poblaciones de espinosos se han secuenciado y ensamblado, y un mapa de ligamiento de alta densidad se ha generado para mejorar aún más el conjunto de 2,3. Experimentos de mapeo genéticos han identificado regiones genómicas subyacente fenotipos evolucionado 4-6, y en unos pocos casos, el papel funcional de genes candidatos específicos se han probado 7,8. Un número de regiones genómicas que generan cambios morfológicos se han identificado con prometedores genes candidatos, pero estos candidatos no han sido aún probado funcionalmente 9 12 El. Además, los espinosos son modelos comunes para estudios de genética de poblaciones / genómica 13,14, 15 especiación, comportamiento, endocrinología 1 16 17, ecotoxicología, la inmunología y parasitología 18 19. Los estudios futuros en cada uno de estos campos se beneficiarán de la capacidad de realizar manipulaciones genéticas funcionales en los espinosos. Además de la manipulación de sus secuencias de codificación, las funciones de los genes candidatos pueden evaluarse mediante el estudio de sus secuencias cis-regulador y aumentando funcionalmente, disminuyendo o eliminando la expresión del gen candidato. Métodos de microinyección y la transgénesis en los espinosos están bien establecidos 7,8,20 y fueron inicialmente desarrollados usando una meganucleasa mediada21 método descrito por primera vez en 22 medaka. El método de microinyección modificado que aquí se presenta ha sido optimizada tanto para la transgénesis mediada por Tol2 y recientemente desarrollado reactivos de edición del genoma incluyendo Talens y CRISPRs.

Se cree que los cambios en los elementos cis-regulador a ser crítica para la evolución morfológica, como cis-regulador cambios pueden evitar las consecuencias negativas de las mutaciones pleiotrópicos 23 de codificación. Por lo tanto, las pruebas y la comparación de secuencias cis-regulador putativo se ha convertido en un objetivo central de un número creciente de estudios evolutivos. Además, la mayoría de las variantes de la enfermedad humanos son variantes de regulación 24,25 y sistemas modelo de vertebrados son muy necesarios para estudiar cis-regulador Función del elemento y la lógica. Los peces que fertilizar sus embriones externamente en un gran número de vertebrados ofrecen sistemas potentes para estudiar -Reglamento cis. El sistema de transposón Tol2, en el que foreign ADN de integrarse en el genoma está flanqueado por Tol2 transposasa sitios de unión y co-inyectados con ARNm transposasa Tol2, funciona con alta eficiencia para la integración con éxito plásmido construye en los genomas de peces 26 28. Típicamente, un promotor de potencial se clona aguas arriba de un promotor basal (como hsp70l 29) y el gen reportero fluorescente tal como EGFP (proteína fluorescente verde potenciada) o mCherry en una cadena principal de Tol2 y se inyecta con transposasa mRNA 26. La observación de la expresión del indicador fluorescente, ya sea en embriones o descendientes con transgenes integrados de forma estable inyectados, proporciona información acerca de la regulación espacial y temporal de la expresión génica impulsado por el potenciador putativo. En experimentos adicionales, potenciadores validados se pueden utilizar para conducir la sobreexpresión específica de tejido de genes de interés.

Para el análisis de las regiones cis-regulador más grandes, de alta calidad genoma a gran insertobibliotecas IC mediante cromosomas artificiales bacterianos (BAC) se han construido tanto para los peces espinosos marinos y de agua dulce 30. Estos BAC se pueden recombineered para reemplazar un gen con un gen indicador fluorescente en el contexto de un grande (150 a 200 kb) región genómica 31. El indicador fluorescente se expresa entonces en un patrón espacio-temporal según lo determinado por las secuencias reguladoras dentro de la CAV. Para los estudios en los peces, los sitios Tol2 se pueden añadir a la BAC para facilitar la integración genómica 32,33. En etapas posteriores del desarrollo cuando la hibridación in situ es técnicamente difícil, la lectura fluorescente de la BAC se puede utilizar para estudiar los patrones de expresión de genes, como se ha demostrado para la proteína morfogenética ósea 6 stickleback (BMP6) 20. Además, los patrones de expresión fluorescentes en un individuo pueden ser rastreados a través del tiempo, que no se puede lograr con la hibridación in situ. BAC también se puede utilizar para añadir un additional copia de una región genómica para aumentar la dosis de un gen de interés.

Para el estudio de la función génica, edición genoma es un campo en expansión explosiva que se puede utilizar para producir cambios dirigidos a secuencias genómicas en una amplia variedad de organismos 34. Transcripción nucleasas efectoras del tipo activador de (Talens) son nucleasas modulares, específicos de secuencia originalmente aisladas a partir de patógenos de plantas que pueden ser diseñados precisamente para unirse directamente a una secuencia genómica de elección y generar una doble hebra romper 35,36. Agrupados espaciadas regularmente repeticiones palindrómicas cortas (CRISPR) / sistemas CAS fueron encontrados originalmente en bacterias y usan una guía de ARN y la proteína Cas9 para generar una ruptura en una secuencia de ADN diana complementaria a la guía 37. La posterior reparación de la rotura de doble cadena creada por ambos Talens y CRISPRs menudo deja tras de sí una pequeña inserción o deleción, lo que puede alterar la función de la secuencia diana35-37. En los espinosos, Talens se han utilizado para alterar la expresión de genes por la orientación un promotor de 20, y ambos Talens y CRISPRs han producido con éxito mutaciones en las secuencias (datos no publicados) de codificación. Un protocolo detallado para la generación de CRISPRs para uso en el pez cebra se puede utilizar como una guía para desarrollar CRISPRs para los espinosos 38.

Transgénicos y genoma experimentos de edición requieren introducción de ácidos nucleicos en un embrión de una célula recién fertilizado. Mediante la introducción de la herramienta de transgén o de edición de genoma temprano en el desarrollo, se maximiza el número de células hijas genéticamente manipulados en el embrión. embriones inyectados se criban entonces visualmente para fluorescencia o molecularmente examinados para modificaciones del genoma. Si las células que contribuyen a la línea germinal están dirigidos con éxito, el transgén o mutación se pueden transmitir a un subconjunto de la descendencia, incluso cuando la letalidad post-inyección es alta. Los peces pueden ser de mosaico o outcrossedentrecruzan y su descendencia tamiza para recuperar los alelos mutantes o un transgén integrado de forma estable de interés. Este protocolo describe métodos para introducir los transgenes y reactivos de edición del genoma en embriones de espinosos de una sola célula y el seguimiento de las modificaciones que darán éxito.

Protocol

Todo el trabajo de los peces fue aprobado por el Comité de Cuidado y Uso de Animales Institucional de la Universidad de California en Berkeley (número de protocolo R330). 1. Preparar los ácidos nucleicos para Inyección Tol2 plásmido transgénesis (Adaptado de Fisher 26). Cortar 10 g de plásmido transposasa (PCS-39 TP) con 10 U de NotI en tampón suministrado durante 1 hora a 37 ° C para linealizar. Nota: Los acuerdos de transferencia de material pueden ser …

Representative Results

Para transgenes de genes informadores que tienen potenciador de la actividad, la inyección con éxito dará lugar a la expresión específica, celular del transgén (Figura 4A, 4C). Peces inyectados pueden ser outcrossed para producir líneas estables (ejemplo de una línea estable de BAC se muestra en la Figura 4B). La inyección de ADN en embriones de espinosos típicamente resulta en la letalidad mucho mayor que el ARN solo. Es típi…

Discussion

La inyección de embriones de espinosos de una sola célula para la transgénesis o la edición genoma presenta tres retos principales. En primer lugar, en relación con embriones de pez cebra, el pez espinoso embrionaria corion es difícil y, a menudo romper las agujas. Este problema puede superarse parcialmente mediante el uso de micropipetas de vidrio más gruesas y más fuertes y la inyección perpendicular al corion (véase el Protocolo, la Figura 2). Asegurar que tan poco agua como sea posible se …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabajo fue financiado en parte por el NIH R01 # DE021475 (CTM), una subvención del NIH predoctoral de Formación 5T32GM007127 (PAE), y una beca de investigación de Graduados de la NSF (NAE). Damos las gracias a Kevin Schwalbach para realizar recombinería y las inyecciones de BAC, Nick Donde para la generación de datos de secuenciación de Sanger CRISPR, y Katherine Lipari de información útil sobre el protocolo de inyección.

Materials

Stereomicroscope with transillumination Leica S6e/ KL300 LED
Manual micromanipulator Applied Scientific Instrumentation MM33 Marzhauser M33 Micromanipulator
Pressure Injecion system Applied Scientific Instrumentation MPPI-3
Back pressure unit Applied Scientific Instrumentation BPU
Micropipette holder kit Applied Scientific Instrumentation MPIP
Magnetic base holder Applied Scientific Instrumentation Magnetic base
Foot switch Applied Scientific Instrumentation FSW
Iron plate (magnetic base) Narishige IP
Flaming/Brown Micropipette Puller Sutter Instrument P-97
Disposable transfer pipettes Fisher 13-711-7M
0.5% phenol red in DPBS Sigma  P0290 injection tracer
#5 forceps, biologie dumoxel  Fine Science Tools 11252-30 for needle breaking
Micropipette Storage Jar World Precision Instruments E210 holds needles
6", 6 teeth per inch plaster drywall saw Lenox 20571 (S636RP) hold eggs for injection
13 cm x 13 cm glass plate any hardware store
Borosilicate glass capillaries, 1.0 mm OD/0.58 mm ID  World Precision Instruments 1B100-F4 *harder glass than zebrafish injection capillaries
150 x 15mm petri dish Fisher FB0875714 raise stickleback embryos
35 x 10mm petri dish Fisher 08-757-100A store eggs pre-injection
Instant Ocean Salt Instant Ocean SS15-10
Sodium Bicarbonate Sigma S5761-500G
Tricaine methanesulfonate/MS-222 Western Chemical Inc MS222 fish anaesthesia/euthanasia
Sp6 transcription kit Ambion AM1340 For transcription of TALENs and transposase mRNA
RNeasy cleanup kit Qiagen 74104 purify transposase or TALEN RNA
QiaQuick PCR cleanup kit Qiagen 28104 clean up plasmids for injection
Proteinase K 20 mg/ml Ambion AM2546 for DNA preparation
Nucleobond BAC 100 kit Clontech 740579 for BAC DNA preparation
NotI NEB R0189L
Phusion polymerase Fisher F-530L
Qiagen PlasmidPlus Midi kit Qiagen 12943 contains endotoxin rinse buffer
QIAQuick Gel Extraction Qiagen 28704  for sequencing induced mutations
Phenol:chloroform:Isoamyl alcohol Sigma P2069-100ML
Sodium acetate Sigma S2889-250G
Ethanol (molecular biology grade) Sigma E7023-500ML
Agarose Sigma A9539
50X Tris-acetate-EDTA buffer ThermoFisher B49
0.5-10KbRNA ladder ThermoFisher 15623-200
Nanodrop  Spectrophotometer Thermo Scientific Nanodrop 2000
Paraformaldehyde Sigma 158127-500G
10X PBS ThermoFisher 70011-044
1kb Plus DNA Ladder ThermoFisher 10787-018
Potassium Chloride Sigma P9541-500G
Magnesium Chloride Sigma M8266-100G
NP-40 ThermoFisher 28324
Tween 20 Sigma P1379-500ML
Tris pH 8.3 Teknova T1083
12-strip PCR tube Thermo Scientific AB-1113

References

  1. Bell, M. A., Foster, S. A. . The Evolutionary Biology of the Threespine Stickleback. , (1994).
  2. Jones, F. C., et al. The genomic basis of adaptive evolution in threespine sticklebacks. Nature. 484 (7392), 55-61 (2012).
  3. Glazer, A. M., Killingbeck, E. E., Mitros, T., Rokhsar, D. S., Miller, C. T. Genome assembly improvement and mapping convergently evolved skeletal traits in sticklebacks with Genotyping-by-Sequencing. G3. 5 (7), 1463-1472 (2015).
  4. Miller, C. T., et al. Modular skeletal evolution in sticklebacks is controlled by additive and clustered quantitative trait Loci. Genetics. 197 (1), 405-420 (2014).
  5. Shapiro, M. D., et al. Genetic and developmental basis of evolutionary pelvic reduction in threespine sticklebacks. Nature. 428 (6984), 717-723 (2004).
  6. Colosimo, P. F., et al. Widespread parallel evolution in sticklebacks by repeated fixation of Ectodysplasin alleles. Science. 307 (5717), 1928-1933 (2005).
  7. Chan, Y. F., et al. Adaptive evolution of pelvic reduction in sticklebacks by recurrent deletion of a Pitx1 enhancer. Science. 327 (5963), 302-305 (2010).
  8. O’Brown, N. M., Summers, B. R., Jones, F. C., Brady, S. D., Kingsley, D. M. A recurrent regulatory change underlying altered expression and Wnt response of the stickleback armor plates gene EDA. eLife. , e05290 (2015).
  9. Cleves, P. A., et al. Evolved tooth gain in sticklebacks is associated with a cis-regulatory allele of Bmp6. Proc. Natl. Acad. Sci. 111 (38), 13912-13917 (2014).
  10. Erickson, P. A., Glazer, A. M., Cleves, P. A., Smith, A. S., Miller, C. T. Two developmentally temporal quantitative trait loci underlie convergent evolution of increased branchial bone length in sticklebacks. Proc. R. Soc. Lond. B Biol. Sci. 281 (1788), 20140822 (2014).
  11. Glazer, A. M., Cleves, P. A., Erickson, P. A., Lam, A. Y., Miller, C. T. Parallel developmental genetic features underlie stickleback gill raker evolution. EvoDevo. 5 (1), (2014).
  12. Ellis, N. A., et al. Distinct developmental and genetic mechanisms underlie convergently evolved tooth gain in sticklebacks. Development. 142, 2442-2451 (2015).
  13. Hohenlohe, P. A., Bassham, S., Currey, M., Cresko, W. A. Extensive linkage disequilibrium and parallel adaptive divergence across threespine stickleback genomes. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B Biol. Sci. 367 (1587), 395-408 (2012).
  14. Hohenlohe, P. A., et al. Population genomics of parallel adaptation in threespine stickleback using sequenced RAD tags. PLoS Genet. 6 (2), e1000862 (2010).
  15. McKinnon, J. S., Rundle, H. D. Speciation in nature: the threespine stickleback model systems. Trends Ecol. Evol. 17 (10), 480-488 (2002).
  16. Shao, Y. T., et al. Androgen feedback effects on LH and FSH, and photoperiodic control of reproduction in male three-spined sticklebacks, Gasterosteus aculeatus. Gen. Comp. Endocrinol. 182, 16-23 (2013).
  17. Katsiadaki, I., et al. Three-spined stickleback: an emerging model in environmental endocrine disruption. Environ. Sci. Int. J. Environ. Physiol. Toxicol. 14 (5), 263-283 (2007).
  18. Lenz, T. L., Eizaguirre, C., Rotter, B., Kalbe, M., Milinski, M. Exploring local immunological adaptation of two stickleback ecotypes by experimental infection and transcriptome-wide digital gene expression analysis. Mol. Ecol. 22 (3), 774-786 (2013).
  19. Barber, I. Sticklebacks as model hosts in ecological and evolutionary parasitology. Trends Parasitol. 29 (11), 556-566 (2013).
  20. Erickson, P. A., et al. A 190 base pair, TGF-β responsive tooth and fin enhancer is required for stickleback Bmp6 expression. Dev. Biol. 401 (2), 310-323 (2015).
  21. Hosemann, K. E., Colosimo, P. F., Summers, B. R., Kingsley, D. M. A simple and efficient microinjection protocol for making transgenic sticklebacks. Behaviour. 141 (11/12), 1345-1355 (2004).
  22. Thermes, V., et al. I-SceI meganuclease mediates highly efficient transgenesis in fish. Mech. Dev. 118 (1-2), 91-98 (2002).
  23. Carroll, S. B. Evo-Devo and an expanding evolutionary synthesis: a genetic theory of morphological evolution. Cell. 134 (1), 25-36 (2008).
  24. Maurano, M. T., et al. Systematic localization of common disease-associated variation in regulatory DNA. Science. 337 (6099), 1190-1195 (2012).
  25. Hindorff, L. A., et al. Potential etiologic and functional implications of genome-wide association loci for human diseases and traits. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 106 (23), 9362-9367 (2009).
  26. Fisher, S., et al. Evaluating the biological relevance of putative enhancers using Tol2 transposon-mediated transgenesis in zebrafish. Nat. Protoc. 1 (3), 1297-1305 (2006).
  27. Kawakami, K., Shima, A., Kawakami, N. Identification of a functional transposase of the Tol2 element, an Ac-like element from the Japanese medaka fish, and its transposition in the zebrafish germ lineage. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 97 (21), 11403-11408 (2000).
  28. Kikuta, H., Kawakami, K. Transient and stable transgenesis using Tol2 transposon vectors. Methods in Moleculario Biology: Zebrafish. , 69-84 (2009).
  29. Halloran, M. C., et al. Laser-induced gene expression in specific cells of transgenic zebrafish. Dev. Camb. Engl. 127 (9), 1953-1960 (2000).
  30. Kingsley, D. M., et al. New genomic tools for molecular studies of evolutionary change in threespine sticklebacks. Behaviour. 141 (11/12), 1331-1344 (2004).
  31. Mortlock, D. P., Guenther, C., Kingsley, D. M. A general approach for identifying distant regulatory elements applied to the Gdf6 gene. Genome Res. 13 (9), 2069-2081 (2003).
  32. Suster, M. L., Abe, G., Schouw, A., Kawakami, K. Transposon-mediated BAC transgenesis in zebrafish. Nat. Protoc. 6 (12), 1998-2021 (2011).
  33. Suster, M. L., Sumiyama, K., Kawakami, K. Transposon-mediated BAC transgenesis in zebrafish and mice. BMC Genomics. 10 (1), 477 (2009).
  34. Kim, H., Kim, J. S. A guide to genome engineering with programmable nucleases. Nat. Rev. Genet. 15 (5), 321-334 (2014).
  35. Cermak, T., et al. Efficient design and assembly of custom TALEN and other TAL effector-based constructs for DNA targeting. Nucleic Acids Res. 39 (17), (2011).
  36. Miller, J. C., et al. A TALE nuclease architecture for efficient genome editing. Nat. Biotechnol. 29 (2), 143-148 (2011).
  37. Jinek, M., et al. A programmable dual-RNA-guided DNA endonuclease in adaptive bacterial immunity. Science. 337 (6096), 816-821 (2012).
  38. Talbot, J. C., Amacher, S. L. A streamlined CRISPR pipeline to reliably generate zebrafish frameshifting alleles. Zebrafish. 11 (6), 583-585 (2014).
  39. Kawakami, K., et al. A Transposon-Mediated Gene Trap Approach Identifies Developmentally Regulated Genes in Zebrafish. Dev. Cell. 7 (1), 133-144 (2004).
  40. Green, M. R., Sambrook, J. . Molecular cloning a laboratory manual. , (2012).
  41. Villefranc, J. A., Amigo, J., Lawson, N. D. Gateway compatible vectors for analysis of gene function in the zebrafish. Dev. Dyn. 236 (11), 3077-3087 (2007).
  42. Doyle, E. L., et al. TAL Effector-Nucleotide Targeter (TALE-NT) 2.0: tools for TAL effector design and target prediction. Nucleic Acids Res. 40 (W1), W117-W122 (2012).
  43. Untergasser, A., et al. Primer3-new capabilities and interfaces. Nucleic Acids Res. 40 (15), e115 (2012).
  44. Westerfield, M. . The Zebrafish Book: A Guide for the Laboratory Use of Zebrafish (Danio rerio) . , (2007).
  45. Dale, R. M., Topczewski, J. Identification of an evolutionarily conserved regulatory element of the zebrafish col2a1a. Dev. Biol. 357 (2), 518-531 (2011).
  46. Ran, F. A., et al. Genome engineering using the CRISPR-Cas9 system. Nat. Protoc. 8 (11), 2281-2308 (2013).
  47. Qi, L. S., et al. Repurposing CRISPR as an RNA-guided platform for sequence-specific control of Gene expression. Cell. 152 (5), 1173-1183 (2013).

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Cite This Article
Erickson, P. A., Ellis, N. A., Miller, C. T. Microinjection for Transgenesis and Genome Editing in Threespine Sticklebacks. J. Vis. Exp. (111), e54055, doi:10.3791/54055 (2016).

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