Summary

الفوسفور 31 الرنين المغناطيسي الطيفي: أداة لقياس<em> في فيفو</em> القدرة الميتوكوندريا الفسفرة التأكسدية في العضلات الهيكلية البشرية

Published: January 19, 2017
doi:

Summary

This work demonstrates the feasibility of an in vivo phosphorus-31 magnetic resonance spectroscopy (31PMRS) technique to quantify mitochondrial oxidative phosphorylation (OXPHOS) capacity in human skeletal muscle.

Abstract

Skeletal muscle mitochondrial oxidative phosphorylation (OXPHOS) capacity, which is critically important in health and disease, can be measured in vivo and noninvasively in humans via phosphorus-31 magnetic resonance spectroscopy (31PMRS). However, the approach has not been widely adopted in translational and clinical research, with variations in methodology and limited guidance from the literature. Increased optimization, standardization, and dissemination of methods for in vivo 31PMRS would facilitate the development of targeted therapies to improve OXPHOS capacity and could ultimately favorably impact cardiovascular health. 31PMRS produces a noninvasive, in vivo measure of OXPHOS capacity in human skeletal muscle, as opposed to alternative measures obtained from explanted and potentially altered mitochondria via muscle biopsy. It relies upon only modest additional instrumentation beyond what is already in place on magnetic resonance scanners available for clinical and translational research at most institutions. In this work, we outline a method to measure in vivo skeletal muscle OXPHOS. The technique is demonstrated using a 1.5 Tesla whole-body MR scanner equipped with the suitable hardware and software for 31PMRS, and we explain a simple and robust protocol for in-magnet resistive exercise to rapidly fatigue the quadriceps muscle. Reproducibility and feasibility are demonstrated in volunteers as well as subjects over a wide range of functional capacities.

Introduction

والهدف من هذا العمل هو الخطوط العريضة لطريقة استنساخه لقياس noninvasively في الجسم الحي العضلات والهيكل العظمي وظيفة الميتوكوندريا في الأفراد تمتلك مجموعة واسعة من القدرات. ضعف الميتوكوندريا الشاذة هو السمة المميزة لمجموعة واسعة من متلازمات الأيض والأمراض الوراثية، من الأمراض الشائعة مثل الشيخوخة ومرض السكري واضطرابات نادرة مثل رنح فريدريك.

متلازمة التمثيل الغذائي والميتوكوندريا الجنسي لدى الرجال

وقد تبين أن متلازمة التمثيل الغذائي لتعطيل وظيفة الميتوكوندريا، خفض الهيكل العظمي OXPHOS العضلات، ويؤدي إلى تخزين الدهون خارج الرحم في العضلات والهيكل العظمي 1 و 2. العضيات كما حرجة تنظيم التمثيل الغذائي والتوازن الطاقة، وتورط الميتوكوندريا في الفيزيولوجيا المرضية للسمنة 5 مقاومة الأنسولين </sup>، داء السكري نوع 2 (T2DM) المتعلقة بالسكري الدقيقة 8 و 9 و 10 و 11 و مضاعفات الأوعية الكبيرة 12، 13، وغير الكحولية مرض الكبد الدهني (NAFLD) 14، 15، 16، من بين أمور أخرى .Insulin يتميز مقاومة التغيرات العميقة في الهيكل العظمي نشاط العضلات الميتوكوندريا، بما في ذلك انخفاض الميتوكوندريا حمض الكربوكسيليك (TCA) معدل التدفق، ومعدل التوليف اعبي التنس المحترفين، وسينسيز سترات وNADH: O 2 النشاط مؤكسدة مختزلة 5. إحدى الفرضيات هي أن هذه التعديلات يمكن أن يعزى إلى تراكم الأحماض الدهنية الحرة (FFA) الأيض في العضلات، والتي يتم زيادتها بشكل ملحوظ خلال السمنة وغيرها من السمنة-صالأمراض معجبا 17. تعرض العضلات لFFAs مرتفعة وسيطة الدهون يمكن أن تقلل من التعبير عن الجينات في التأكسدي مسار الدهون وكذلك دورة TCA وسلسلة الإلكترون النقل (ETC) 18. ويرافق هذا الانخفاض في الميتوكوندريا قدرة العضلات والهيكل العظمي OXPHOS في وضع الزائد الدهون نتيجة لانخفاض في الكمي (المحتوى ونشوء حيوي الميتوكوندريا) 19 وظيفة النوعية من العضلات والهيكل العظمي الميتوكوندريا 20. تعريض العضلات والهيكل العظمي وmyocytes لFFAs يؤدي إلى مقاومة شديدة الأنسولين، ويرتبط زيادة امتصاص الغذاء مقابل الأصول في العضلات مع مقاومة الانسولين في كل من البشر والقوارض 21. وقد أظهرت سيراميد سيطة الدهون ومادة ال diacylglycerol (داج) لتحول دون مباشرة مسار الانسولين الإشارات عن طريق تغيير النشاط من تحركات، مثل البروتين كيناز ج والبروتوكول الاضافيعين كيناز ب 21. لذلك، يبدو أن الجزيئات المستمدة من الدهون للعب دور بارز في تطوير الهيكل العظمي مقاومة العضلات الأنسولين وT2DM. ومع ذلك، فإنه لا يزال من غير الواضح ما إذا كانت التغيرات في قدرة الميتوكوندريا هي سبب أو نتيجة لمقاومة الأنسولين (22).

فريدريش في رنح والميتوكوندريا الجنسي لدى الرجال

OXPHOS انخفضت يمكن أيضا أن ينشأ من عيوب وراثية. ترنح فريدريك ل(FA)، والشكل الأكثر شيوعا من رنح وراثي، هو اضطراب وراثي يسببه طفرة في frataxin (FXN) الجينات، مما أدى إلى تراكم الحديد داخل الميتوكوندريا، وإنتاج أنواع الاكسجين التفاعلية، والشذوذ من الفسفرة التأكسدية 23، 24، 25، 26. وقد أدى هذا الاكتشاف مهم لتطوير العلاجات المستهدفة، حركتيح يهدف إلى تحسين وظيفة الميتوكوندريا في المستوى دون الخلوي. وعلى الرغم من هذا الفهم، فقد كان هناك تطور محدودة في الجسم الحي، المؤشرات الحيوية استنساخه للبحوث السريرية الاتحاد الانجليزي. في الواقع، يشكل عائقا حاسما في تقييم فعالية من العلاجات المستهدفة في كرة القدم هو عدم القدرة على تتبع التغيرات في وظيفة الميتوكوندريا. تدابير الوظيفية الحالية، على سبيل المثال، يمكن تحديد انخفاض النتاج القلبي. ومع ذلك، أنهم غير قادرين على تحديد المستوى الذي يحدث اختلال وظيفي (الشكل 1). تطوير علامة موثوقة وظيفة الميتوكوندريا التي يمكن استخدامها لتحديد وتقييم تطور المرض في ترنح فريدريك هي حيوية لقياس تأثير الآلية ذات الصلة من العلاجات المستهدفة.

OXPHOS ضعف وضعف القلب

وظيفة الميتوكوندريا الشاذة، سواء المكتسبة أو الوراثية، يمكن أن تسهم في تنمية أو تطور كارداتميلان الخلل. في ظل ظروف الزائد الضغط وقصور القلب، ومفاتيح الركيزة تفضيل الطاقة الأولية من الاتحاد الاسترالي لالجلوكوز. ويرتبط هذا مع انخفاض النشاط ETC والفسفرة التأكسدية 27. الفيزيولوجيا المرضية من الطاقة الحيوية الميتوكوندريا في ضعف القلب يمكن أن تكون مختلفة اعتمادا على مصدر رئيسي للخلل الميتوكوندريا. السكري ومتلازمة التمثيل الغذائي النتائج في شذوذ الميتوكوندريا في عضلة القلب، مثل نشوء حيوي واختلال في واستقلاب الأحماض الدهنية، مما يؤدي إلى انخفاض مرونة الركيزة، وكفاءة الطاقة، وفي نهاية المطاف، اختلال وظيفي الانبساطي 28 و 29. في كرة القدم، من ناحية أخرى، فإن النتائج نقص frataxin في تراكم الحديد في الميتوكوندريا كبير في العضلية 30 و 31. تراكم الحديد يؤدي إلى إنتاج الجذور الحرة من خلال رد فعل فنتون 32 </ سوب> ويزيد من فرصة حدوث ضرر cardiomyocyte الجذور الحرة التي يسببها. ويرتبط تراكم الحديد داخل الميتوكوندريا أيضا مع زيادة الحساسية للالاكسدة وانخفاض القدرة التأكسدي 30 و 31. تراكم الحديد واللاحقة وظيفة الميتوكوندريا الشاذة، وذلك بسبب نقص frataxin، ولذا قد يكون مسؤولا عن إنتاج الطاقة في القلب وضعف عضلة القلب والتي لوحظت في الاتحاد الانجليزي 33 و 34. ومن المثير للاهتمام أيضا أن نلاحظ أن انخفاض قدرة التأكسدي في الميتوكوندريا العضلات والهيكل العظمي يوازي التعصب ممارسة الرياضة وخفض قدرة التمثيل الغذائي في فشل القلب (HF) 35. قياس قدرة العضلات والهيكل العظمي OXPHOS، كما هو مفصل في هذه الوثيقة، هو للتنفيذ بسهولة وقوية. إلى جانب أهمية OXPHOS الهيكل العظمي والعضلات في HF، هذه الميزات تجعل من العلامات البيولوجية جذابة في دراسات شاملة من يسمعمرض ر 36.

OXPHOS ضعف وضعف القلب المصاحب ليست الجانب غير منطقي من التمثيل الغذائي وأمراض الميتوكوندريا. المواضيع مع مرض السكري وأمراض التمثيل الغذائي أكثر عرضة لخطر أعلى للإصابة بمرض القلب والأوعية الدموية ويكون معدل الوفيات بعد احتشاء عضلة القلب (MI) 37، 38، 39، 40، 41؛ أكثر من نصف المواد الاتحاد الانجليزي لديهم اعتلال عضلة القلب، ويموت كثير من عدم انتظام ضربات القلب أو فشل القلب 42. لذلك، وتحديد حجم خفض OXPHOS لا يمكن أن تسمح فقط للكشف المبكر وعلاج ضعف القلب، ولكن يمكن أيضا أن تخفيف عبء السريري كبيرا في هذه الأمراض.

العلاجات المستهدفة لزيادة القدرة مباشرة OXPHOS هي منطقة واعدة لتحسين معاملة من الموضوعات، عرجذر سبب الخلل الأيضي الوراثي أو مكتسبة. حاليا، وتطوير رواية استهدفت الأدوية التي إما تخفيف اختلال وظيفة الميتوكوندريا 43 أو تصحيح الخلل الجيني الرئيسي 44 يمكن تحسين خاصية الطاقة الحيوية مختل من الاتحاد الانجليزي. في حالة ضعف الميتوكوندريا المكتسبة، ويمكن زيادة النشاط البدني يحسن الميتوكوندريا وظيفة 45، 46، 47.

31 الفوسفور التحليل الطيفي بالرنين المغناطيسي والعلامات البيولوجية غير الغازية وظيفة الميتوكوندريا

بغض النظر عن العلاج اختبارها، متكامل في تقييم المجراة من الطاقة الحيوية العضلات والهيكل العظمي هو أداة حاسمة لتقييم أثر التدخلات المستهدفة، وخاصة في المواضيع مع التعصب ممارسة شديد أو عدم القدرة على الخضوع METABO التقليديةيسانس الاختبار. التحليل الطيفي بالرنين المغناطيسي ضبطها لالفوسفور (31 PMRS)، نواة الذاتية الموجودة في مختلف ركائز عالية الطاقة داخل الخلايا في جميع أنحاء الجسم، وقد استخدم لتحديد قدرة الأكسدة الميتوكوندريا باستخدام مجموعة متنوعة من الأساليب، بما فيها من المغناطيس بروتوكولات ممارسة استرداد و تنشيط العضلات بروتوكولات 48. البروتوكولات ممارسة استرداد تعتمد على مجموعة متنوعة من الأجهزة التي تتراوح في التعقيد من ergometers التصوير بالرنين المغناطيسي المتوافقة التي تنظم وقياس عبء العمل إلى تكوينات بسيطة من الأشرطة ومنصات السماح للانفجار من نوع مقاوم وممارسة شبه ثابتة. واحد من الأهداف الرئيسية في أي من هذه البروتوكولات هو لإنتاج الطاقة الخلل الذي تم تلبية الطلب على أدينوسين ثلاثي الفوسفات (ATP) في البداية من خلال انهيار الأنزيمية من فسفوكرياتين (PCR) عن طريق الكرياتين كيناز رد فعل 49. على وقف ممارسة الرياضة، ويهيمن على معدل إنتاج ATP عن طريق هواتف التأكسديsphorylation ويمثل الحد الأقصى في قدرة الجسم الحي من الميتوكوندريا 50. وعلاوة على ذلك، OXPHOS خلال الانتعاش بعد ممارسة يمكن وصفها من قبل من الدرجة الأولى معدل التفاعل 51. وبالتالي، يمكن الانتعاش بعد ممارسة من PCR يكون كميا عن طريق تركيب لثابت الوقت الأسي (τ PCR)، مع القيم أصغر من τ PCR تمثل قدرات أكبر لتخليق الأكسدة اعبي التنس المحترفين. وقد بذلت جهود كبيرة للتحقق من صحة 31 PMRS ضد المجراة سابقا والمزيد من التدابير المباشرة من OXPHOS وإظهار مدى انطباق السريرية المحتملة لهذه التقنية 52، 53، 54، 55.

والجدير بالذكر أن بروتوكول الموصوفة في هذا العمل يمكن تنفيذها على الماسحات الضوئية سريريا المتاحة، وأنه تم التحقق من صحتها على نطاق واسع والعلامات البيولوجية س موسعو وظيفة الميتوكوندريا 56. ومع ذلك، بروتوكول PMRS ممارسة 31 الأمثل لتطبيقها على الأفراد مع بالقسوة متفاوتة من ضعف الاعصاب أو التنقل لم راسخة 57. ومن شأن واضحة المعالم، على نطاق واسع، ينطبق بروتوكول ممارسة الرياضة و31 تقنية PMRS تكون مفيدة بشكل خاص في تقييم الأمراض مع تشوهات الأساسية في وظيفة الميتوكوندريا.

واستكشفت عدة دراسات سابقة تطبيقات التقنيات غير الغازية لتحديد وظيفة الميتوكوندريا في الموضوعات. على سبيل المثال، أظهرت هذه التقنيات OXPHOS ضعف في المواضيع مع السكري من النوع 2 36. ودي وآخرون. أول اختبار جدوى تقنيات PMRS في الموضوعات مع الاتحاد الانجليزي وجدنا أن 1) عيب وراثي جوهري في كرة القدم يضعف الهيكل العظمي OXPHOS العضلات و2) عدد غا الثلاثي يكرر غير متناسبة عكسيا مع العضلات والهيكل العظمي ياXPHOS 33. وفي الآونة الأخيرة، Nachbauer وآخرون. PMRS تستخدم كمقياس نتائج الثانوية في محاكمة المخدرات الاتحاد الانجليزي مع 7 الموضوعات. كانت أوقات الانتعاش PCR لفترة أطول كثيرا في موضوعات مقارنة مع الضوابط، التأكيد على العمل لودي في وقت سابق، ويشير إلى أن الآثار التعبير frataxin الشاذة في كرة القدم يمكن أن يؤدي إلى انخفاض في قدرة الميتوكوندريا التي يمكن كشفها باستخدام تقنيات PMRS 58.

وسائل موثوق بها لتحديد كاف في الجسم الحي وظيفة العضلات والهيكل العظمي في وفعالة من حيث التكلفة، وبطريقة قابلة للتكرار الممكنة حاسمة لتحسين النتائج تخضع في مجموعة من الأمراض التي تؤثر على وظيفة الميتوكوندريا.

ويبين هذا العمل إجراء قوي للحصول على المجراة القدرة القصوى الأكسدة من الهيكل العظمي والعضلات باستخدام 31 PMRS. بروتوكول ممارسة في المغناطيس هو جيد التحمل من قبل الأفراد تغطي مجموعة واسعة من المادية وfunctionaقدرات لتر وتتيح الإعداد موضوع مبسط باستخدام معدات غير مكلفة وعلى نطاق واسع المتاحة.

Protocol

تمت الموافقة على هذا البروتوكول من قبل ويتبع المبادئ التوجيهية للمجلس المراجعة المؤسسية جامعة ولاية أوهايو لأبحاث تجرى على البشر. ومن الأهمية بمكان أن جميع الإجراءات التي تنطوي على المعدات MR يتم تنفيذها من قبل الموظفين المدربين تدريبا كافيا الالتزام بأعلى معايير ا…

Representative Results

دراسة التكاثر ستة متطوعين (4 رجال و 2 نساء، متوسط العمر: 24.5 ± 6.2 سنوات) مع عدم وجود القلب المبلغ عنها ذاتيا، الأيض، أو أمراض الميتوكوندريا خضع دورات وصفها 31 PMRS ممارسة الرياضة والتص?…

Discussion

وتصف هذه الورقة بروتوكول قياسي لمدة 31 PMRS الفحص التي تتيح في الجسم الحي القياس التسلسلي وموسع من الهيكل العظمي والعضلات وظيفة الميتوكوندريا. بروتوكول يحمل نداء كبيرا عند النظر في اتساع التحقيقات التي تستهدف العبء المتزايد من متلازمة التمثيل الغذائي والتي…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was supported in part by a Davis Heart and Lung Research Institute Trifit Award, as well as by the Intramural Research Program of the NIH National Institute on Aging.

Materials

1.5 T MR Scanner Siemens manufacturer will not affect results
10 cm 31P transmit-receive coil, 1.5T compatible PulseTeq manufacturer will not affect results
3 fl oz Baby Oil Johnson & Johnson manufacturer will not affect results
Foam triangle cushion (Knee) Siemens manufacturer will not affect results
(3) plastic buckle resistive straps; table to table Siemens manufacturer will not affect results
(1) plastic buckle resistive strap; self-connecting Siemens

References

  1. Eckel, R. H., Alberti, K. G., Grundy, S. M., Zimmet, P. Z. The metabolic syndrome. Lancet. 375 (9710), 181-183 (2010).
  2. Shulman, G. I. Ectopic fat in insulin resistance, dyslipidemia, and cardiometabolic disease. N Engl J Med. 371 (12), 1131-1141 (2014).
  3. Holmstrom, M. H., Iglesias-Gutierrez, E., Zierath, J. R., Garcia-Roves, P. M. Tissue-specific control of mitochondrial respiration in obesity-related insulin resistance and diabetes. Am J Physiol Endocrinol Metab. 302 (6), 731-739 (2012).
  4. Jheng, H. F., et al. Mitochondrial fission contributes to mitochondrial dysfunction and insulin resistance in skeletal muscle. Mol Cell Biol. 32 (2), 309-319 (2012).
  5. Petersen, K. F., et al. Mitochondrial dysfunction in the elderly: possible role in insulin resistance. Science. 300 (5622), 1140-1142 (2003).
  6. Kelley, D. E., He, J., Menshikova, E. V., Ritov, V. B. Dysfunction of mitochondria in human skeletal muscle in type 2 diabetes. Diabetes. 51 (10), 2944-2950 (2002).
  7. Liu, R., et al. Impaired mitochondrial dynamics and bioenergetics in diabetic skeletal muscle. PLoS One. 9 (3), 92810 (2014).
  8. Ha, H., Hwang, I. A., Park, J. H., Lee, H. B. Role of reactive oxygen species in the pathogenesis of diabetic nephropathy. Diabetes Res Clin Pract. 82, 42-45 (2008).
  9. Akude, E., et al. Diminished superoxide generation is associated with respiratory chain dysfunction and changes in the mitochondrial proteome of sensory neurons from diabetic rats. Diabetes. 60 (1), 288-297 (2011).
  10. Fernyhough, P. Mitochondrial dysfunction in diabetic neuropathy: a series of unfortunate metabolic events. Curr Diab Rep. 15 (11), 89 (2015).
  11. Chen, M., Wang, W., Ma, J., Ye, P., Wang, K. High glucose induces mitochondrial dysfunction and apoptosis in human retinal pigment epithelium cells via promoting SOCS1 and Fas/FasL signaling. Cytokine. 78, 94-102 (2016).
  12. Blake, R., Trounce, I. A. Mitochondrial dysfunction and complications associated with diabetes. Biochim Biophys Acta. 1840 (4), 1404-1412 (2014).
  13. Rains, J. L., Jain, S. K. Oxidative stress, insulin signaling, and diabetes. Free Radic Biol Med. 50 (5), 567-575 (2011).
  14. Serviddio, G., et al. Mitochondrial involvement in non-alcoholic steatohepatitis. Mol Aspects Med. 29 (1-2), 22-35 (2008).
  15. Perez-Carreras, M., et al. Defective hepatic mitochondrial respiratory chain in patients with nonalcoholic steatohepatitis. Hepatology. 38 (4), 999-1007 (2003).
  16. Garcia-Ruiz, I., et al. Mitochondrial complex I subunits are decreased in murine nonalcoholic fatty liver disease: implication of peroxynitrite. J Proteome Res. 9 (5), 2450-2459 (2010).
  17. Patti, M. E., Corvera, S. The role of mitochondria in the pathogenesis of type 2 diabetes. Endocr Rev. 31 (3), 364-395 (2010).
  18. Muoio, D. M., Newgard, C. B. Obesity-related derangements in metabolic regulation. Annu Rev Biochem. 75, 367-401 (2006).
  19. Bonnard, C., et al. Mitochondrial dysfunction results from oxidative stress in the skeletal muscle of diet-induced insulin-resistant mice. J Clin Invest. 118 (2), 789-800 (2008).
  20. Jheng, H. F., Huang, S. H., Kuo, H. M., Hughes, M. W., Tsai, Y. S. Molecular insight and pharmacological approaches targeting mitochondrial dynamics in skeletal muscle during obesity. Ann N Y Acad Sci. 1350, 82-94 (2015).
  21. Coen, P. M., Goodpaster, B. H. Role of intramyocelluar lipids in human health. Trends Endocrinol Metab. 23 (8), 391-398 (2012).
  22. Montgomery, M. K., Turner, N. Mitochondrial dysfunction and insulin resistance: an update. Endocr Connect. 4 (1), 1-15 (2015).
  23. Martelli, A., Puccio, H. Dysregulation of cellular iron metabolism in Friedreich ataxia: from primary iron-sulfur cluster deficit to mitochondrial iron accumulation. Front Pharmacol. 5, 130 (2014).
  24. Campuzano, V., et al. Frataxin is reduced in Friedreich ataxia patients and is associated with mitochondrial membranes. Hum Mol Genet. 6 (11), 1771-1780 (1997).
  25. Calabrese, V., et al. Oxidative stress, mitochondrial dysfunction and cellular stress response in Friedreich’s ataxia. J Neurol Sci. 233 (1-2), 145-162 (2005).
  26. Ristow, M., et al. Frataxin activates mitochondrial energy conversion and oxidative phosphorylation. Proc Natl Acad Sci U S A. 97 (22), 12239-12243 (2000).
  27. Ardehali, H., et al. Targeting myocardial substrate metabolism in heart failure: potential for new therapies. Eur J Heart Fail. 14 (2), 120-129 (2012).
  28. Ren, J., Pulakat, L., Whaley-Connell, A., Sowers, J. R. Mitochondrial biogenesis in the metabolic syndrome and cardiovascular disease. J Mol Med (Berl). 88 (10), 993-1001 (2010).
  29. Marin-Garcia, J., Goldenthal, M. J. Understanding the impact of mitochondrial defects in cardiovascular disease: a review. J Card Fail. 8 (5), 347-361 (2002).
  30. Babcock, M., et al. Regulation of mitochondrial iron accumulation by Yfh1p, a putative homolog of frataxin. Science. 276 (5319), 1709-1712 (1997).
  31. Foury, F., Cazzalini, O. Deletion of the yeast homologue of the human gene associated with Friedreich’s ataxia elicits iron accumulation in mitochondria. FEBS Lett. 411 (2-3), 373-377 (1997).
  32. Wardman, P., Candeias, L. P. Fenton chemistry: an introduction. Radiat Res. 145 (5), 523-531 (1996).
  33. Lodi, R., et al. Cardiac energetics are abnormal in Friedreich ataxia patients in the absence of cardiac dysfunction and hypertrophy: an in vivo 31P magnetic resonance spectroscopy study. Cardiovasc Res. 52 (1), 111-119 (2001).
  34. Raman, S. V., et al. Impaired myocardial perfusion reserve and fibrosis in Friedreich ataxia: a mitochondrial cardiomyopathy with metabolic syndrome. Eur Heart J. 32 (5), 561-567 (2011).
  35. Kitzman, D. W., et al. Skeletal muscle abnormalities and exercise intolerance in older patients with heart failure and preserved ejection fraction. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 306 (9), 1364-1370 (2014).
  36. Scheuermann-Freestone, M., et al. Abnormal cardiac and skeletal muscle energy metabolism in patients with type 2 diabetes. Circulation. 107 (24), 3040-3046 (2003).
  37. Allcock, D. M., Sowers, J. R. Best strategies for hypertension management in type 2 diabetes and obesity. Curr Diab Rep. 10 (2), 139-144 (2010).
  38. Katzmarzyk, P. T., Church, T. S., Janssen, I., Ross, R., Blair, S. N. Metabolic syndrome, obesity, and mortality: impact of cardiorespiratory fitness. Diabetes Care. 28 (2), 391-397 (2005).
  39. Wang, J., et al. The metabolic syndrome predicts cardiovascular mortality: a 13-year follow-up study in elderly non-diabetic Finns. Eur Heart J. 28 (7), 857-864 (2007).
  40. Zambon, S., et al. Metabolic syndrome and all-cause and cardiovascular mortality in an Italian elderly population: the Progetto Veneto Anziani (Pro.V.A) Study. Diabetes Care. 32 (1), 153-159 (2009).
  41. Malik, S., et al. Impact of the metabolic syndrome on mortality from coronary heart disease, cardiovascular disease, and all causes in United States adults. Circulation. 110 (10), 1245-1250 (2004).
  42. Ropper, A. H., Samuels, M. A. . Adams and Victor’s Principles of Neurology. 9 edn. , (2009).
  43. Abeti, R., et al. Targeting lipid peroxidation and mitochondrial imbalance in Friedreich’s ataxia. Pharmacol Res. 99, 344-350 (2015).
  44. Li, Y., et al. Excision of Expanded GAA Repeats Alleviates the Molecular Phenotype of Friedreich’s Ataxia. Mol Ther. 23 (6), 1055-1065 (2015).
  45. Toledo, F. G., Goodpaster, B. H. The role of weight loss and exercise in correcting skeletal muscle mitochondrial abnormalities in obesity, diabetes and aging. Mol Cell Endocrinol. 379 (1-2), 30-34 (2013).
  46. Oldridge, N. B., Guyatt, G. H., Fischer, M. E., Rimm, A. A. Cardiac rehabilitation after myocardial infarction. Combined experience of randomized clinical trials. JAMA. 260 (7), 945-950 (1988).
  47. O’Connor, G. T., et al. An overview of randomized trials of rehabilitation with exercise after myocardial infarction. Circulation. 80 (2), 234-244 (1989).
  48. Ryan, T. E., Brizendine, J. T., McCully, K. K. A comparison of exercise type and intensity on the noninvasive assessment of skeletal muscle mitochondrial function using near-infrared spectroscopy. J Appl Physiol (1985). 114 (2), 230-237 (2013).
  49. Wallimann, T. Bioenergetics. Dissecting the role of creatine kinase. Curr Biol. 4 (1), 42-46 (1994).
  50. Forbes, S. C., Paganini, A. T., Slade, J. M., Towse, T. F., Meyer, R. A. Phosphocreatine recovery kinetics following low- and high-intensity exercise in human triceps surae and rat posterior hindlimb muscles. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 296 (1), 161-170 (2009).
  51. Korzeniewski, B., Rossiter, H. B. Each-step activation of oxidative phosphorylation is necessary to explain muscle metabolic kinetic responses to exercise and recovery in humans. J Physiol. 593 (24), 5255-5268 (2015).
  52. Meyer, R. A. A linear model of muscle respiration explains monoexponential phosphocreatine changes. Am J Physiol. 254 (4), 548-553 (1988).
  53. McCully, K. K., Fielding, R. A., Evans, W. J., Leigh, J. S., Posner, J. D. Relationships between in vivo and in vitro measurements of metabolism in young and old human calf muscles. J Appl Physiol (1985). 75 (2), 813-819 (1993).
  54. Layec, G., Haseler, L. J., Richardson, R. S. Reduced muscle oxidative capacity is independent of O2 availability in elderly people. Age (Dordr). 35 (4), 1183-1192 (2013).
  55. Larson-Meyer, D. E., Newcomer, B. R., Hunter, G. R., Hetherington, H. P., Weinsier, R. L. 31P MRS measurement of mitochondrial function in skeletal muscle: reliability, force-level sensitivity and relation to whole body maximal oxygen uptake. NMR Biomed. 13 (1), 14-27 (2000).
  56. Kemp, G. J., Ahmad, R. E., Nicolay, K., Prompers, J. J. Quantification of skeletal muscle mitochondrial function by 31P magnetic resonance spectroscopy techniques: a quantitative review. Acta Physiol (Oxf). 213 (1), 107-144 (2015).
  57. Lynch, D. R., et al. Near infrared muscle spectroscopy in patients with Friedreich’s ataxia. Muscle Nerve. 25 (5), 664-673 (2002).
  58. Nachbauer, W., et al. Bioenergetics of the calf muscle in Friedreich ataxia patients measured by 31P-MRS before and after treatment with recombinant human erythropoietin. PLoS One. 8 (7), 69229 (2013).
  59. Kanal, E., et al. ACR guidance document on MR safe practices: 2013. J Magn Reson Imaging. 37 (3), 501-530 (2013).
  60. Petroff, O. A., Ogino, T., Alger, J. R. High-resolution proton magnetic resonance spectroscopy of rabbit brain: regional metabolite levels and postmortem changes. J Neurochem. 51 (1), 163-171 (1988).
  61. Jubrias, S. A., Crowther, G. J., Shankland, E. G., Gronka, R. K., Conley, K. E. Acidosis inhibits oxidative phosphorylation in contracting human skeletal muscle in vivo. J Physiol. 553 (2), 589-599 (2003).
  62. Layec, G., et al. Reproducibility assessment of metabolic variables characterizing muscle energetics in vivo: A 31P-MRS study. Magn Reson Med. 62 (4), 840-854 (2009).
  63. Iotti, S., Lodi, R., Frassineti, C., Zaniol, P., Barbiroli, B. In vivo assessment of mitochondrial functionality in human gastrocnemius muscle by 31P MRS. The role of pH in the evaluation of phosphocreatine and inorganic phosphate recoveries from exercise. NMR Biomed. 6 (4), 248-253 (1993).
  64. Wren, T. A., Bluml, S., Tseng-Ong, L., Gilsanz, V. Three-point technique of fat quantification of muscle tissue as a marker of disease progression in Duchenne muscular dystrophy: preliminary study. AJR Am J Roentgenol. 190 (1), 8-12 (2008).
  65. Milani, R. V., Lavie, C. J., Mehra, M. R., Ventura, H. O. Understanding the basics of cardiopulmonary exercise testing. Mayo Clin Proc. 81 (12), 1603-1611 (2006).
  66. Wust, R. C., van der Laarse, W. J., Rossiter, H. B. On-off asymmetries in oxygen consumption kinetics of single Xenopus laevis skeletal muscle fibres suggest higher-order control. J Physiol. 591 (3), 731-744 (2013).
  67. Ryan, T. E., Brophy, P., Lin, C. T., Hickner, R. C., Neufer, P. D. Assessment of in vivo skeletal muscle mitochondrial respiratory capacity in humans by near-infrared spectroscopy: a comparison with in situ measurements. J Physiol. 592 (15), 3231-3241 (2014).
  68. Hamaoka, T., McCully, K. K., Niwayama, M., Chance, B. The use of muscle near-infrared spectroscopy in sport, health and medical sciences: recent developments. Philos Trans A Math Phys Eng Sci. 369, 4591-4604 (2011).
check_url/54977?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Kumar, V., Chang, H., Reiter, D. A., Bradley, D. P., Belury, M., McCormack, S. E., Raman, S. V. Phosphorus-31 Magnetic Resonance Spectroscopy: A Tool for Measuring In Vivo Mitochondrial Oxidative Phosphorylation Capacity in Human Skeletal Muscle. J. Vis. Exp. (119), e54977, doi:10.3791/54977 (2017).

View Video