Summary

Фосфор-31 спектроскопии магнитного резонанса: Прибор для измерения<em> В Vivo</em> Митохондриальной окислительное фосфорилирование потенциала в скелетных мышцах человека

Published: January 19, 2017
doi:

Summary

This work demonstrates the feasibility of an in vivo phosphorus-31 magnetic resonance spectroscopy (31PMRS) technique to quantify mitochondrial oxidative phosphorylation (OXPHOS) capacity in human skeletal muscle.

Abstract

Skeletal muscle mitochondrial oxidative phosphorylation (OXPHOS) capacity, which is critically important in health and disease, can be measured in vivo and noninvasively in humans via phosphorus-31 magnetic resonance spectroscopy (31PMRS). However, the approach has not been widely adopted in translational and clinical research, with variations in methodology and limited guidance from the literature. Increased optimization, standardization, and dissemination of methods for in vivo 31PMRS would facilitate the development of targeted therapies to improve OXPHOS capacity and could ultimately favorably impact cardiovascular health. 31PMRS produces a noninvasive, in vivo measure of OXPHOS capacity in human skeletal muscle, as opposed to alternative measures obtained from explanted and potentially altered mitochondria via muscle biopsy. It relies upon only modest additional instrumentation beyond what is already in place on magnetic resonance scanners available for clinical and translational research at most institutions. In this work, we outline a method to measure in vivo skeletal muscle OXPHOS. The technique is demonstrated using a 1.5 Tesla whole-body MR scanner equipped with the suitable hardware and software for 31PMRS, and we explain a simple and robust protocol for in-magnet resistive exercise to rapidly fatigue the quadriceps muscle. Reproducibility and feasibility are demonstrated in volunteers as well as subjects over a wide range of functional capacities.

Introduction

Цель данной работы заключается в определении воспроизводимый метод неинвазивного измерения в естественных условиях скелетных мышц митохондриальной функции у лиц , обладающих широкий спектр возможностей. Ненормальная митохондриальная недостаточность является отличительной чертой широкого спектра метаболических синдромов и генетических заболеваний, от общих условий, таких как старение и диабет редких заболеваний, таких как атаксия Фридрейха.

Метаболический синдром и митохондриальной дисфункцией

Метаболический синдром было показано , чтобы нарушить функции митохондрий, угнетают скелетных мышц OXPHOS, и привести к внематочной хранения липидов в скелетных мышцах 1, 2. Как критические органеллы , регулирующие метаболические и энергетический гомеостаз, митохондрии участвуют в патофизиологии ожирения 3, 4, 5 резистентности к инсулину </sup>, Сахарного диабета 2 типа (T2DM) 6, 7, связанные с диабетом микро- 8, 9, 10, 11 и макрососудистых осложнений 12, 13, и неалкогольный жировой болезни печени (НАЖБП) 14, 15, 16, среди прочих .Insulin сопротивление характеризуется глубокими изменениями в скелетной мышечной митохондриальной активности, включая снижение митохондриальной трикарбоновых кислот (TCA) скорости потока, скорости синтеза АТФ и цитрат – синтазы и NADH: O 2 оксидоредуктазы деятельности 5. Одна гипотеза состоит в том, что эти изменения могут быть из-за накопления свободных жирных кислот (СЖК) метаболитов в мышцах, которые заметно дополненной во время ожирения и других ожирением Rприподнятое заболевания 2, 17. Воздействие мышцы к повышенным FFAs и липидные промежуточных может уменьшить экспрессию генов в липидной окислительного пути, а также цикл ТСА и электрон-транспортной цепи (ETC) 18. Это снижение митохондриальной скелетных мышц потенциала OXPHOS в установке перегрузки липидного сопровождается снижением количественного (содержание и биогенеза митохондрий) 19 и качественная функция скелетных мышц митохондрий 20. Разоблачение скелетных мышц и миоцитов к FFAs приводит к тяжелой резистентности к инсулину, а также увеличение поглощения СЖК в мышцах связано с устойчивостью к инсулину у людей и грызунов 21. Липидный промежуточные керамиды и диацилглицеринацилтрансферазы (ДАГ) было показано, что непосредственно ингибирует секрецию инсулина пути путем изменения активности киназ, таких как протеинкиназа С и PROTЭйн – киназы B 21. Поэтому, липидные молекулы, полученные по-видимому, играют важную роль в развитии скелетных мышц резистентности к инсулину и СД2. Тем не менее, остается неясным , являются ли изменения в митохондриальной емкости причиной или следствием резистентности к инсулину 22.

Фридриха атаксия и митохондриальной дисфункцией

Уменьшенные OXPHOS может также возникать в результате генетических дефектов. Атаксия Фридриха (ФА), является наиболее распространенной формой наследственной атаксии, это генетическое нарушение , вызванное мутацией в фратаксина (FXN) гена, в результате чего внутри митохондриальной накопления железа, реактивного производства активных форм кислорода, а также нарушения окислительного фосфорилирования 23, 24, 25, 26. Это важное открытие привело к разработке целенаправленной терапии, whicч целью улучшить митохондриальную функцию на субклеточном уровне. Несмотря на это понимание, было ограниченное развитие в естественных условиях, воспроизводимые биомаркеры для ФА клинических исследований. На самом деле, критический барьер в эффективной оценки целевой терапии в ФА является невозможность отслеживать изменения в митохондриальной функции. Современные функциональные меры, например, может идентифицировать снижение сердечного выброса; Тем не менее, они не способны определить уровень , при котором происходит нарушение функции (рисунок 1). Разработка надежного маркера митохондриальной функции, которые могут быть использованы для идентификации и оценки прогрессирования заболевания в атаксии Фридриха имеет решающее значение для оценки соответствующего механистического воздействия целенаправленной терапии.

Недостатками OXPHOS и дисфункцией сердца

Ненормальная митохондриальной функции, либо приобретенные или генетические, могли бы внести свой вклад в развитие или прогрессирование КардиAC дисфункция. В условиях перегрузки давления и сердечной недостаточности, первичной энергии предпочтения субстрат переходит из СЖК в глюкозу. Это связано со снижением активности ЕТС и окислительного фосфорилирования 27. Патофизиологии митохондриальных биоэнергетика в сердечной дисфункции может быть различным в зависимости от первичного происхождения митохондриальной дефекта. Сахарный диабет и метаболические синдром приводит к митохондриальных нарушений в миокарде, таких как нарушения биогенеза и метаболизм жирных кислот, которые приводят к снижению гибкости подложки, эффективность использования энергии, и в конечном счете, диастолической дисфункции 28, 29. В FA, с другой стороны, дефицит фратаксин приводит к значительному митохондриальной накопления железа в кардиомиоцитах 30, 31. Накопление железа приводит к образованию свободных радикалов , с помощью реакции Фентона 32 </ SUP> и увеличивает вероятность свободных радикалов-индуцированных повреждений кардиомиоцитов. Накопление Intra-митохондриального железа также связан с повышенной чувствительностью к окислительному стрессу и пониженной окислительной способности 30, 31. Накопление железа и последующее аберрантное функции митохондрий, из – за дефицита фратаксина, может поэтому нести ответственность за нарушениями сердечной энергетики и кардиомиопатии , наблюдаемых в FA 33, 34. Также интересно отметить , что уменьшение окислительного потенциала в скелетных мышечных митохондрий параллелен непереносимость физических нагрузок и снижение метаболического потенциала при сердечной недостаточности (СН) 35. Измерение скелетных мышц потенциала OXPHOS, как подробно описано в настоящем документе, легко осуществимыми и надежный; в сочетании со значением скелетных мышц OXPHOS в HF, эти особенности делают его привлекательным биомаркеров в комплексных исследованиях услышатьт болезнь 36.

Недостатками OXPHOS и сопутствующая сердечная дисфункция не является несущественным аспектом метаболических и митохондриальных заболеваний. Пациенты с сахарным диабетом и метаболическим заболеванием подвержены более высокому риску развития сердечно – сосудистых заболеваний и имеют повышенную смертность после инфаркта миокарда (ИМ) 37, 38, 39, 40, 41; более половины субъектов ФА имеют кардиомиопатию, и многие умирают от сердечной аритмии или сердечной недостаточности 42. Таким образом, количественное определение восстановленного OXPHOS может не только позволить для раннего выявления и лечения сердечной дисфункции, но она также может облегчить значительное клиническое бремя этих заболеваний.

Таргетной терапии непосредственно увеличить пропускную способность OXPHOS является перспективной областью для улучшения лечения субъектов, WheTher причиной метаболического дисфункции является генетической или приобретенной. В настоящее время разработка новых целевых препаратов , которые либо облегчить аномальную митохондриальную функцию 43 или исправить основной генетический дефект 44 может улучшить нарушенного биоэнергетический характеристику FA. В случае приобретенной дисфункции митохондрий, увеличение физической активности может улучшить функции митохондрий 45, 46, 47.

31 Фосфор магнитнорезонансная спектроскопия как неинвазивной биомаркером митохондриальной функции

Независимо от испытанной терапии, интегрированный в естественных условиях оценки скелетных мышц биоэнергетики является важным инструментом для оценки воздействия целенаправленных мер, особенно у пациентов с тяжелой физической непереносимости или невозможности пройти обычную MetaboЛИК тестирование. Магнитно – резонансная спектроскопия настроен на фосфором (31 PMRS), эндогенной ядра , найденного в различных высокоэнергетических субстратов в клетках по всему телу, была использована для количественного определения митохондриального окислительного потенциала с использованием различных подходов, в том числе в магнитах протоколы физическими упражнениями по восстановлению и стимуляция мышц протоколы 48. Протоколы физическими упражнениями восстановления полагаются на разнообразие аппаратов в диапазоне сложности от МРТ-совместимых эргометров, которые регулируют и измеряют нагрузку на простые конфигурации ремней и накладок, позволяющих пульсирующего резистивных и квазистатического физических упражнений. Одной из основных задач любого из этих протоколов является создание энергетического дисбаланса , для которого спрос на аденозинтрифосфата (АТФ) сначала удовлетворяются посредством ферментативного расщепления фосфокреатина (ПЦР) через креатин киназной реакции 49. После прекращения упражнений, скорость производства АТФ преобладает окислительное фоsphorylation и представляет собой максимум в естественных условиях способности митохондрий 50. Кроме того, OXPHOS во время восстановления после упражнений можно описать с помощью реакции первого порядка скорости 51. Поэтому восстановление после тренировки пПР может быть количественно определена путем подгонки экспоненциальной постоянной времени (τ пПО), с меньшими значениями т PCr , представляющих большие возможности для синтеза АТФ окислительный. Значительные усилия были предприняты для проверки 31 PMRS против экс естественных условиях и более прямые меры OXPHOS и демонстрируют потенциальную клиническую применимость этого метода 52, 53, 54, 55.

Следует отметить, что протокол, описанный в этой работе, могут быть реализованы на клинически доступных сканеров, и она широко удостоверено как неинвазивного биомаркера OF митохондриальной функции 56. Тем не менее, это упражнение 31 PMRS протокол оптимизирован для применения к лицам с различной степени тяжести нервно – мышечной нарушений или мобильности не было хорошо известно 57. Четкая, широко применяется протокол-упражнения и 31 техника PMRS бы особенно полезно при оценке заболеваний с фундаментальными нарушениями в митохондриальной функции.

Несколько предыдущие исследования исследовали применение неинвазивных методов для количественной оценки митохондриальной функции в субъектах. Например, эти методы показали улучшенный OXPHOS у пациентов с сахарным диабетом 2 типа 36. Лоди и др. впервые опробован целесообразность методов PMRS у субъектов с ФА и обнаружили, что 1) фундаментальный генетический дефект в FA ухудшает скелетных мышц OXPHOS и 2) число GAA триплетных повторов обратно пропорциональна скелетной мышце OXPHOS 33. Совсем недавно, Nachbauer и др. б PMRS в качестве вторичного исхода мерой в суде наркотиков FA с 7 предметов. ПЦР время восстановления было значительно дольше у пациентов по сравнению с контрольной группой , подтвердив более ранние работы Лоди и о том , что последствия аномальным экспрессии фратаксина в ФА может привести к снижению митохондриального потенциала , что может быть обнаружено с использованием методов PMRS 58.

Надежные методы адекватно определить в естественных условиях функции скелетных мышц в возможной, экономически эффективным и воспроизводимым образом имеют решающее значение для улучшения предметных результатов в целом ряде заболеваний , которые влияют на митохондриальную функцию.

Эта работа описывает надежную процедуру получения в естественных условиях максимальной окислительной способности скелетных мышц с использованием 31 PMRS. Протокол упражнения в магнитах хорошо переносится людьми, охватывающих широкий спектр физической и functionaл способности и дает упрощенную установку объекта с использованием недорогого и широко доступного оборудования.

Protocol

Этот протокол утвержден и соответствует рекомендациям Совета по биомедицинской этике Университета штата Огайо для исследования человеческих субъектов. Крайне важно , чтобы все процедуры , связанные с MR оборудования выполняются хорошо подготовленным персоналом , прилипших к самым вы?…

Representative Results

Воспроизводимость Исследование Шесть добровольцев (4 мужчин и 2 женщины, средний возраст: 24.5 ± 6,2 года) без самооценка сердца, метаболическими или митохондриального заболевания прошли сеансы описанного 31 PMRS упражнений и…

Discussion

Этот документ описывает стандартный протокол для 31 PMRS экспертизы , что дает последовательный и неинвазивного измерения в естественных условиях скелетных мышц митохондриальной функции. Протокол имеет значительную привлекательность при рассмотрении вопроса о широте иссле?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was supported in part by a Davis Heart and Lung Research Institute Trifit Award, as well as by the Intramural Research Program of the NIH National Institute on Aging.

Materials

1.5 T MR Scanner Siemens manufacturer will not affect results
10 cm 31P transmit-receive coil, 1.5T compatible PulseTeq manufacturer will not affect results
3 fl oz Baby Oil Johnson & Johnson manufacturer will not affect results
Foam triangle cushion (Knee) Siemens manufacturer will not affect results
(3) plastic buckle resistive straps; table to table Siemens manufacturer will not affect results
(1) plastic buckle resistive strap; self-connecting Siemens

References

  1. Eckel, R. H., Alberti, K. G., Grundy, S. M., Zimmet, P. Z. The metabolic syndrome. Lancet. 375 (9710), 181-183 (2010).
  2. Shulman, G. I. Ectopic fat in insulin resistance, dyslipidemia, and cardiometabolic disease. N Engl J Med. 371 (12), 1131-1141 (2014).
  3. Holmstrom, M. H., Iglesias-Gutierrez, E., Zierath, J. R., Garcia-Roves, P. M. Tissue-specific control of mitochondrial respiration in obesity-related insulin resistance and diabetes. Am J Physiol Endocrinol Metab. 302 (6), 731-739 (2012).
  4. Jheng, H. F., et al. Mitochondrial fission contributes to mitochondrial dysfunction and insulin resistance in skeletal muscle. Mol Cell Biol. 32 (2), 309-319 (2012).
  5. Petersen, K. F., et al. Mitochondrial dysfunction in the elderly: possible role in insulin resistance. Science. 300 (5622), 1140-1142 (2003).
  6. Kelley, D. E., He, J., Menshikova, E. V., Ritov, V. B. Dysfunction of mitochondria in human skeletal muscle in type 2 diabetes. Diabetes. 51 (10), 2944-2950 (2002).
  7. Liu, R., et al. Impaired mitochondrial dynamics and bioenergetics in diabetic skeletal muscle. PLoS One. 9 (3), 92810 (2014).
  8. Ha, H., Hwang, I. A., Park, J. H., Lee, H. B. Role of reactive oxygen species in the pathogenesis of diabetic nephropathy. Diabetes Res Clin Pract. 82, 42-45 (2008).
  9. Akude, E., et al. Diminished superoxide generation is associated with respiratory chain dysfunction and changes in the mitochondrial proteome of sensory neurons from diabetic rats. Diabetes. 60 (1), 288-297 (2011).
  10. Fernyhough, P. Mitochondrial dysfunction in diabetic neuropathy: a series of unfortunate metabolic events. Curr Diab Rep. 15 (11), 89 (2015).
  11. Chen, M., Wang, W., Ma, J., Ye, P., Wang, K. High glucose induces mitochondrial dysfunction and apoptosis in human retinal pigment epithelium cells via promoting SOCS1 and Fas/FasL signaling. Cytokine. 78, 94-102 (2016).
  12. Blake, R., Trounce, I. A. Mitochondrial dysfunction and complications associated with diabetes. Biochim Biophys Acta. 1840 (4), 1404-1412 (2014).
  13. Rains, J. L., Jain, S. K. Oxidative stress, insulin signaling, and diabetes. Free Radic Biol Med. 50 (5), 567-575 (2011).
  14. Serviddio, G., et al. Mitochondrial involvement in non-alcoholic steatohepatitis. Mol Aspects Med. 29 (1-2), 22-35 (2008).
  15. Perez-Carreras, M., et al. Defective hepatic mitochondrial respiratory chain in patients with nonalcoholic steatohepatitis. Hepatology. 38 (4), 999-1007 (2003).
  16. Garcia-Ruiz, I., et al. Mitochondrial complex I subunits are decreased in murine nonalcoholic fatty liver disease: implication of peroxynitrite. J Proteome Res. 9 (5), 2450-2459 (2010).
  17. Patti, M. E., Corvera, S. The role of mitochondria in the pathogenesis of type 2 diabetes. Endocr Rev. 31 (3), 364-395 (2010).
  18. Muoio, D. M., Newgard, C. B. Obesity-related derangements in metabolic regulation. Annu Rev Biochem. 75, 367-401 (2006).
  19. Bonnard, C., et al. Mitochondrial dysfunction results from oxidative stress in the skeletal muscle of diet-induced insulin-resistant mice. J Clin Invest. 118 (2), 789-800 (2008).
  20. Jheng, H. F., Huang, S. H., Kuo, H. M., Hughes, M. W., Tsai, Y. S. Molecular insight and pharmacological approaches targeting mitochondrial dynamics in skeletal muscle during obesity. Ann N Y Acad Sci. 1350, 82-94 (2015).
  21. Coen, P. M., Goodpaster, B. H. Role of intramyocelluar lipids in human health. Trends Endocrinol Metab. 23 (8), 391-398 (2012).
  22. Montgomery, M. K., Turner, N. Mitochondrial dysfunction and insulin resistance: an update. Endocr Connect. 4 (1), 1-15 (2015).
  23. Martelli, A., Puccio, H. Dysregulation of cellular iron metabolism in Friedreich ataxia: from primary iron-sulfur cluster deficit to mitochondrial iron accumulation. Front Pharmacol. 5, 130 (2014).
  24. Campuzano, V., et al. Frataxin is reduced in Friedreich ataxia patients and is associated with mitochondrial membranes. Hum Mol Genet. 6 (11), 1771-1780 (1997).
  25. Calabrese, V., et al. Oxidative stress, mitochondrial dysfunction and cellular stress response in Friedreich’s ataxia. J Neurol Sci. 233 (1-2), 145-162 (2005).
  26. Ristow, M., et al. Frataxin activates mitochondrial energy conversion and oxidative phosphorylation. Proc Natl Acad Sci U S A. 97 (22), 12239-12243 (2000).
  27. Ardehali, H., et al. Targeting myocardial substrate metabolism in heart failure: potential for new therapies. Eur J Heart Fail. 14 (2), 120-129 (2012).
  28. Ren, J., Pulakat, L., Whaley-Connell, A., Sowers, J. R. Mitochondrial biogenesis in the metabolic syndrome and cardiovascular disease. J Mol Med (Berl). 88 (10), 993-1001 (2010).
  29. Marin-Garcia, J., Goldenthal, M. J. Understanding the impact of mitochondrial defects in cardiovascular disease: a review. J Card Fail. 8 (5), 347-361 (2002).
  30. Babcock, M., et al. Regulation of mitochondrial iron accumulation by Yfh1p, a putative homolog of frataxin. Science. 276 (5319), 1709-1712 (1997).
  31. Foury, F., Cazzalini, O. Deletion of the yeast homologue of the human gene associated with Friedreich’s ataxia elicits iron accumulation in mitochondria. FEBS Lett. 411 (2-3), 373-377 (1997).
  32. Wardman, P., Candeias, L. P. Fenton chemistry: an introduction. Radiat Res. 145 (5), 523-531 (1996).
  33. Lodi, R., et al. Cardiac energetics are abnormal in Friedreich ataxia patients in the absence of cardiac dysfunction and hypertrophy: an in vivo 31P magnetic resonance spectroscopy study. Cardiovasc Res. 52 (1), 111-119 (2001).
  34. Raman, S. V., et al. Impaired myocardial perfusion reserve and fibrosis in Friedreich ataxia: a mitochondrial cardiomyopathy with metabolic syndrome. Eur Heart J. 32 (5), 561-567 (2011).
  35. Kitzman, D. W., et al. Skeletal muscle abnormalities and exercise intolerance in older patients with heart failure and preserved ejection fraction. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 306 (9), 1364-1370 (2014).
  36. Scheuermann-Freestone, M., et al. Abnormal cardiac and skeletal muscle energy metabolism in patients with type 2 diabetes. Circulation. 107 (24), 3040-3046 (2003).
  37. Allcock, D. M., Sowers, J. R. Best strategies for hypertension management in type 2 diabetes and obesity. Curr Diab Rep. 10 (2), 139-144 (2010).
  38. Katzmarzyk, P. T., Church, T. S., Janssen, I., Ross, R., Blair, S. N. Metabolic syndrome, obesity, and mortality: impact of cardiorespiratory fitness. Diabetes Care. 28 (2), 391-397 (2005).
  39. Wang, J., et al. The metabolic syndrome predicts cardiovascular mortality: a 13-year follow-up study in elderly non-diabetic Finns. Eur Heart J. 28 (7), 857-864 (2007).
  40. Zambon, S., et al. Metabolic syndrome and all-cause and cardiovascular mortality in an Italian elderly population: the Progetto Veneto Anziani (Pro.V.A) Study. Diabetes Care. 32 (1), 153-159 (2009).
  41. Malik, S., et al. Impact of the metabolic syndrome on mortality from coronary heart disease, cardiovascular disease, and all causes in United States adults. Circulation. 110 (10), 1245-1250 (2004).
  42. Ropper, A. H., Samuels, M. A. . Adams and Victor’s Principles of Neurology. 9 edn. , (2009).
  43. Abeti, R., et al. Targeting lipid peroxidation and mitochondrial imbalance in Friedreich’s ataxia. Pharmacol Res. 99, 344-350 (2015).
  44. Li, Y., et al. Excision of Expanded GAA Repeats Alleviates the Molecular Phenotype of Friedreich’s Ataxia. Mol Ther. 23 (6), 1055-1065 (2015).
  45. Toledo, F. G., Goodpaster, B. H. The role of weight loss and exercise in correcting skeletal muscle mitochondrial abnormalities in obesity, diabetes and aging. Mol Cell Endocrinol. 379 (1-2), 30-34 (2013).
  46. Oldridge, N. B., Guyatt, G. H., Fischer, M. E., Rimm, A. A. Cardiac rehabilitation after myocardial infarction. Combined experience of randomized clinical trials. JAMA. 260 (7), 945-950 (1988).
  47. O’Connor, G. T., et al. An overview of randomized trials of rehabilitation with exercise after myocardial infarction. Circulation. 80 (2), 234-244 (1989).
  48. Ryan, T. E., Brizendine, J. T., McCully, K. K. A comparison of exercise type and intensity on the noninvasive assessment of skeletal muscle mitochondrial function using near-infrared spectroscopy. J Appl Physiol (1985). 114 (2), 230-237 (2013).
  49. Wallimann, T. Bioenergetics. Dissecting the role of creatine kinase. Curr Biol. 4 (1), 42-46 (1994).
  50. Forbes, S. C., Paganini, A. T., Slade, J. M., Towse, T. F., Meyer, R. A. Phosphocreatine recovery kinetics following low- and high-intensity exercise in human triceps surae and rat posterior hindlimb muscles. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 296 (1), 161-170 (2009).
  51. Korzeniewski, B., Rossiter, H. B. Each-step activation of oxidative phosphorylation is necessary to explain muscle metabolic kinetic responses to exercise and recovery in humans. J Physiol. 593 (24), 5255-5268 (2015).
  52. Meyer, R. A. A linear model of muscle respiration explains monoexponential phosphocreatine changes. Am J Physiol. 254 (4), 548-553 (1988).
  53. McCully, K. K., Fielding, R. A., Evans, W. J., Leigh, J. S., Posner, J. D. Relationships between in vivo and in vitro measurements of metabolism in young and old human calf muscles. J Appl Physiol (1985). 75 (2), 813-819 (1993).
  54. Layec, G., Haseler, L. J., Richardson, R. S. Reduced muscle oxidative capacity is independent of O2 availability in elderly people. Age (Dordr). 35 (4), 1183-1192 (2013).
  55. Larson-Meyer, D. E., Newcomer, B. R., Hunter, G. R., Hetherington, H. P., Weinsier, R. L. 31P MRS measurement of mitochondrial function in skeletal muscle: reliability, force-level sensitivity and relation to whole body maximal oxygen uptake. NMR Biomed. 13 (1), 14-27 (2000).
  56. Kemp, G. J., Ahmad, R. E., Nicolay, K., Prompers, J. J. Quantification of skeletal muscle mitochondrial function by 31P magnetic resonance spectroscopy techniques: a quantitative review. Acta Physiol (Oxf). 213 (1), 107-144 (2015).
  57. Lynch, D. R., et al. Near infrared muscle spectroscopy in patients with Friedreich’s ataxia. Muscle Nerve. 25 (5), 664-673 (2002).
  58. Nachbauer, W., et al. Bioenergetics of the calf muscle in Friedreich ataxia patients measured by 31P-MRS before and after treatment with recombinant human erythropoietin. PLoS One. 8 (7), 69229 (2013).
  59. Kanal, E., et al. ACR guidance document on MR safe practices: 2013. J Magn Reson Imaging. 37 (3), 501-530 (2013).
  60. Petroff, O. A., Ogino, T., Alger, J. R. High-resolution proton magnetic resonance spectroscopy of rabbit brain: regional metabolite levels and postmortem changes. J Neurochem. 51 (1), 163-171 (1988).
  61. Jubrias, S. A., Crowther, G. J., Shankland, E. G., Gronka, R. K., Conley, K. E. Acidosis inhibits oxidative phosphorylation in contracting human skeletal muscle in vivo. J Physiol. 553 (2), 589-599 (2003).
  62. Layec, G., et al. Reproducibility assessment of metabolic variables characterizing muscle energetics in vivo: A 31P-MRS study. Magn Reson Med. 62 (4), 840-854 (2009).
  63. Iotti, S., Lodi, R., Frassineti, C., Zaniol, P., Barbiroli, B. In vivo assessment of mitochondrial functionality in human gastrocnemius muscle by 31P MRS. The role of pH in the evaluation of phosphocreatine and inorganic phosphate recoveries from exercise. NMR Biomed. 6 (4), 248-253 (1993).
  64. Wren, T. A., Bluml, S., Tseng-Ong, L., Gilsanz, V. Three-point technique of fat quantification of muscle tissue as a marker of disease progression in Duchenne muscular dystrophy: preliminary study. AJR Am J Roentgenol. 190 (1), 8-12 (2008).
  65. Milani, R. V., Lavie, C. J., Mehra, M. R., Ventura, H. O. Understanding the basics of cardiopulmonary exercise testing. Mayo Clin Proc. 81 (12), 1603-1611 (2006).
  66. Wust, R. C., van der Laarse, W. J., Rossiter, H. B. On-off asymmetries in oxygen consumption kinetics of single Xenopus laevis skeletal muscle fibres suggest higher-order control. J Physiol. 591 (3), 731-744 (2013).
  67. Ryan, T. E., Brophy, P., Lin, C. T., Hickner, R. C., Neufer, P. D. Assessment of in vivo skeletal muscle mitochondrial respiratory capacity in humans by near-infrared spectroscopy: a comparison with in situ measurements. J Physiol. 592 (15), 3231-3241 (2014).
  68. Hamaoka, T., McCully, K. K., Niwayama, M., Chance, B. The use of muscle near-infrared spectroscopy in sport, health and medical sciences: recent developments. Philos Trans A Math Phys Eng Sci. 369, 4591-4604 (2011).
check_url/54977?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Kumar, V., Chang, H., Reiter, D. A., Bradley, D. P., Belury, M., McCormack, S. E., Raman, S. V. Phosphorus-31 Magnetic Resonance Spectroscopy: A Tool for Measuring In Vivo Mitochondrial Oxidative Phosphorylation Capacity in Human Skeletal Muscle. J. Vis. Exp. (119), e54977, doi:10.3791/54977 (2017).

View Video