Summary

זרחן-31 ספקטרוסקופיה תהודה מגנטית: כלי למדידת<em> In vivo</em> קיבולת זרחון חמצוני מיטוכונדריאלי של שריר שלד אדם

Published: January 19, 2017
doi:

Summary

This work demonstrates the feasibility of an in vivo phosphorus-31 magnetic resonance spectroscopy (31PMRS) technique to quantify mitochondrial oxidative phosphorylation (OXPHOS) capacity in human skeletal muscle.

Abstract

Skeletal muscle mitochondrial oxidative phosphorylation (OXPHOS) capacity, which is critically important in health and disease, can be measured in vivo and noninvasively in humans via phosphorus-31 magnetic resonance spectroscopy (31PMRS). However, the approach has not been widely adopted in translational and clinical research, with variations in methodology and limited guidance from the literature. Increased optimization, standardization, and dissemination of methods for in vivo 31PMRS would facilitate the development of targeted therapies to improve OXPHOS capacity and could ultimately favorably impact cardiovascular health. 31PMRS produces a noninvasive, in vivo measure of OXPHOS capacity in human skeletal muscle, as opposed to alternative measures obtained from explanted and potentially altered mitochondria via muscle biopsy. It relies upon only modest additional instrumentation beyond what is already in place on magnetic resonance scanners available for clinical and translational research at most institutions. In this work, we outline a method to measure in vivo skeletal muscle OXPHOS. The technique is demonstrated using a 1.5 Tesla whole-body MR scanner equipped with the suitable hardware and software for 31PMRS, and we explain a simple and robust protocol for in-magnet resistive exercise to rapidly fatigue the quadriceps muscle. Reproducibility and feasibility are demonstrated in volunteers as well as subjects over a wide range of functional capacities.

Introduction

מטרת עבודה זו היא להתוות שיטה לשחזור למדוד פולשנית במיטוכונדריה שרירי שלד vivo ב היחידים אשר להם מגוון רחב של יכולות. ליקוי המיטוכונדריה סוטה הוא סימן היכר של מגוון רחב של תסמונת המטבולית ומחלות גנטיות, ממצבים נפוצים כגון הזדקנות וסוכרת להפרעות נדירות כגון אטקסיה של Friedreich.

תסמונת מטבולית ו תפקוד המיטוכונדריה

תסמונת מטבולית הוכח לשבש תפקוד המיטוכונדריה, לדכא OXPHOS שרירי השלד, ולהוביל לאחסון השומנים אקטופי בשרירי השלד 1, 2. כפי אברונים קריטי בוויסות חילוף החומרים הומאוסטזיס אנרגיה, המיטוכונדריה הם מעורבים בפתופיזיולוגיה של השמנה 3, 4, 5 תנגודת לאינסולין </sup>, סוג 2 סוכרת (T2DM) 6, 7, סוכרת הקשורות מיקרו 8, 9, 10, 11 ו סיבוכים macrovascular 12, 13, ו מחלת כבד שומני לא אלכוהולי (NAFLD) 14, 15, 16, בין היתר התנגדות .Insulin מאופיינת שינויים עמוקים בפעילות המיטוכונדריה שריר שלד, כוללים ירידת חומצת tricarboxylic המיטוכונדריה (TCA) שיעור שטף, שיעור סינתזת ATP, ו ציטראט synthase ו NADH: פעילות oxidoreductase O 2 5. אחת ההשערות היא כי שינויים אלה יכול להיות בגלל הצטברות של חומצות השומן החופשיות (FFA) מטבוליטים בשריר, אשר נוספו ניכר במהלך השמנה והשמנת יתר-r אחריםמחלות מרומם 2, 17. חשיפת שריר FFAs מוגבה ביניים שומנים ניתן להקטין את הביטוי של גנים במסלול חמצוני שומנים וכן מחזור TCA ושרשרת אלקטרון-תחבורה (ETC) 18. הפחתה זו קיבולת OXPHOS שרירי השלד המיטוכונדריה את ההגדרה של עומס השומנים מלווה ירידה כמותית (תוכן biogenesis של המיטוכונדריה) 19 ותפקוד איכותי של המיטוכונדריה שרירי השלד 20. חשיפת שרירי השלד מיוציטים כדי FFAs מוביל עמידות לאינסולין חמור, ספיגת FFA גורמות בשריר קשורה תנגודת לאינסולין בשני בני אדם ומכרסמים 21. Ceramide ביניים שומנים diacylglycerol (DAG) הוכחו לעכב את מסלול איתות האינסולין ישירות על ידי שינוי הפעילות של קינאזות, כגון C קינאז חלבון protein kinase B 21. לכן, מולקולות נגזרות שומנים להופיע למלא תפקיד בולט בפיתוח של תנגודת לאינסולין שרירי שלד T2DM. עם זאת, עדיין לא ברור האם שינויי קיבולת המיטוכונדריה הם סיבה או תוצאה של אינסולין התנגדות 22.

חוסר תפקוד אטקסיה מיטוכונדריאלי של פרידריך

OXPHOS מתגבר גם יכול לנבוע פגמים גנטיים. אטקסיה של פרידריך (FA), הצורה הנפוצה ביותר של אטקסיה תורשתית, היא הפרעה גנטית הנגרמת על ידי מוטציה בגן frataxin גן (FXN), וכתוצאה מכך הצטברות ברזל התוך המיטוכונדריה, ייצור מינים חמצן תגובתי, וחריגות של זרחון חמצוני 23, 24, 25, 26. תגלית חשובה זה הובילה לפיתוח טיפולים ממוקדים, whicמטרת h לשיפור תפקוד המיטוכונדריה ברמת המשנה הסלולר. למרות ההבנה הזאת, חלה התפתחות מוגבלת in vivo, ביומרקרים לשחזור למחקר קליני FA. למעשה, חסם קריטי ההערכה האפקטיבית של טיפולים ממוקדים FA הוא חוסר היכולת לעקוב אחר שינויים בתפקוד המיטוכונדריה. נוכח פעולות פונקציונליות, למשל, ניתן לזהות ירידה בתפוקת לב; עם זאת, הם אינם מסוגלים קביעת הרמה שבה התפקוד הלקוי מתרחש (איור 1). התפתחות סמן אמין של תפקוד המיטוכונדריה, שניתן להשתמש בהם כדי לזהות ולהעריך את התקדמות המחלה ב אטקסיה של פרידריך הוא חיוני כדי לאמוד את ההשפעה מכניסטית הרלוונטיים של טיפולים ממוקדים.

OXPHOS פגומה חוסר תפקוד לב

פונקציה המיטוכונדריה סוטה, או שנרכשו או גנטי, יכול לתרום להתפתחות או התקדמות של Cardiתפקוד לקוי של AC. בתנאים של עומס לחץ ואי ספיקת לב, בוררי העדפת מצע האנרגיה העיקרית מן FFA לגלוקוז. זה קשור לירידה בפעילות ETC חמצוני זירחון 27. פתופיזיולוגיה של bioenergetics המיטוכונדריה בתפקוד הלב יכול להיות שונה בהתאם למקור הראשוני של פגם המיטוכונדריה. סוכרת ותוצאות תסמונת מטבולית הפרעות המיטוכונדריה שריר הלב, כגון biogenesis לקויי ומטבוליזם של חומצות שומן, אשר יוביל גמישות המצע מופחת, יעילות אנרגיה, ובסופו של דבר, חוסר תפקוד דיאסטולי 28, 29. ב FA, מאידך גיסא, תוצאות מחסור frataxin בצבירת ברזל משמעותית המיטוכונדריה cardiomyocytes 30, 31. מגהץ הצטברות מובילה את הייצור של רדיקלים בחינם דרך תגובת פנטון 32 </ Sup> ומגדיל את הסיכוי לנזק cardiomyocyte הרדיקלי-induced בחינם. הצטברות ברזל Intra-המיטוכונדריה קשורה גם רגישות מוגברת סטרס חמצוני קיבולת חמצוני מופחת 30, 31. הצטברות ברזל במיטוכונדריה עוקבת סוטה, עקב מחסור frataxin, ולכן עשויה להיות אחראים על האנרגטיקה הלב הפגום קרדיומיופתיה שנצפה FA 33, 34. מעניין גם לציין כי קיבולת חמצוני מופחת במיטוכונדריה שריר השלד מקבילה סובלנות התרגיל והקטינו קיבולת מטבולית באי ספיקת לב (HF) 35. מדידת קיבולת שריר שלד OXPHOS, כמפורט במסמך זה, הוא בר יישום בקלות ויציבה; יחד עם משמעות OXPHOS שרירי השלד ב HF, תכונות אלו הופכות אותו סמן ביולוגי מושך מחקרים מקיפים של לשמועt המחלה 36.

OXPHOS הפגום ואת תפקוד הלב הנ"ל אינו היבט חסר משמעות של מטבולית ומחלות המיטוכונדריה. נושאים עם סוכרת ומחלות מטבוליות נמצאים בסיכון גבוה יותר לפתח מחלות לב וכלי דם ויש לי שיעור תמותה גבוה יותר לאחר אוטם שריר הלב (MI) 37, 38, 39, 40, 41; יש קרדיומיופתיה יותר ממחצית הנבדקים FA, ומתים רבים של הפרעות קצב לב או אי ספיקת לב 42. לכן, כימות של OXPHOS מופחת לא יכול לאפשר רק גילוי מוקדם וטיפול של חוסר תפקוד הלב, אבל זה יכול גם להקל על הנטל קליני מרכזי למחלות אלה.

טיפולים ממוקדים ישירות כדי להגדיל את קיבולת OXPHOS הוא אזור מבטיח לשפר את הטיפול של נושאים, wheיס הגורם של חוסר תפקוד מטבולים הוא גנטי או נרכש. נכון לעכשיו, הפיתוח של רומן ממוקד תרופות או להקל במיטוכונדריה נורמלי 43 או לתקן את הפגם הגנטי הראשוני 44 יכול לשפר את מאפיין bioenergetics המופרע של FA. במקרה של תפקוד המיטוכונדריה נרכש, פעילות גופנית מוגברת יכולה לשפר המיטוכונדריה פונקציה 45, 46, 47.

31 ספקטרוסקופיה זרחן תהודה מגנטית כמו ביומרקר לא פולשני של תפקוד מיטוכונדריאלי

לא משנה של הטיפול הנבדק, משולב בהערכת vivo של bioenergetics שרירי שלד הוא כלי חיוני כדי להעריך את ההשפעה של התערבויות ממוקדות, במיוחד בחולים עם אי סביל תרגיל חמור או חוסר היכולת לעבור METABO הקונבנציונליבדיקות Lic. ספקטרוסקופיית תהודה מגנטית מכוונת זרחן (31 ארגונו של ברגותי), גרעין אנדוגני נמצא מצעי אנרגיה גבוהה שונים בתוך תאים בכל הגוף, נעשתה שימוש כדי לכמת יכולת חמצוני המיטוכונדריה באמצעות מגוון של גישות, כולל in-מגנט פרוטוקולי התאוששות פעילות גופנית גירוי שרירי פרוטוקולי 48. פרוטוקולי התאוששות התרגיל להסתמך על מגוון רחב של מכשירים, החל ב מורכבות מ אופני כושר MRI התואמים מווסתים ולמדוד עומס עבודה לתצורות פשוטות של רצועות ורפידות המאפשרות resistive פרץ-סוג והפעילות גופני מעין-סטטי. אחת המטרות העיקריות של כל אחד מהפרוטוקולים היא לייצר אנרגיה בלתי מאוזנת עבורו הביקוש אדנוזין אדנוזין (ATP) הוא נפגש בתחילה דרך התמוטטות האנזימטית של phosphocreatine (PCR) דרך התגובה קריאטין קינז 49. לאחר הפסקת פעילות גופנית, קצב ייצור ATP הוא נשלט על ידי Pho חמצוניsphorylation ומייצג את המקסימום קיבולת vivo של המיטוכונדריה 50. יתר על כן, OXPHOS במהלך ההתאוששות שלאחר האימון יכולה להיות מתוארת לפי תגובת שיעור מסדר ראשון 51. ההתאוששות שלאחר האימון של PCR ולכן ניתן לכמת מאי ההתאמה של קבוע זמן מעריכים (τ PCR), עם ערכים קטנים של τ PCR מייצג יכול יותר לסינתזת ATP חמצונים. במאמצים משמעותיים נעשו כדי לאמת 31 הארגון של ברגותי נגד vivo לשעבר ואמצעים ישירים יותר של OXPHOS ולהדגים את התחולה הקלינית האפשרית של טכניקה זו 52, 53, 54, 55.

יש לציין, הפרוטוקול המתואר בעבודה זו יכול להיות מיושם על סורקים קליניים-טובים, וזה קבל תוקף נרחב כמו o סמן ביולוגי פולשניתבמיטוכונדריה f 56. עם זאת, פרוטוקול ארגונו של ברגותי תרגיל 31 אופטימיזציה עבור יישום ליחידים עם חומרות שונות של ליקוי תוקף או ניידות לא הוכח גם 57. פרוטוקול תרגיל מוגדר היטב, רחב-החלים 31 טכניקת ארגונו של ברגותי יהיה שימושיים במיוחד בהערכת מחלות עם מומי יסוד במיטוכונדריה.

מחקרים קודמים בחנו מספר היישומים של טכניקות פולשני לכמת במיטוכונדריה במקצועות. למשל, טכניקות אלו הראו OXPHOS הלקוי בנבדקים עם סוכרת מסוג 2 36. לודי ואח. הראשון בדק את הכדאיות של טכניקות ארגונו של ברגותי בנבדקים עם FA ומצא כי 1) הפגם הגנטי יסודי FA פוגעת OXPHOS שרירי השלד 2) מספר שלישיה GAA חוזר עומדת ביחס הפוך שרירי השלד OXPHOS 33. לאחרונה, Nachbauer et al. ארגונו של ברגותי משמש כמדד תוצאה משנית בניסוי התרופה FA עם 7 נושאים. זמני התאוששות PCR היו באופן משמעותי יותר במקצועות בהשוואה לקבוצת ביקורת, מאשרים מחדש העבודה הקודמת של לודי ומציין כי ההשפעות של ביטוי frataxin הסוטה ב FA יכולות לגרום לירידה ביכולת המיטוכונדריה הניתנת לזיהוי באמצעות טכניקות ארגונו של ברגותי 58.

שיטות אמינות כדי להגדיר כראוי בתפקוד שרירי שלד vivo באופן ריאלי, חסכוני, לשחזור הם קריטיים לשיפור תוצאות נושא במגוון של מחלות המשפיעות על תפקוד המיטוכונדריה.

עבודה זו מתווה הליך חזק להשגת קיבולת חמצוני מקסימלית vivo של שרירי שלד באמצעות 31 הארגון של ברגותי. פרוטוקול התרגיל-המגנט נסבל היטב על ידי אנשים פורשים מגוון רחב של פיזית functionaיכולות l ומאפשרות התקנת נושא פשוטה באמצעות ציוד זול בתפוצה רחבה.

Protocol

פרוטוקול זה מאושר על ידי והוא פועל בהתאם להנחיות של הדירקטוריון סקירה מוסדיים אוניברסיטת אוהיו עבור ניסויים בבני אדם. חשוב ביותר כי כל הנהלים הקשורים ציוד MR מבוצעים על ידי צוות מיומן כראוי דבק בסטנדרטים הגבוהים ביותר של בטיחות MR 59. <p style=";text-align:right;directio…

Representative Results

לימוד שחזור שישה מתנדב (4 גברים ו -2 נשים, גיל ממוצע: 24.5 ± 6.2 שנים) ללא לב דיווח עצמי, חילוף חומרים, או מחלת המיטוכונדריה עבר הפעלות של שתואר 31 ארגונו של ברגותי התעמלות טכניקת דימות ב …

Discussion

מאמר זה מתאר פרוטוקול סטנדרטי 31 בחינת ארגונו של ברגותי שמקנה vivo ב סדר פולשנית למדידת תפקוד המיטוכונדריה שרירי שלד. הפרוטוקול מחזיק ערעור ניכר כאשר בוחן את רוחב היריעה של חקירות מיקוד הניטל גדל והולך של תסמונת מטבולית או התחלואה והתמותה כתוצאה שלה. פרוטוקו…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was supported in part by a Davis Heart and Lung Research Institute Trifit Award, as well as by the Intramural Research Program of the NIH National Institute on Aging.

Materials

1.5 T MR Scanner Siemens manufacturer will not affect results
10 cm 31P transmit-receive coil, 1.5T compatible PulseTeq manufacturer will not affect results
3 fl oz Baby Oil Johnson & Johnson manufacturer will not affect results
Foam triangle cushion (Knee) Siemens manufacturer will not affect results
(3) plastic buckle resistive straps; table to table Siemens manufacturer will not affect results
(1) plastic buckle resistive strap; self-connecting Siemens

References

  1. Eckel, R. H., Alberti, K. G., Grundy, S. M., Zimmet, P. Z. The metabolic syndrome. Lancet. 375 (9710), 181-183 (2010).
  2. Shulman, G. I. Ectopic fat in insulin resistance, dyslipidemia, and cardiometabolic disease. N Engl J Med. 371 (12), 1131-1141 (2014).
  3. Holmstrom, M. H., Iglesias-Gutierrez, E., Zierath, J. R., Garcia-Roves, P. M. Tissue-specific control of mitochondrial respiration in obesity-related insulin resistance and diabetes. Am J Physiol Endocrinol Metab. 302 (6), 731-739 (2012).
  4. Jheng, H. F., et al. Mitochondrial fission contributes to mitochondrial dysfunction and insulin resistance in skeletal muscle. Mol Cell Biol. 32 (2), 309-319 (2012).
  5. Petersen, K. F., et al. Mitochondrial dysfunction in the elderly: possible role in insulin resistance. Science. 300 (5622), 1140-1142 (2003).
  6. Kelley, D. E., He, J., Menshikova, E. V., Ritov, V. B. Dysfunction of mitochondria in human skeletal muscle in type 2 diabetes. Diabetes. 51 (10), 2944-2950 (2002).
  7. Liu, R., et al. Impaired mitochondrial dynamics and bioenergetics in diabetic skeletal muscle. PLoS One. 9 (3), 92810 (2014).
  8. Ha, H., Hwang, I. A., Park, J. H., Lee, H. B. Role of reactive oxygen species in the pathogenesis of diabetic nephropathy. Diabetes Res Clin Pract. 82, 42-45 (2008).
  9. Akude, E., et al. Diminished superoxide generation is associated with respiratory chain dysfunction and changes in the mitochondrial proteome of sensory neurons from diabetic rats. Diabetes. 60 (1), 288-297 (2011).
  10. Fernyhough, P. Mitochondrial dysfunction in diabetic neuropathy: a series of unfortunate metabolic events. Curr Diab Rep. 15 (11), 89 (2015).
  11. Chen, M., Wang, W., Ma, J., Ye, P., Wang, K. High glucose induces mitochondrial dysfunction and apoptosis in human retinal pigment epithelium cells via promoting SOCS1 and Fas/FasL signaling. Cytokine. 78, 94-102 (2016).
  12. Blake, R., Trounce, I. A. Mitochondrial dysfunction and complications associated with diabetes. Biochim Biophys Acta. 1840 (4), 1404-1412 (2014).
  13. Rains, J. L., Jain, S. K. Oxidative stress, insulin signaling, and diabetes. Free Radic Biol Med. 50 (5), 567-575 (2011).
  14. Serviddio, G., et al. Mitochondrial involvement in non-alcoholic steatohepatitis. Mol Aspects Med. 29 (1-2), 22-35 (2008).
  15. Perez-Carreras, M., et al. Defective hepatic mitochondrial respiratory chain in patients with nonalcoholic steatohepatitis. Hepatology. 38 (4), 999-1007 (2003).
  16. Garcia-Ruiz, I., et al. Mitochondrial complex I subunits are decreased in murine nonalcoholic fatty liver disease: implication of peroxynitrite. J Proteome Res. 9 (5), 2450-2459 (2010).
  17. Patti, M. E., Corvera, S. The role of mitochondria in the pathogenesis of type 2 diabetes. Endocr Rev. 31 (3), 364-395 (2010).
  18. Muoio, D. M., Newgard, C. B. Obesity-related derangements in metabolic regulation. Annu Rev Biochem. 75, 367-401 (2006).
  19. Bonnard, C., et al. Mitochondrial dysfunction results from oxidative stress in the skeletal muscle of diet-induced insulin-resistant mice. J Clin Invest. 118 (2), 789-800 (2008).
  20. Jheng, H. F., Huang, S. H., Kuo, H. M., Hughes, M. W., Tsai, Y. S. Molecular insight and pharmacological approaches targeting mitochondrial dynamics in skeletal muscle during obesity. Ann N Y Acad Sci. 1350, 82-94 (2015).
  21. Coen, P. M., Goodpaster, B. H. Role of intramyocelluar lipids in human health. Trends Endocrinol Metab. 23 (8), 391-398 (2012).
  22. Montgomery, M. K., Turner, N. Mitochondrial dysfunction and insulin resistance: an update. Endocr Connect. 4 (1), 1-15 (2015).
  23. Martelli, A., Puccio, H. Dysregulation of cellular iron metabolism in Friedreich ataxia: from primary iron-sulfur cluster deficit to mitochondrial iron accumulation. Front Pharmacol. 5, 130 (2014).
  24. Campuzano, V., et al. Frataxin is reduced in Friedreich ataxia patients and is associated with mitochondrial membranes. Hum Mol Genet. 6 (11), 1771-1780 (1997).
  25. Calabrese, V., et al. Oxidative stress, mitochondrial dysfunction and cellular stress response in Friedreich’s ataxia. J Neurol Sci. 233 (1-2), 145-162 (2005).
  26. Ristow, M., et al. Frataxin activates mitochondrial energy conversion and oxidative phosphorylation. Proc Natl Acad Sci U S A. 97 (22), 12239-12243 (2000).
  27. Ardehali, H., et al. Targeting myocardial substrate metabolism in heart failure: potential for new therapies. Eur J Heart Fail. 14 (2), 120-129 (2012).
  28. Ren, J., Pulakat, L., Whaley-Connell, A., Sowers, J. R. Mitochondrial biogenesis in the metabolic syndrome and cardiovascular disease. J Mol Med (Berl). 88 (10), 993-1001 (2010).
  29. Marin-Garcia, J., Goldenthal, M. J. Understanding the impact of mitochondrial defects in cardiovascular disease: a review. J Card Fail. 8 (5), 347-361 (2002).
  30. Babcock, M., et al. Regulation of mitochondrial iron accumulation by Yfh1p, a putative homolog of frataxin. Science. 276 (5319), 1709-1712 (1997).
  31. Foury, F., Cazzalini, O. Deletion of the yeast homologue of the human gene associated with Friedreich’s ataxia elicits iron accumulation in mitochondria. FEBS Lett. 411 (2-3), 373-377 (1997).
  32. Wardman, P., Candeias, L. P. Fenton chemistry: an introduction. Radiat Res. 145 (5), 523-531 (1996).
  33. Lodi, R., et al. Cardiac energetics are abnormal in Friedreich ataxia patients in the absence of cardiac dysfunction and hypertrophy: an in vivo 31P magnetic resonance spectroscopy study. Cardiovasc Res. 52 (1), 111-119 (2001).
  34. Raman, S. V., et al. Impaired myocardial perfusion reserve and fibrosis in Friedreich ataxia: a mitochondrial cardiomyopathy with metabolic syndrome. Eur Heart J. 32 (5), 561-567 (2011).
  35. Kitzman, D. W., et al. Skeletal muscle abnormalities and exercise intolerance in older patients with heart failure and preserved ejection fraction. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 306 (9), 1364-1370 (2014).
  36. Scheuermann-Freestone, M., et al. Abnormal cardiac and skeletal muscle energy metabolism in patients with type 2 diabetes. Circulation. 107 (24), 3040-3046 (2003).
  37. Allcock, D. M., Sowers, J. R. Best strategies for hypertension management in type 2 diabetes and obesity. Curr Diab Rep. 10 (2), 139-144 (2010).
  38. Katzmarzyk, P. T., Church, T. S., Janssen, I., Ross, R., Blair, S. N. Metabolic syndrome, obesity, and mortality: impact of cardiorespiratory fitness. Diabetes Care. 28 (2), 391-397 (2005).
  39. Wang, J., et al. The metabolic syndrome predicts cardiovascular mortality: a 13-year follow-up study in elderly non-diabetic Finns. Eur Heart J. 28 (7), 857-864 (2007).
  40. Zambon, S., et al. Metabolic syndrome and all-cause and cardiovascular mortality in an Italian elderly population: the Progetto Veneto Anziani (Pro.V.A) Study. Diabetes Care. 32 (1), 153-159 (2009).
  41. Malik, S., et al. Impact of the metabolic syndrome on mortality from coronary heart disease, cardiovascular disease, and all causes in United States adults. Circulation. 110 (10), 1245-1250 (2004).
  42. Ropper, A. H., Samuels, M. A. . Adams and Victor’s Principles of Neurology. 9 edn. , (2009).
  43. Abeti, R., et al. Targeting lipid peroxidation and mitochondrial imbalance in Friedreich’s ataxia. Pharmacol Res. 99, 344-350 (2015).
  44. Li, Y., et al. Excision of Expanded GAA Repeats Alleviates the Molecular Phenotype of Friedreich’s Ataxia. Mol Ther. 23 (6), 1055-1065 (2015).
  45. Toledo, F. G., Goodpaster, B. H. The role of weight loss and exercise in correcting skeletal muscle mitochondrial abnormalities in obesity, diabetes and aging. Mol Cell Endocrinol. 379 (1-2), 30-34 (2013).
  46. Oldridge, N. B., Guyatt, G. H., Fischer, M. E., Rimm, A. A. Cardiac rehabilitation after myocardial infarction. Combined experience of randomized clinical trials. JAMA. 260 (7), 945-950 (1988).
  47. O’Connor, G. T., et al. An overview of randomized trials of rehabilitation with exercise after myocardial infarction. Circulation. 80 (2), 234-244 (1989).
  48. Ryan, T. E., Brizendine, J. T., McCully, K. K. A comparison of exercise type and intensity on the noninvasive assessment of skeletal muscle mitochondrial function using near-infrared spectroscopy. J Appl Physiol (1985). 114 (2), 230-237 (2013).
  49. Wallimann, T. Bioenergetics. Dissecting the role of creatine kinase. Curr Biol. 4 (1), 42-46 (1994).
  50. Forbes, S. C., Paganini, A. T., Slade, J. M., Towse, T. F., Meyer, R. A. Phosphocreatine recovery kinetics following low- and high-intensity exercise in human triceps surae and rat posterior hindlimb muscles. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 296 (1), 161-170 (2009).
  51. Korzeniewski, B., Rossiter, H. B. Each-step activation of oxidative phosphorylation is necessary to explain muscle metabolic kinetic responses to exercise and recovery in humans. J Physiol. 593 (24), 5255-5268 (2015).
  52. Meyer, R. A. A linear model of muscle respiration explains monoexponential phosphocreatine changes. Am J Physiol. 254 (4), 548-553 (1988).
  53. McCully, K. K., Fielding, R. A., Evans, W. J., Leigh, J. S., Posner, J. D. Relationships between in vivo and in vitro measurements of metabolism in young and old human calf muscles. J Appl Physiol (1985). 75 (2), 813-819 (1993).
  54. Layec, G., Haseler, L. J., Richardson, R. S. Reduced muscle oxidative capacity is independent of O2 availability in elderly people. Age (Dordr). 35 (4), 1183-1192 (2013).
  55. Larson-Meyer, D. E., Newcomer, B. R., Hunter, G. R., Hetherington, H. P., Weinsier, R. L. 31P MRS measurement of mitochondrial function in skeletal muscle: reliability, force-level sensitivity and relation to whole body maximal oxygen uptake. NMR Biomed. 13 (1), 14-27 (2000).
  56. Kemp, G. J., Ahmad, R. E., Nicolay, K., Prompers, J. J. Quantification of skeletal muscle mitochondrial function by 31P magnetic resonance spectroscopy techniques: a quantitative review. Acta Physiol (Oxf). 213 (1), 107-144 (2015).
  57. Lynch, D. R., et al. Near infrared muscle spectroscopy in patients with Friedreich’s ataxia. Muscle Nerve. 25 (5), 664-673 (2002).
  58. Nachbauer, W., et al. Bioenergetics of the calf muscle in Friedreich ataxia patients measured by 31P-MRS before and after treatment with recombinant human erythropoietin. PLoS One. 8 (7), 69229 (2013).
  59. Kanal, E., et al. ACR guidance document on MR safe practices: 2013. J Magn Reson Imaging. 37 (3), 501-530 (2013).
  60. Petroff, O. A., Ogino, T., Alger, J. R. High-resolution proton magnetic resonance spectroscopy of rabbit brain: regional metabolite levels and postmortem changes. J Neurochem. 51 (1), 163-171 (1988).
  61. Jubrias, S. A., Crowther, G. J., Shankland, E. G., Gronka, R. K., Conley, K. E. Acidosis inhibits oxidative phosphorylation in contracting human skeletal muscle in vivo. J Physiol. 553 (2), 589-599 (2003).
  62. Layec, G., et al. Reproducibility assessment of metabolic variables characterizing muscle energetics in vivo: A 31P-MRS study. Magn Reson Med. 62 (4), 840-854 (2009).
  63. Iotti, S., Lodi, R., Frassineti, C., Zaniol, P., Barbiroli, B. In vivo assessment of mitochondrial functionality in human gastrocnemius muscle by 31P MRS. The role of pH in the evaluation of phosphocreatine and inorganic phosphate recoveries from exercise. NMR Biomed. 6 (4), 248-253 (1993).
  64. Wren, T. A., Bluml, S., Tseng-Ong, L., Gilsanz, V. Three-point technique of fat quantification of muscle tissue as a marker of disease progression in Duchenne muscular dystrophy: preliminary study. AJR Am J Roentgenol. 190 (1), 8-12 (2008).
  65. Milani, R. V., Lavie, C. J., Mehra, M. R., Ventura, H. O. Understanding the basics of cardiopulmonary exercise testing. Mayo Clin Proc. 81 (12), 1603-1611 (2006).
  66. Wust, R. C., van der Laarse, W. J., Rossiter, H. B. On-off asymmetries in oxygen consumption kinetics of single Xenopus laevis skeletal muscle fibres suggest higher-order control. J Physiol. 591 (3), 731-744 (2013).
  67. Ryan, T. E., Brophy, P., Lin, C. T., Hickner, R. C., Neufer, P. D. Assessment of in vivo skeletal muscle mitochondrial respiratory capacity in humans by near-infrared spectroscopy: a comparison with in situ measurements. J Physiol. 592 (15), 3231-3241 (2014).
  68. Hamaoka, T., McCully, K. K., Niwayama, M., Chance, B. The use of muscle near-infrared spectroscopy in sport, health and medical sciences: recent developments. Philos Trans A Math Phys Eng Sci. 369, 4591-4604 (2011).
check_url/54977?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Kumar, V., Chang, H., Reiter, D. A., Bradley, D. P., Belury, M., McCormack, S. E., Raman, S. V. Phosphorus-31 Magnetic Resonance Spectroscopy: A Tool for Measuring In Vivo Mitochondrial Oxidative Phosphorylation Capacity in Human Skeletal Muscle. J. Vis. Exp. (119), e54977, doi:10.3791/54977 (2017).

View Video