Summary

Fosfor-31-magnetisk resonansspektroskopi: ett verktyg för att mäta<em> In Vivo</em> Mitochondrial oxidativ fosforylering Kapacitet i human skelettmuskel

Published: January 19, 2017
doi:

Summary

This work demonstrates the feasibility of an in vivo phosphorus-31 magnetic resonance spectroscopy (31PMRS) technique to quantify mitochondrial oxidative phosphorylation (OXPHOS) capacity in human skeletal muscle.

Abstract

Skeletal muscle mitochondrial oxidative phosphorylation (OXPHOS) capacity, which is critically important in health and disease, can be measured in vivo and noninvasively in humans via phosphorus-31 magnetic resonance spectroscopy (31PMRS). However, the approach has not been widely adopted in translational and clinical research, with variations in methodology and limited guidance from the literature. Increased optimization, standardization, and dissemination of methods for in vivo 31PMRS would facilitate the development of targeted therapies to improve OXPHOS capacity and could ultimately favorably impact cardiovascular health. 31PMRS produces a noninvasive, in vivo measure of OXPHOS capacity in human skeletal muscle, as opposed to alternative measures obtained from explanted and potentially altered mitochondria via muscle biopsy. It relies upon only modest additional instrumentation beyond what is already in place on magnetic resonance scanners available for clinical and translational research at most institutions. In this work, we outline a method to measure in vivo skeletal muscle OXPHOS. The technique is demonstrated using a 1.5 Tesla whole-body MR scanner equipped with the suitable hardware and software for 31PMRS, and we explain a simple and robust protocol for in-magnet resistive exercise to rapidly fatigue the quadriceps muscle. Reproducibility and feasibility are demonstrated in volunteers as well as subjects over a wide range of functional capacities.

Introduction

Målet med detta arbete är att beskriva en reproducerbar metod för att icke-invasivt mäta in vivo skelettmuskel mitokondriefunktion hos individer som har ett brett spektrum av förmågor. Avvikande mitokondriefunktion är ett kännetecken för ett brett spektrum av metabolt syndrom och genetiska sjukdomar, från vanliga tillstånd såsom åldrande och diabetes sällsynta sjukdomar såsom Friedreichs ataxi.

Metabola syndromet och mitokondriell dysfunktion

Metabola syndromet har visat sig störa mitokondriefunktion, tryck skelettmuskel OXPHOS, och leda till ektopisk fettansamling i skelettmuskel 1, 2. Som kritiska organ reglerar ämnesomsättning och energi homeostas är mitokondrier inblandade i patofysiologin av fetma 3, 4, insulinresistens 5 </sup>, Typ 2 diabetes mellitus (T2DM) 6, 7, diabetesrelaterad mikro- 8, 9, 10, 11 och makrovaskulära komplikationer 12, 13, och alkoholfri fettlever (NAFLD) 14, 15, 16, bland andra .Insulin motstånd kännetecknas av stora förändringar i skelettmuskulaturen mitokondriell aktivitet, inklusive minskad mitokondriell trikarboxylsyra (TCA) flödeshastighet, ATP synteshastighet och citrat syntas och NADH: O 2 oxidoreduktas aktivitet 5. En hypotes är att dessa förändringar kan bero på ansamling av fria fettsyror (FFA) metaboliter i muskeln, som påtagligt förstärks under fetma och andra fetma-rupprymd sjukdomar 2, 17. Exponeringen av muskler för förhöjda ffas och lipid intermediärer kan minska uttrycket av gener i lipid oxidativ väg liksom TCA-cykeln och elektrontransportkedja (ETC) 18. Denna minskning av mitokondriell skelettmuskel OXPHOS kapacitet i fastställandet av en lipid överbelastning åtföljs av en nedgång i den kvantitativa (innehåll och biogenes av mitokondrier) 19 och kvalitativ funktion av skelettmuskulatur mitokondrier 20. Exponera skelettmuskler och myocyter till ffas leder till svår insulinresistens, och ökad FFA-upptag i muskel är associerad med insulinresistens hos både människor och gnagare 21. Lipiden intermediärer ceramid och diacylglycerol (DAG) har visat sig direkt hämma insulinsignaleringsvägen genom att förändra aktiviteten av kinaser, såsom proteinkinas C och protein kinas B 21. Därför lipid-härledda molekyler tycks spela en framträdande roll i utvecklingen av skelett motstånd muskel insulin och T2DM. Det är dock fortfarande oklart om förändringar i mitokondriernas kapacitet är en orsak eller en följd av insulinresistens 22.

Friedrichs ataxi och mitokondriell dysfunktion

Minskat OXPHOS kan också uppstå från genetiska defekter. Friedrichs ataxi (FA), den vanligaste formen av ärftlig ataxi, är en genetisk sjukdom som orsakas av en mutation i frataxin (FXN) genen, vilket resulterar i intra-mitokondrie järn ackumulering, reaktiva syreproduktion art, och avvikelser i oxidativ fosforylering 23, 24, 25, 26. Denna viktiga upptäckt har lett till utvecklingen av riktade terapier, which syfte att förbättra mitokondriefunktion vid undercellnivå. Trots denna insikt, har det varit begränsade utvecklingen av in vivo, reproducerbara biomarkörer för FA klinisk forskning. I själva verket är en kritisk barriär i effektiv utvärdering av riktade terapier i FA oförmåga att spåra ändringar i mitokondriefunktion. Aktuella funktionella åtgärder, till exempel, kan identifiera minskad hjärtminutvolym; emellertid, de är oförmögna att bestämma den nivå vid vilken dysfunktion inträffar (figur 1). Utvecklingen av en tillförlitlig markör för mitokondriefunktion som kan användas för att identifiera och utvärdera sjukdomsprogression i Friedrichs ataxi är avgörande för att bedöma relevanta mekanistiska inverkan av riktade terapier.

Nedsatt OXPHOS och hjärtdysfunktion

Avvikande mitokondriefunktion, antingen förvärvas eller genetiska, skulle kunna bidra till utveckling eller progression av koftaac dysfunktion. Enligt villkoren i övertryck och hjärtsvikt, de primära energisubstrat preferens växlar från FFA glukos. Detta är förenat med minskad ETC aktivitet och oxidativ fosforylering 27. Patofysiologi mitokondriella bioenergetik i hjärtdysfunktion kan vara olika beroende på den primära ursprung mitokondriell defekt. Diabetes och metabolt syndrom resulterar i mitokondriella avvikelser i hjärtmuskeln, såsom försämrad biogenes och fettsyrametabolism, vilket leder till minskad substrat flexibilitet, energieffektivitet, och så småningom, diastolisk dysfunktion 28, 29. I FA, å andra sidan, en frataxin brist resulterar i betydande mitokondriell järnackumulering i kardiomyocyter 30, 31. Järn ackumulering leder till produktion av fria radikaler via Fenton reaktion 32 </ Sup> och ökar risken för fri radikal-inducerad cardiomyocyte skada. Intra-mitokondrie järn ackumulering är också förknippat med en ökad känslighet för oxidativ stress och minskad oxidativ kapacitet 30, 31. Järn anhopning och efterföljande avvikande mitokondriefunktion, på grund av frataxin brist, därför kan vara ansvarig för nedsatt hjärt energin och kardiomyopati observerades i FA 33, 34. Det är också intressant att notera att den minskade oxidativ kapacitet i skelettmuskulaturen mitokondrier paralleller träningsintolerans och minskad metabolisk kapacitet i hjärtsvikt (HF) 35. Mätning av skelettmuskel OXPHOS kapacitet, som beskrivs häri, är lätt genomförbara och robusta; i kombination med betydelsen av skelettmuskulaturen OXPHOS i HF, dessa egenskaper gör det till en tilltalande biomarkör i omfattande studier av hörat sjukdom 36.

Nedsatt OXPHOS och åtföljande hjärtsvikt är inte en obetydlig del av metabola och mitokondriell sjukdom. Patienter med diabetes och metabola sjukdomar löper större risk att utveckla hjärt-kärlsjukdom och har överdödlighet efter hjärtinfarkt (MI) 37, 38, 39, 40, 41; över hälften av FA patienter har kardiomyopati, och många dör av hjärtarytmi eller hjärtsvikt 42. Därför kan kvantifiering av minskad OXPHOS inte bara att för tidig upptäckt och behandling av hjärtdysfunktion, men det kan också lindra en stor klinisk börda i dessa sjukdomar.

Riktade terapier för att direkt öka OXPHOS kapacitet är ett lovande område för att förbättra behandlingen av patienter, whether orsaken till metabola dysfunktion är genetisk eller förvärvad. För närvarande är utvecklingen av nya målinriktade läkemedel som antingen lindra onormal mitokondriefunktion 43 eller korrigera den primära genetiska defekten 44 kan förbättra rubbade bioenergetik karakteristisk för FA. I fallet med förvärvad mitokondriell dysfunktion, kan ökad fysisk aktivitet förbättrar mitokondriefunktion 45, 46, 47.

31 Fosfor magnetisk resonansspektroskopi som en icke-invasiv Biomarker av mitokondrie funktion

Oavsett den testade terapi, en integrerad in vivo bedömning av skelettmuskel bioenergetik är ett viktigt verktyg för att bedöma effekterna av riktade insatser, särskilt hos patienter med svår träningsintolerans eller oförmåga att genomgå konventionell metabolic testning. Magnetisk resonansspektroskopi inställd på fosfor (31 PMRS), en endogen kärna finns i olika hög energisubstrat i celler i hela kroppen, har använts för att kvantifiera mitokondrie oxidativ kapacitet med hjälp av olika metoder, bland annat i-magnet motion-återvinningsprotokoll och muskelstimuleringsprotokoll 48. Övningen-återhämtning protokoll förlitar sig på en mängd olika apparater varierar i komplexitet från MR-kompatibla ergometrar som reglerar och mäter arbetsbelastning enkla konfigurationer av remmar och kuddar som möjliggör burst-typ resistiv och kvasistatisk övning. Ett av de primära målen för någon av dessa protokoll är att producera en energi obalans som kravet på adenosintrifosfat (ATP) initialt tillgodoses genom den enzymatiska nedbrytningen av phosphocreatine (PCR) genom kreatinkinas reaktion 49. Vid upphörande av motion, är hastigheten för ATP-produktion domineras av oxidativ phosphorylation och representerar den maximala in vivo kapacitet mitokondrier 50. Vidare kan OXPHOS under eftertränings återhämtning att beskrivas av en första ordningens reaktionshastighet 51. Efter utöva återhämtning av PCR kan därför kvantifieras genom montering av en exponentiell tidskonstant (τ PCR), med mindre värden på τ PCr representerar större kapacitet för oxidativ ATP-syntes. Betydande ansträngningar har gjorts för att validera 31 PMRS mot ex vivo och mer direkta åtgärder OXPHOS och demonstrera potentiella kliniska användbarheten av denna teknik 52, 53, 54, 55.

Noterbart kan protokollet beskrivs i detta arbete genomförs på kliniskt tillgängliga skannrar, och det har i stor utsträckning godkänts som en icke-invasiv biomarkör of mitokondriefunktion 56. Men en övning 31 PMRS protokoll optimerad för användning till personer med olika svårighetsgrader av neuromuskulär försämring eller rörlighet har inte väletablerade 57. En väldefinierad, brett tillämplig övningsprotokoll och 31 PMRS teknik skulle vara särskilt användbar vid utvärdering av sjukdomar med grundläggande avvikelser i mitokondriefunktion.

Flera tidigare studier har undersökt tillämpningar av icke-invasiva metoder för att kvantifiera mitokondriefunktion hos patienter. Till exempel, har dessa tekniker visat nedsatt OXPHOS hos patienter med typ 2-diabetes 36. Lodi et al. först testat genomförbarheten av PMRS tekniker hos försökspersoner med FA och fann att 1) ​​den grundläggande genetiska defekten i FA försämrar skelettmuskel OXPHOS och 2) antalet GAA triplett upprepar är omvänt proportionell mot skelettmuskulaturen OXPHOS 33. Mer nyligen, Nachbauer et al. begagnade PMRS som en sekundär resultatmått i en FA drogprov med 7 ämnen. PCr återhämtningstider var signifikant längre hos patienter jämfört med kontroller, bekräftar Lodi tidigare arbete och indikerar att effekterna av avvikande frataxin uttryck i FA kan leda till en nedgång i mitokondrie kapacitet som kan detekteras med hjälp av PMRS tekniker 58.

Tillförlitliga metoder för att adekvat definiera in vivo skelettmuskelfunktion i en realistisk, kostnadseffektiv och reproducerbart sätt är avgörande för att förbättra ämnes utfall i en rad sjukdomar som påverkar mitokondriell funktion.

Detta arbete beskriver ett stabilt förfarande för att erhålla in vivo maximal oxidativ kapacitet i skelettmuskulaturen med hjälp av 31 PMRS. Den in-magnet övningsprotokollet tolereras väl av individer som spänner över ett brett spektrum av fysiska och functional förmågor och ger en förenklad ämne inställning med billig och allmänt tillgänglig utrustning.

Protocol

Detta protokoll har godkänts av och följer riktlinjerna i Ohio State University Institutional Review Board för försöksperson. Det är oerhört viktigt att alla förfaranden som rör MR utrustning utförs av tillräckligt utbildad personal som ansluter sig till de högsta normerna för MR-säkerhet 59. 1. Material och förberedelser Se till att alla nödvändiga material finns tillgängliga före experimentet (Figur 2). …

Representative Results

reproducerbarhet Studie Sex frivilliga (4 män och 2 kvinnor, medelålder: 24,5 ± 6,2 år) utan självrapporterade hjärta, metaboliska eller mitokondriell sjukdom genomgick sessioner av den beskrivna 31 PMRS motion och bildteknik på 2 olika dagar inom en vecka för att utvärdera teknik reproducerbarhet (figur 6a). De studier som gjorts på normala frivilliga bekräftar reproduce…

Discussion

Detta dokument beskriver ett standardprotokoll för 31 PMRS undersökning som ger seriella och icke-invasiv in vivo mätning av skelettmuskel mitokondriefunktion. Protokollet har betydande överklagande när man överväger bredden av undersökningar inriktade på växande bördan av metabola syndromet och dess resulterande sjuklighet och dödlighet. Denna 31 PMRS protokollet kräver en minimal mängd av scanner tid och kan införlivas i omfattande metaboliska undersökningar hos patienter…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was supported in part by a Davis Heart and Lung Research Institute Trifit Award, as well as by the Intramural Research Program of the NIH National Institute on Aging.

Materials

1.5 T MR Scanner Siemens manufacturer will not affect results
10 cm 31P transmit-receive coil, 1.5T compatible PulseTeq manufacturer will not affect results
3 fl oz Baby Oil Johnson & Johnson manufacturer will not affect results
Foam triangle cushion (Knee) Siemens manufacturer will not affect results
(3) plastic buckle resistive straps; table to table Siemens manufacturer will not affect results
(1) plastic buckle resistive strap; self-connecting Siemens

References

  1. Eckel, R. H., Alberti, K. G., Grundy, S. M., Zimmet, P. Z. The metabolic syndrome. Lancet. 375 (9710), 181-183 (2010).
  2. Shulman, G. I. Ectopic fat in insulin resistance, dyslipidemia, and cardiometabolic disease. N Engl J Med. 371 (12), 1131-1141 (2014).
  3. Holmstrom, M. H., Iglesias-Gutierrez, E., Zierath, J. R., Garcia-Roves, P. M. Tissue-specific control of mitochondrial respiration in obesity-related insulin resistance and diabetes. Am J Physiol Endocrinol Metab. 302 (6), 731-739 (2012).
  4. Jheng, H. F., et al. Mitochondrial fission contributes to mitochondrial dysfunction and insulin resistance in skeletal muscle. Mol Cell Biol. 32 (2), 309-319 (2012).
  5. Petersen, K. F., et al. Mitochondrial dysfunction in the elderly: possible role in insulin resistance. Science. 300 (5622), 1140-1142 (2003).
  6. Kelley, D. E., He, J., Menshikova, E. V., Ritov, V. B. Dysfunction of mitochondria in human skeletal muscle in type 2 diabetes. Diabetes. 51 (10), 2944-2950 (2002).
  7. Liu, R., et al. Impaired mitochondrial dynamics and bioenergetics in diabetic skeletal muscle. PLoS One. 9 (3), 92810 (2014).
  8. Ha, H., Hwang, I. A., Park, J. H., Lee, H. B. Role of reactive oxygen species in the pathogenesis of diabetic nephropathy. Diabetes Res Clin Pract. 82, 42-45 (2008).
  9. Akude, E., et al. Diminished superoxide generation is associated with respiratory chain dysfunction and changes in the mitochondrial proteome of sensory neurons from diabetic rats. Diabetes. 60 (1), 288-297 (2011).
  10. Fernyhough, P. Mitochondrial dysfunction in diabetic neuropathy: a series of unfortunate metabolic events. Curr Diab Rep. 15 (11), 89 (2015).
  11. Chen, M., Wang, W., Ma, J., Ye, P., Wang, K. High glucose induces mitochondrial dysfunction and apoptosis in human retinal pigment epithelium cells via promoting SOCS1 and Fas/FasL signaling. Cytokine. 78, 94-102 (2016).
  12. Blake, R., Trounce, I. A. Mitochondrial dysfunction and complications associated with diabetes. Biochim Biophys Acta. 1840 (4), 1404-1412 (2014).
  13. Rains, J. L., Jain, S. K. Oxidative stress, insulin signaling, and diabetes. Free Radic Biol Med. 50 (5), 567-575 (2011).
  14. Serviddio, G., et al. Mitochondrial involvement in non-alcoholic steatohepatitis. Mol Aspects Med. 29 (1-2), 22-35 (2008).
  15. Perez-Carreras, M., et al. Defective hepatic mitochondrial respiratory chain in patients with nonalcoholic steatohepatitis. Hepatology. 38 (4), 999-1007 (2003).
  16. Garcia-Ruiz, I., et al. Mitochondrial complex I subunits are decreased in murine nonalcoholic fatty liver disease: implication of peroxynitrite. J Proteome Res. 9 (5), 2450-2459 (2010).
  17. Patti, M. E., Corvera, S. The role of mitochondria in the pathogenesis of type 2 diabetes. Endocr Rev. 31 (3), 364-395 (2010).
  18. Muoio, D. M., Newgard, C. B. Obesity-related derangements in metabolic regulation. Annu Rev Biochem. 75, 367-401 (2006).
  19. Bonnard, C., et al. Mitochondrial dysfunction results from oxidative stress in the skeletal muscle of diet-induced insulin-resistant mice. J Clin Invest. 118 (2), 789-800 (2008).
  20. Jheng, H. F., Huang, S. H., Kuo, H. M., Hughes, M. W., Tsai, Y. S. Molecular insight and pharmacological approaches targeting mitochondrial dynamics in skeletal muscle during obesity. Ann N Y Acad Sci. 1350, 82-94 (2015).
  21. Coen, P. M., Goodpaster, B. H. Role of intramyocelluar lipids in human health. Trends Endocrinol Metab. 23 (8), 391-398 (2012).
  22. Montgomery, M. K., Turner, N. Mitochondrial dysfunction and insulin resistance: an update. Endocr Connect. 4 (1), 1-15 (2015).
  23. Martelli, A., Puccio, H. Dysregulation of cellular iron metabolism in Friedreich ataxia: from primary iron-sulfur cluster deficit to mitochondrial iron accumulation. Front Pharmacol. 5, 130 (2014).
  24. Campuzano, V., et al. Frataxin is reduced in Friedreich ataxia patients and is associated with mitochondrial membranes. Hum Mol Genet. 6 (11), 1771-1780 (1997).
  25. Calabrese, V., et al. Oxidative stress, mitochondrial dysfunction and cellular stress response in Friedreich’s ataxia. J Neurol Sci. 233 (1-2), 145-162 (2005).
  26. Ristow, M., et al. Frataxin activates mitochondrial energy conversion and oxidative phosphorylation. Proc Natl Acad Sci U S A. 97 (22), 12239-12243 (2000).
  27. Ardehali, H., et al. Targeting myocardial substrate metabolism in heart failure: potential for new therapies. Eur J Heart Fail. 14 (2), 120-129 (2012).
  28. Ren, J., Pulakat, L., Whaley-Connell, A., Sowers, J. R. Mitochondrial biogenesis in the metabolic syndrome and cardiovascular disease. J Mol Med (Berl). 88 (10), 993-1001 (2010).
  29. Marin-Garcia, J., Goldenthal, M. J. Understanding the impact of mitochondrial defects in cardiovascular disease: a review. J Card Fail. 8 (5), 347-361 (2002).
  30. Babcock, M., et al. Regulation of mitochondrial iron accumulation by Yfh1p, a putative homolog of frataxin. Science. 276 (5319), 1709-1712 (1997).
  31. Foury, F., Cazzalini, O. Deletion of the yeast homologue of the human gene associated with Friedreich’s ataxia elicits iron accumulation in mitochondria. FEBS Lett. 411 (2-3), 373-377 (1997).
  32. Wardman, P., Candeias, L. P. Fenton chemistry: an introduction. Radiat Res. 145 (5), 523-531 (1996).
  33. Lodi, R., et al. Cardiac energetics are abnormal in Friedreich ataxia patients in the absence of cardiac dysfunction and hypertrophy: an in vivo 31P magnetic resonance spectroscopy study. Cardiovasc Res. 52 (1), 111-119 (2001).
  34. Raman, S. V., et al. Impaired myocardial perfusion reserve and fibrosis in Friedreich ataxia: a mitochondrial cardiomyopathy with metabolic syndrome. Eur Heart J. 32 (5), 561-567 (2011).
  35. Kitzman, D. W., et al. Skeletal muscle abnormalities and exercise intolerance in older patients with heart failure and preserved ejection fraction. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 306 (9), 1364-1370 (2014).
  36. Scheuermann-Freestone, M., et al. Abnormal cardiac and skeletal muscle energy metabolism in patients with type 2 diabetes. Circulation. 107 (24), 3040-3046 (2003).
  37. Allcock, D. M., Sowers, J. R. Best strategies for hypertension management in type 2 diabetes and obesity. Curr Diab Rep. 10 (2), 139-144 (2010).
  38. Katzmarzyk, P. T., Church, T. S., Janssen, I., Ross, R., Blair, S. N. Metabolic syndrome, obesity, and mortality: impact of cardiorespiratory fitness. Diabetes Care. 28 (2), 391-397 (2005).
  39. Wang, J., et al. The metabolic syndrome predicts cardiovascular mortality: a 13-year follow-up study in elderly non-diabetic Finns. Eur Heart J. 28 (7), 857-864 (2007).
  40. Zambon, S., et al. Metabolic syndrome and all-cause and cardiovascular mortality in an Italian elderly population: the Progetto Veneto Anziani (Pro.V.A) Study. Diabetes Care. 32 (1), 153-159 (2009).
  41. Malik, S., et al. Impact of the metabolic syndrome on mortality from coronary heart disease, cardiovascular disease, and all causes in United States adults. Circulation. 110 (10), 1245-1250 (2004).
  42. Ropper, A. H., Samuels, M. A. . Adams and Victor’s Principles of Neurology. 9 edn. , (2009).
  43. Abeti, R., et al. Targeting lipid peroxidation and mitochondrial imbalance in Friedreich’s ataxia. Pharmacol Res. 99, 344-350 (2015).
  44. Li, Y., et al. Excision of Expanded GAA Repeats Alleviates the Molecular Phenotype of Friedreich’s Ataxia. Mol Ther. 23 (6), 1055-1065 (2015).
  45. Toledo, F. G., Goodpaster, B. H. The role of weight loss and exercise in correcting skeletal muscle mitochondrial abnormalities in obesity, diabetes and aging. Mol Cell Endocrinol. 379 (1-2), 30-34 (2013).
  46. Oldridge, N. B., Guyatt, G. H., Fischer, M. E., Rimm, A. A. Cardiac rehabilitation after myocardial infarction. Combined experience of randomized clinical trials. JAMA. 260 (7), 945-950 (1988).
  47. O’Connor, G. T., et al. An overview of randomized trials of rehabilitation with exercise after myocardial infarction. Circulation. 80 (2), 234-244 (1989).
  48. Ryan, T. E., Brizendine, J. T., McCully, K. K. A comparison of exercise type and intensity on the noninvasive assessment of skeletal muscle mitochondrial function using near-infrared spectroscopy. J Appl Physiol (1985). 114 (2), 230-237 (2013).
  49. Wallimann, T. Bioenergetics. Dissecting the role of creatine kinase. Curr Biol. 4 (1), 42-46 (1994).
  50. Forbes, S. C., Paganini, A. T., Slade, J. M., Towse, T. F., Meyer, R. A. Phosphocreatine recovery kinetics following low- and high-intensity exercise in human triceps surae and rat posterior hindlimb muscles. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 296 (1), 161-170 (2009).
  51. Korzeniewski, B., Rossiter, H. B. Each-step activation of oxidative phosphorylation is necessary to explain muscle metabolic kinetic responses to exercise and recovery in humans. J Physiol. 593 (24), 5255-5268 (2015).
  52. Meyer, R. A. A linear model of muscle respiration explains monoexponential phosphocreatine changes. Am J Physiol. 254 (4), 548-553 (1988).
  53. McCully, K. K., Fielding, R. A., Evans, W. J., Leigh, J. S., Posner, J. D. Relationships between in vivo and in vitro measurements of metabolism in young and old human calf muscles. J Appl Physiol (1985). 75 (2), 813-819 (1993).
  54. Layec, G., Haseler, L. J., Richardson, R. S. Reduced muscle oxidative capacity is independent of O2 availability in elderly people. Age (Dordr). 35 (4), 1183-1192 (2013).
  55. Larson-Meyer, D. E., Newcomer, B. R., Hunter, G. R., Hetherington, H. P., Weinsier, R. L. 31P MRS measurement of mitochondrial function in skeletal muscle: reliability, force-level sensitivity and relation to whole body maximal oxygen uptake. NMR Biomed. 13 (1), 14-27 (2000).
  56. Kemp, G. J., Ahmad, R. E., Nicolay, K., Prompers, J. J. Quantification of skeletal muscle mitochondrial function by 31P magnetic resonance spectroscopy techniques: a quantitative review. Acta Physiol (Oxf). 213 (1), 107-144 (2015).
  57. Lynch, D. R., et al. Near infrared muscle spectroscopy in patients with Friedreich’s ataxia. Muscle Nerve. 25 (5), 664-673 (2002).
  58. Nachbauer, W., et al. Bioenergetics of the calf muscle in Friedreich ataxia patients measured by 31P-MRS before and after treatment with recombinant human erythropoietin. PLoS One. 8 (7), 69229 (2013).
  59. Kanal, E., et al. ACR guidance document on MR safe practices: 2013. J Magn Reson Imaging. 37 (3), 501-530 (2013).
  60. Petroff, O. A., Ogino, T., Alger, J. R. High-resolution proton magnetic resonance spectroscopy of rabbit brain: regional metabolite levels and postmortem changes. J Neurochem. 51 (1), 163-171 (1988).
  61. Jubrias, S. A., Crowther, G. J., Shankland, E. G., Gronka, R. K., Conley, K. E. Acidosis inhibits oxidative phosphorylation in contracting human skeletal muscle in vivo. J Physiol. 553 (2), 589-599 (2003).
  62. Layec, G., et al. Reproducibility assessment of metabolic variables characterizing muscle energetics in vivo: A 31P-MRS study. Magn Reson Med. 62 (4), 840-854 (2009).
  63. Iotti, S., Lodi, R., Frassineti, C., Zaniol, P., Barbiroli, B. In vivo assessment of mitochondrial functionality in human gastrocnemius muscle by 31P MRS. The role of pH in the evaluation of phosphocreatine and inorganic phosphate recoveries from exercise. NMR Biomed. 6 (4), 248-253 (1993).
  64. Wren, T. A., Bluml, S., Tseng-Ong, L., Gilsanz, V. Three-point technique of fat quantification of muscle tissue as a marker of disease progression in Duchenne muscular dystrophy: preliminary study. AJR Am J Roentgenol. 190 (1), 8-12 (2008).
  65. Milani, R. V., Lavie, C. J., Mehra, M. R., Ventura, H. O. Understanding the basics of cardiopulmonary exercise testing. Mayo Clin Proc. 81 (12), 1603-1611 (2006).
  66. Wust, R. C., van der Laarse, W. J., Rossiter, H. B. On-off asymmetries in oxygen consumption kinetics of single Xenopus laevis skeletal muscle fibres suggest higher-order control. J Physiol. 591 (3), 731-744 (2013).
  67. Ryan, T. E., Brophy, P., Lin, C. T., Hickner, R. C., Neufer, P. D. Assessment of in vivo skeletal muscle mitochondrial respiratory capacity in humans by near-infrared spectroscopy: a comparison with in situ measurements. J Physiol. 592 (15), 3231-3241 (2014).
  68. Hamaoka, T., McCully, K. K., Niwayama, M., Chance, B. The use of muscle near-infrared spectroscopy in sport, health and medical sciences: recent developments. Philos Trans A Math Phys Eng Sci. 369, 4591-4604 (2011).
check_url/54977?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Kumar, V., Chang, H., Reiter, D. A., Bradley, D. P., Belury, M., McCormack, S. E., Raman, S. V. Phosphorus-31 Magnetic Resonance Spectroscopy: A Tool for Measuring In Vivo Mitochondrial Oxidative Phosphorylation Capacity in Human Skeletal Muscle. J. Vis. Exp. (119), e54977, doi:10.3791/54977 (2017).

View Video