בדיקת היכולת פולשנית דם של תאים סרטניים דג הזברה (<em> Danio rerio</em>)
Summary
בשיטה זו משתמשת עוברי דג זברה כדי לבדוק ביעילות את יכולת פולשני כלי הדם של תאים סרטניים. תאים סרטניים פלורסנט מוזרקים לתוך שק סינוס או חלמון precardiac של עוברים בפיתוח. פלישת תאים סרטניים כלי דם extravasation נבחנת באמצעות מיקרוסקופ פלואורסצנטי של אזור הזנב 24 כדי 96 שעות מאוחר יותר.
Abstract
Cancer cell vascular invasion and extravasation is a hallmark of metastatic progression. Traditional in vitro models of cancer cell invasion of endothelia typically lack the fluid dynamics that invading cells are otherwise exposed to in vivo. However, in vivo systems such as mouse models, though more physiologically relevant, require longer experimental timescales and present unique challenges associated with monitoring and data analysis. Here we describe a zebrafish assay that seeks to bridge this technical gap by allowing for the rapid assessment of cancer cell vascular invasion and extravasation. The approach involves injecting fluorescent cancer cells into the precardiac sinus of transparent 2-day old zebrafish embryos whose vasculature is marked by a contrasting fluorescent reporter. Following injection, the cancer cells must survive in circulation and subsequently extravasate from vessels into tissues in the caudal region of the embryo. Extravasated cancer cells are efficiently identified and scored in live embryos via fluorescence imaging at a fixed timepoint. This technique can be modified to study intravasation and/or competition amongst a heterogeneous mixture of cancer cells by changing the injection site to the yolk sac. Together, these methods can evaluate a hallmark behavior of cancer cells and help uncover mechanisms indicative of malignant progression to the metastatic phenotype.
Introduction
מחלה גרורתית הוא אחד הגורמים העיקריים לתמותה מסרטן ומנגנונים רבים המאפשרים הפצת תאים סרטניים להישאר להתגלות 1. על מנת תא סרטני לשלוח גרורות בהצלחה, צריך קודם לפלוש דרך stroma שמקיפה גידול ראשוני, זן (intravasate) לתוך מערכת הדם, לשרוד במעבר, יציאה (extravasate) מהמחזור, ולבסוף להקים מושבת קיימא ליד העוגב באתר 2 הרחוק. Intravasation ו extravasation הם ובכך צעדים מכריעים המפל גרורתי, ובכל זאת כל תא סרטני הוא לא מיומן מטבעו לשבש נודדות דרך צומת אנדותל 3. למעשה, יש שורה של לחצי מבחר ייחודיים מקיפי פלישת כלי דם תאים סרטניים ואת התהליך יכול להיות מושפע יותר על ידי מגוון של גורמי אנדוגני אקסוגניים 4. מסיבות אלה, טכניקות לחקור את ההתנהגות האגרסיבית של סרטן בשלב מתקדם לעתים קרובות להתמקד נascular יכולת פולשנית כאמצעי לחיזוי התפשטות גרורתית.
מערכות מודל שונות קיימות כדי להקל על המחקר של פלישת כלי דם תאים סרטניים במבחנה. לכל היותר בשימוש מבחני חוץ גופייה לכלול הן מערכות transwell להעריך נדידת תאים סרטניים באמצעות מחסום אנדותל 5 או תא-המצע חשמלי חישת עכבה (ECIS) בטכנולוגיה כדי לפקח על השיבוש בזמן האמת של monolayer שלם אנדותל ידי תאים סרטניים 6. מבחנים אלו בדרך כלל חסרים את הדינמיקה של נוזלים וגורמים סטרומה שאחרת להשפיע מצורפים תאים סרטניים לקיר האנדותל. בעיה זו לעקוף במידה מה על ידי רשתות כלי דם perfusable שעולות מן תרבות 3D של endothelia עם תאים תומכים סטרומה, ומערכות microfluidic 3D אלה מהוות כיום בחזית האפשרויות הנוכחיות במבחנת 7,8. ובכל זאת, גישות אלה להשמיט את המיקרו-הסביבה החזקה של מערכת דם פונקציונליתולכן רק תחליף חלק עבור מודלים in vivo.
הנפוץ ביותר במודל vivo של פלישת כלי דם היא של העכבר, שבו מבחני גרורות ניסיוני מבוצעים בדרך כלל משום שהם מתרחשים על לוחות זמנים יחסית קצרים מעידים בדרך כלל יכולת גרורתי 9. מבחנים אלו כרוכים הזרקה ישירה של תאים סרטניים למחזור ולכן מודל בשלבי הסיום של גרורות, כלומר תא extravasation וסרטן קולוניזציה של איברים. מבחני גרורות ניסיוני משתנים בהתאם באתר הזרקת תאים סרטניים האיברים בסופו מנותחים. בסוג assay הראשון, תאים סרטניים מוזרקים לוריד הזנב של עכברי זריעת תאי סרטן הריאות מנוטרים 10,11. את assay השנייה כוללת ביצוע זריקות intracardiac לכוון זריעת גרורתי לכיוון המיקרו-סביבה העצם 12-14, אבל גם 15 המוח. ב assay שלישי, ג סרטןאמות מוזרקות לתוך הטחול על מנת לאפשר קולוניזציה של הכבד 16 ואילו מסלול המשלוח הרביעי לעורק תרדמת נושאת תאים סרטניים למוח 17,18. בלי לשים לב את שיטת מסירת התאים הסרטניים, קולוניזציה האיברים היא נקודת הסיום הניסיון קבל והוא נקבע בדרך כלל באמצעות הארה, היסטולוגיה, או טכניקות מבוססות PCR. למרות היתרונות הפיסיולוגיים של ניצוח מבחני גרורות הניסיונות בתוך שורה בעכברים, ניסויים אלה עדיין דורשים שבועות עד חודשים כדי להשלים ולנתח.
דג הזברה (Danio rerio) המודל התפתח לאחרונה מערכת חדשה ללמוד התקדמות סרטן 19,20, ו מאפשר ההערכה של פלישת כלי דם תאי הסרטן בתוך מערכת דם תפקודית על לוח זמנים קצר בהרבה בהשוואה לעכברים 21-24. השיטה משתמשת זן דג הזברה שקוף אשר endothelia שלה מתויג עם fluo ירוק שונית אלמוגיםכתב חלבון rescent מונע על ידי אמרגן kdrl, הקולטן דג הזברה עבור פקטור גדילה של אנדותל כלי דם 25. ב assay, תאים סרטניים מסומנים בטוש ניאון אדום והזריקו לתוך הסינוס precardiac של עוברים ישנים 2-יום. בכל מקום בין 48 כדי 96 שעות לאחר ההזרקה, תאים סרטניים כי פלשו מתוך כלי הדם ולתוך באזור של עבר הזנב יכולים להיות בקיע ביעילות על מיקרוסקופ פלואורסצנטי. כאן אנו ליישם את הטכנולוגיה על פנל של שורות תאי סרטן השד אנושיות הנפוץ להפגין הבדלים מוחלטים ביכולת פולשני כלי הדם שלהם. יתר על כן, אנו מראים כי שינוי הזריקה אל שק העובר חלמון מאפשר לחקר אינטראקציות תא הטרוגנית, כמו אוכלוסיות תאים סרטניים יכולים להיות מתויג באופן דיפרנציאלי עם צבעי ניאון והזריקו לתוך עוברי דג הזברה חסר כלי הדם ניאון. ב assay זה האחרון, תאים סרטניים פלשו החלמון intravasated לתוך vasculaturדואר הם הבקיע באזור הזנב 24 עד 48 שעות לאחר ההזרקה. בהתאם ליעילות והנוחות של מודל זה, דג הזברה מועסקת ויותר לבדוק במהירות את יכולת פולשני כלי הדם של תאים סרטניים תחת הגדרה פיזיולוגית.
Protocol
Representative Results
Discussion
טכניקה זו מנצלת את מודל דג הזברה ביעילות על מנת לבחון את יכולת פולשני כלי הדם של תאים סרטניים (ראה איור 1). כאן אנו להחיל את הטכניקה בפני פנל של שורות תאי סרטן השד על מנת לספק בסיס שעליו חוקרים אחרים אז יכולים לבנות מחקרים משלהם (ראה טבלה 1; איורים 2 …
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
We thank Peter Johnson of the Georgetown University Microscopy Core for assistance with imaging the zebrafish embryos. The Microscopy & Imaging Shared Resource and the Zebrafish Shared Resource are partially supported by NIH/NCI grant P30-CA051008. This work was also supported by NIH/NCI CA71508 (AW) and CA177466 (AW).
Materials
| 0.05% Trypsin-EDTA | Life Technologies | 25300-054 | |
| 100mm Dishes | Corning Incorporated | 3160-100 | |
| 5 3/4" Disposable Pastur Pipets, borosilicate Glass | Fisher Brand | 13-678-20B | |
| 60 mm Dish | Corning Incorporated | 3160-60 | |
| Agarose, Low Melting | Fisher | BP165-25 | |
| Agarose, Molecular Grade | Bioline | BIO-41026 | |
| Capillary Glass, Standard, 1.2MM x 0.68MM, 4" | A-M Systems, Inc | 627000 | |
| David Kopf 700C Vertical Pipette Puller | Hofstra Group | 3600 | |
| DMEM | Life Technologies | 11995-065 | |
| Electrode Storage Jar, 1.0MM | World Precision Instruments, Inc | E210 | |
| Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate salt (Tricaine, MS-222) | Fluka | A5040 | |
| Eyelash Brush | Ted Pella, Inc | 113 | |
| Fetal Bovine Serum, Heat Inactivated | Omega Scientific | FB-12 | |
| Fisherbrand Transfer Pipettes | ThermoFisher Scientific | 13-711-7M | |
| Gel Loading Pipet Tips | Fisher Brand | 02-707-181 | |
| Glass Bottom Dishes (12.0 mm) | ThermoFisher Scientific | 150680 | |
| Glass Depression Slide | VWR | 470005-634 | |
| Instant Ocean Salt, Sea Salt | Pentair | IS50 | |
| Latex Rubber Bulbs, 2mL, Pack of 72 | Heathrow Scientific | HS20622B | |
| SP8 Confocal Microscope | Leica | ||
| Micromanipulator | Narishige | ||
| Eclipse E600 | Nikon | ||
| PBS | Life Technologies | 10010-023 | |
| Penicillin-G Potassium | Fisher Biotech | BP914-100 | |
| Petri Plates, 100mm x 15mm | Fisher Brand | FB0875713 | |
| Picospritzer II | General Valve Corporation | ||
| RPMI 1640 Medium | Life Technologies | 11875-093 | |
| Streptomycin Sulfate | Fisher Biotech | BP910-50 | |
| Vybrant DiI | ThermoFisher Scientific | V22885 | |
| Vybrant DiO | ThermoFisher Scientific | V22886 | |
| Zebrafish | Georgetown Zebrafish Shared Resources | ||
| Cell lines were maintained in DMEM + 10% FBS, with the expection of BT-474 and HCC18-6 cells, which were mantained in RPMI + 10% FBS. | |||
References
- Cummings, M. C., et al. Metastatic progression of breast cancer: insights from 50 years of autopsies. Am J Path. 232, 23-31 (2014).
- Nguyen, D. X., Bos, P. D., Massagué, J. Metastasis: from dissemination to organ-specific colonization. Nat Rev Cancer. 9 (4), 274-284 (2009).
- Reymond, N., d’Água, B. B., Ridley, A. J. Crossing the endothelial barrier during metastasis. Nat Rev Cancer. 13 (12), 858-870 (2013).
- Quail, D. F., Joyce, J. A. Microenvironmental regulation of tumor progression and metastasis. Nat Med. 19 (11), 1423-1437 (2013).
- Hooper, S., Marshall, J. F., Sahai, E. Tumor cell migration in three dimensions. Method Enzymol. 409, 625-642 (2006).
- Rahim, S., Üren, A. A real-time electrical impedance based technique to measure invasion of endothelial cell monolayer by cancer cells. J Vis Exp. (50), (2011).
- Jeon, J. S., et al. Human 3D vascularized organotypic microfluidic assays to study breast cancer cell extravasation. Proc Natl Acad Sci USA. 112 (1), 214-219 (2015).
- Shin, Y., et al. Microfluidic assay for simultaneous culture of multiple cell types on surfaces or within hydrogels. Nat Protoc. 7 (7), 1247-1259 (2012).
- Vargo-Gogola, T., Rosen, J. M. Modelling breast cancer: one size does not fit all. Nat Rev Cancer. 7 (9), 659-672 (2007).
- Mohanty, S., Xu, L. Experimental metastasis assay. J Vis Exp. (42), (2010).
- Minn, A. J., et al. Genes that mediate breast cancer metastasis to lung. Nature. 436 (7050), 518-524 (2005).
- Campbell, J. P., Merkel, A. R., Masood-Campbell, S. K., Elefteriou, F., Sterling, J. A. Models of bone metastasis. J Vis Exp. (64), e4260 (2012).
- Arguello, F., Baggs, R. B., Frantz, C. N. A murine model of experimental metastasis to bone and bone marrow. Cancer Res. 48 (23), 6876-6881 (1988).
- Minn, A. J., et al. Distinct organ-specific metastatic potential of individual breast cancer cells and primary tumors. J Clin Invest. 115 (1), 44-55 (2005).
- Bos, P. D., et al. Genes that mediate breast cancer metastasis to the brain. Nature. 459 (7249), 1005-1009 (2009).
- Soares, K. C., et al. A preclinical murine model of hepatic metastases. J Vis Exp. (91), e51677 (2014).
- Kienast, Y., et al. Real-time imaging reveals the single steps of brain metastasis formation. Nature Med. 16 (1), 116-122 (2010).
- Hasegawa, H., Ushio, Y., Hayakawa, T., Yamada, K., Mogami, H. Changes of the blood-brain barrier in experimental metastatic brain tumors. J Neurosurg. 59 (2), 304-310 (1983).
- Amatruda, J. F., Shepard, J. L., Stern, H. M., Zon, L. I. Zebrafish as a cancer model system. Cancer Cell. 1 (3), 229-231 (2002).
- Feitsma, H., Cuppen, E. Zebrafish as a cancer model. Molecular Cancer Res. 6 (5), 685-694 (2008).
- Stoletov, K., Klemke, R. Catch of the day: zebrafish as a human cancer model. Oncogene. 27 (33), 4509-4520 (2008).
- Stoletov, K., et al. Visualizing extravasation dynamics of metastatic tumor cells. J Cell Sci. 123 (13), 2332-2341 (2010).
- Kanada, M., Zhang, J., Yan, L., Sakurai, T., Terakawa, S. Endothelial cell-initiated extravasation of cancer cells visualized in zebrafish. PeerJ. , (2014).
- Teng, Y., Xie, X., Walker, S., White, D. T., Mumm, J. S., Cowell, J. K. Evaluating human cancer cell metastasis in zebrafish. BMC Cancer. 13 (453), (2013).
- Cross, L. M., Cook, M. A., Lin, S., Chen, J. -. N., Rubinstein, A. L. Rapid analysis of angiogenesis drugs in a live fluorescent zebrafish assay. Arterioscl Throm Vas. 23 (5), 911-912 (2003).
- Sharif, G. M., et al. Cell growth density modulates cancer cell vascular invasion via Hippo pathway activity and CXCR2 signaling. Oncogene. 34, 5879-5889 (2015).
- Novoa, B., Figueras, A. Zebrafish: model for the study of inflammation and the innate immune response to infectious diseases. Adv Exp Med Biol. 946, 253-275 (2012).
- Kitamura, T., Qian, B. -. Z., Pollard, J. W. Immune cell promotion of metastasis. Nature Rev Immunol. 15 (2), 73-86 (2015).
- He, S., et al. Neutrophil-mediated experimental metastasis is enhanced by VEGFR inhibition in a zebrafish xenograft model. J Pathol. 227 (4), 431-445 (2012).
- Tulotta, C., et al. Inhibition of signaling between human CXCR4 and zebrafish ligands by the small molecule IT1t impairs the formation of triple-negative breast cancer early metastases in a zebrafish xenograft model. Dis Model Mech. 9 (2), 141-153 (2016).
- Renshaw, S. A., Loynes, C. A., Trushell, D. M. I., Elworthy, S., Ingham, P. W., Whyte, M. K. B. A transgenic zebrafish model of neutrophilic inflammation. Blood. 108 (13), 3976-3978 (2006).
- Berens, E. B., et al. Keratin-associated protein 5-5 controls cytoskeletal function and cancer cell vascular invasion. Oncogene. , (2016).
