（ゼブラフィッシュにおける癌細胞の血管浸潤能をテストします<em>ゼブラフィッシュ</em>）
Summary
この方法は、効果的に癌細胞の血管の浸潤能をテストするためにゼブラフィッシュ胚を利用します。蛍光性の癌細胞は、心臓前方の洞または胚の開発の卵黄嚢に注入されます。癌細胞血管浸潤と血管外漏出は、24から96時間後に尾部領域の蛍光顕微鏡によって評価します。
Abstract
Cancer cell vascular invasion and extravasation is a hallmark of metastatic progression. Traditional in vitro models of cancer cell invasion of endothelia typically lack the fluid dynamics that invading cells are otherwise exposed to in vivo. However, in vivo systems such as mouse models, though more physiologically relevant, require longer experimental timescales and present unique challenges associated with monitoring and data analysis. Here we describe a zebrafish assay that seeks to bridge this technical gap by allowing for the rapid assessment of cancer cell vascular invasion and extravasation. The approach involves injecting fluorescent cancer cells into the precardiac sinus of transparent 2-day old zebrafish embryos whose vasculature is marked by a contrasting fluorescent reporter. Following injection, the cancer cells must survive in circulation and subsequently extravasate from vessels into tissues in the caudal region of the embryo. Extravasated cancer cells are efficiently identified and scored in live embryos via fluorescence imaging at a fixed timepoint. This technique can be modified to study intravasation and/or competition amongst a heterogeneous mixture of cancer cells by changing the injection site to the yolk sac. Together, these methods can evaluate a hallmark behavior of cancer cells and help uncover mechanisms indicative of malignant progression to the metastatic phenotype.
Introduction
転移性疾患は、癌死亡率および癌細胞の播種を可能にする1が発見されずに残っている多くのメカニズムの主要な原因です。正常に転移する癌細胞のためには、まず、原発腫瘍を囲む間質を介して侵入しなければならない循環系に（intravasate）を入力し、輸送中に生き残る、循環からの出口（浸出）、および最後に実行可能なコロニーを確立します遠隔臓器サイト2で。血管内および血管外漏出は、このように転移カスケードにおける重要なステップであり、まだすべての癌細胞は、内皮接合部3を介して破壊し、移行では、本質的に熟達していません。実際には、癌細胞の血管浸潤を取り囲み、プロセスはさらに、内因性及び外因性因子4の様々な影響を与えることができるユニークな選択圧のシリーズがあります。これらの理由から、進行期癌の攻撃的な行動を調べる技術は、多くの場合、Vに焦点を当てます転移拡散を予測する手段としてascular浸潤能。
様々なモデル系は、in vitroでの癌細胞の血管浸潤の研究を促進するために存在します。 インビトロアッセイにおいて最も使用され、癌細胞6によって無傷内皮単層のリアルタイム破壊を監視するために、内皮障壁5または電気細胞-基質インピーダンスセンシング（ECIS）技術を介して癌細胞の移動を評価するために、トランスウェルシステムのいずれかを含みます。これらのアッセイは、典型的には、それ以外の内皮壁に癌細胞の付着に影響を与える流体力学および間質の要因を欠いています。この問題は、やや間質細胞を支持して内皮の3D培養から生じる灌流血管ネットワークによって回避されており、これらの3Dマイクロ流体システムは現在、in vitroでの現在のオプション7,8の最前線を表します。それでも、これらのアプローチは、機能的な循環系の堅牢な微小環境を省略しますしたがって、唯一のin vivoでのモデルの一部代替インチ
最も広く血管浸潤のin vivoモデルで使用されるそれらは、比較的短い時間スケール上に発生し、一般的転移能9を示しているので、実験的転移アッセイが一般的に実行されたマウスです。これらのアッセイは、循環への癌細胞の直接注入を伴う、したがって転移、臓器の血管外遊出すなわち癌細胞コロニー形成の最終段階をモデル化します。実験的転移アッセイは、癌細胞の注射部位に基づいて異なると器官は、最終的に分析しました。第1のアッセイ型では、癌細胞をマウスの尾静脈に注入され、肺の癌細胞の播種は、10,11モニターされます。第二のアッセイは、転移性骨微小環境12-14に向かって播種するだけでなく、脳15を指示するために心臓内注射を実行する必要があります。第三のアッセイでは、癌Cellsは頸動脈に第送達経路は、脳17,18に癌細胞を担持し、一方、肝臓16のコロニー形成を可能にするために、脾臓内に注入されます。かかわらず、癌細胞送達方法、臓器のコロニー形成の受け入れ実験的エンドポイントであると一般的に発光、組織学、またはPCRベースの技術を介して決定されます。マウス宿主内で実験的転移アッセイを行うの生理学的な利点にもかかわらず、これらの実験はまだ完了し、分析するために数週間から数ヶ月が必要です。
ゼブラフィッシュ（ ゼブラフィッシュ ）モデルは、最近、癌の進行19,20を研究するための新しいシステムとして登場し、マウス21-24と比較してはるかに短い時間スケールで機能的な循環系内の癌細胞の血管浸潤の評価が可能にしました。この方法は、その内皮は緑のサンゴのfluoのタグが付いている透明なゼブラフィッシュ系統を利用しますkdrlプロモーターによって駆動されるrescentタンパク質レポーター、血管内皮増殖因子25ゼブラフィッシュレセプター。アッセイでは、癌細胞は赤色蛍光マーカーで標識され、2日齢の胚の心臓前方の洞に注入しました。どこでも注射後48〜96時間の間に、血管系の外と胚の尾部領域に侵入した癌細胞は、蛍光顕微鏡で効率的に得点することができます。ここでは、それらの血管の浸潤能で全く差異を実証するために一般的に使用されるヒト乳癌細胞株のパネルに技術を適用します。さらに、我々は癌細胞集団は、示差蛍光色素で標識され、蛍光血管系を欠くゼブラフィッシュ胚に注入することができるように、胚の卵黄嚢に注射部位を変えることは、不均一な細胞相互作用の研究を可能にすることを示しています。この後者のアッセイでは、卵黄に侵入した癌細胞はvasculaturにintravasatedeは注射後48時間に尾部領域24で採点されます。これにより、モデルの有効性と利便性のために、ゼブラフィッシュはますます急速に生理学的な設定の下で、癌細胞の血管の侵襲能力を試験するために使用されます。
Protocol
Representative Results
Discussion
この技術は、効率的に癌細胞（ 図1参照 ）の脈管浸潤能を試験するためのゼブラフィッシュモデルを利用します。ここでは、他の研究者は、その後、独自の研究（; – 3図2、 表1を参照）を構築することができ、その上にベースラインを提供するために、乳癌細胞株のパネルに技術を適用しました。 MDA-MB-231細胞は容易にゼブラフィッシュ胚の?…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
We thank Peter Johnson of the Georgetown University Microscopy Core for assistance with imaging the zebrafish embryos. The Microscopy & Imaging Shared Resource and the Zebrafish Shared Resource are partially supported by NIH/NCI grant P30-CA051008. This work was also supported by NIH/NCI CA71508 (AW) and CA177466 (AW).
Materials
| 0.05% Trypsin-EDTA | Life Technologies | 25300-054 | |
| 100mm Dishes | Corning Incorporated | 3160-100 | |
| 5 3/4" Disposable Pastur Pipets, borosilicate Glass | Fisher Brand | 13-678-20B | |
| 60 mm Dish | Corning Incorporated | 3160-60 | |
| Agarose, Low Melting | Fisher | BP165-25 | |
| Agarose, Molecular Grade | Bioline | BIO-41026 | |
| Capillary Glass, Standard, 1.2MM x 0.68MM, 4" | A-M Systems, Inc | 627000 | |
| David Kopf 700C Vertical Pipette Puller | Hofstra Group | 3600 | |
| DMEM | Life Technologies | 11995-065 | |
| Electrode Storage Jar, 1.0MM | World Precision Instruments, Inc | E210 | |
| Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate salt (Tricaine, MS-222) | Fluka | A5040 | |
| Eyelash Brush | Ted Pella, Inc | 113 | |
| Fetal Bovine Serum, Heat Inactivated | Omega Scientific | FB-12 | |
| Fisherbrand Transfer Pipettes | ThermoFisher Scientific | 13-711-7M | |
| Gel Loading Pipet Tips | Fisher Brand | 02-707-181 | |
| Glass Bottom Dishes (12.0 mm) | ThermoFisher Scientific | 150680 | |
| Glass Depression Slide | VWR | 470005-634 | |
| Instant Ocean Salt, Sea Salt | Pentair | IS50 | |
| Latex Rubber Bulbs, 2mL, Pack of 72 | Heathrow Scientific | HS20622B | |
| SP8 Confocal Microscope | Leica | ||
| Micromanipulator | Narishige | ||
| Eclipse E600 | Nikon | ||
| PBS | Life Technologies | 10010-023 | |
| Penicillin-G Potassium | Fisher Biotech | BP914-100 | |
| Petri Plates, 100mm x 15mm | Fisher Brand | FB0875713 | |
| Picospritzer II | General Valve Corporation | ||
| RPMI 1640 Medium | Life Technologies | 11875-093 | |
| Streptomycin Sulfate | Fisher Biotech | BP910-50 | |
| Vybrant DiI | ThermoFisher Scientific | V22885 | |
| Vybrant DiO | ThermoFisher Scientific | V22886 | |
| Zebrafish | Georgetown Zebrafish Shared Resources | ||
| Cell lines were maintained in DMEM + 10% FBS, with the expection of BT-474 and HCC18-6 cells, which were mantained in RPMI + 10% FBS. | |||
References
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