Summary

Voorbereiding van schimmel en plantaardig materiaal voor structurele opheldering met behulp van dynamische nucleaire polarisatie Solid state NMR

Published: February 12, 2019
doi:

Summary

Een protocol voor het voorbereiden van 13C,15N-geëtiketteerden schimmel en plant monsters voor multidimensionale Solid state NMR spectroscopie en dynamische nucleaire polarisatie (DNP) onderzoeken wordt gepresenteerd.

Abstract

Dit protocol laat zien hoe uniform 13C, 15N-geëtiketteerden schimmel materialen kunnen worden geproduceerd en hoe deze zachte materialen moeten worden voorafgegaan voor Solid state NMR en gevoeligheid-enhanced DNP experimenten. De monster veredeling van plantaardige biomassa is ook gedetailleerd. Met deze methode kan de meting van een reeks van 1D en 2D 13C –13C /15N correlaties spectra, waarmee de hoge resolutie structurele opheldering van complexe biomaterialen in hun oorspronkelijke staat, met minimale verstoring. De isotoop-labeling kan door het kwantificeren van de intensiteit in 1D spectra en het spuitrendement polarisatie in 2D correlatie spectra worden onderzocht. Het succes van de bereiding van de monsters van de dynamische nucleaire polarisatie (DNP) kan worden geëvalueerd door de factor van de verhoging van de gevoeligheid. Verdere experimenten onderzoeken de structurele aspecten van de polysacchariden en eiwitten zal leiden tot een model van de driedimensionale architectuur. Deze methoden kunnen worden gewijzigd en aangepast om te onderzoeken van een breed scala van koolhydraat-rijke materialen, met inbegrip van de natuurlijke celwanden van planten, schimmels, algen en bacteriën, evenals gesynthetiseerd of ontworpen koolhydraten polymeren en hun complex met andere moleculen.

Introduction

Koolhydraten spelen een centrale rol in verschillende biologische processen zoals energieopslag, structurele gebouw, en cellulaire erkenning en hechting. Ze zijn verrijkt in de celwand, die is een fundamentele component in planten, schimmels, algen en bacteriën1,2,3. De celwand fungeert als een centrale bron voor de productie van biobrandstof en biomaterialen, evenals een veelbelovende doelgroep voor antimicrobiële therapie4,5,6,7,8 , 9.

Het moderne begrip van deze complexe materialen heeft aanzienlijk door decennia van inspanningen die werden gewijd aan de structurele karakterisering met behulp van vier belangrijke biochemische of genetische methoden naar voren geschoven. De eerste belangrijke methode berust op opeenvolgende behandelingen met behulp van agressieve chemicaliën of enzymen te breken de celwanden in verschillende delen, die wordt gevolgd door de samenstelling en analyse van de koppeling van suikers in elke fractie10. Deze methode werpt licht op het domein distributie van polymeren kan, maar de interpretatie misleidend zijn als gevolg van de chemische en fysische eigenschappen van biomoleculen. Bijvoorbeeld, is het moeilijk om te bepalen of de alkali-extraheerbare fractie afkomstig uit één domein van minder strak gestructureerde moleculen of ruimtelijk gescheiden moleculen met vergelijkbare oplosbaarheid is. Ten tweede, de uitgepakte gedeelten of hele celwanden kan ook worden gemeten met behulp van oplossing NMR om te bepalen van de covalente verbanden, ook aangeduid als crosslinking, tussen verschillende moleculen11,12,13, 14,15. Op deze manier de gedetailleerde structuur van covalente ankers gesondeerd kon worden, maar beperkingen kunnen bestaan als gevolg van de lage oplosbaarheid van polysacchariden, het relatief kleine aantal crosslinking sites en de onwetendheid van de niet-covalente effecten die stabiliseert polysaccharide verpakking, met inbegrip van de waterstof-bonding, van der Waals force, elektrostatische interactie en polymeer entanglement. Ten derde, de bindende affiniteit is vastbesloten in vitro met behulp van geïsoleerde polysacchariden16,17,18,19, maar de reiniging procedures kunnen ingrijpend wordt gewijzigd de structuur en eigenschappen van deze biomoleculen. Deze methode mislukt ook de geavanceerde afzetting en assemblage van macromoleculen na biosynthese wilt repliceren. Ten slotte het fenotype, cel morfologie en mechanische eigenschappen van genetische mutanten met verzwakte productie van bepaalde celwand component werpen licht op de structurele functies van polysacchariden, maar meer moleculaire bewijs is nodig om deze brug macroscopische waarnemingen met de gemodificeerde functie van eiwit machineries20.

Recente vooruitgang in de ontwikkeling en toepassing van de multidimensionale Solid state NMR spectroscopie hebben ingevoerd een unieke gelegenheid om deze structurele puzzels op te lossen. 2D/3D solid state NMR experimenten inschakelen met een hoge resolutie onderzoek naar de samenstelling en architectuur van koolhydraat-rijke materialen in de geboortestaat zonder grote perturbation. Structurele studies zijn met succes uitgevoerd op zowel de primaire als de secundaire celwanden van planten, de catalytically behandelde biomassa, bacteriële biofilm, het pigment geesten in schimmels en, onlangs door de auteurs, de intact celwanden in een pathogene schimmel Aspergillus fumigatus 21 , 22 , 23 , 24 , 25 , 26 , 27 , 28 , 29 , 30 , 31. de ontwikkeling van dynamische nucleaire polarisatie (DNP)32,33,34,35,,36,,37,38 , 39 , 40 , 41 , NMR structurele opheldering vergemakkelijkt 42 aanzienlijk als de verhoging van de gevoeligheid door DNP aanzienlijk de experimentele tijd op deze complexe biomaterialen verkort. Het protocol hier beschreven details over de procedures voor de schimmel A. fumigatus isotoop-labeling en voorbereiden van schimmel en plant monsters voor Solid state NMR en DNP karakterisering. Soortgelijke labeling procedures gelden andere schimmels met gewijzigde medium, en de monsterbereidingsprocedures gelden over het algemeen andere koolhydraatrijke biomaterialen.

Protocol

1. groei van 13C, 15N-geëtiketteerden Aspergillus fumigatus opgietvloeistof Voorbereiding van labelloze en 13C, 15N-geëtiketteerden groeimediumOpmerking: Beide gist Extract pepton Dextrose medium (YPD) en de verbeterde minimaal middellange43 werden gebruikt voor het onderhoud van schimmel cultuur. Alle stappen na autoclaaf zijn uitgevoerd in een laminaire flow kap tot een minimum beperken van verontreiniging. Bereiding va…

Representative Results

De isotoop labeling aanzienlijk verbetert de gevoeligheid van de NMR en maakt het mogelijk voor het meten van een reeks 2D 13C -13C en 13C -15N correlatie spectra voor het analyseren van de samenstelling, hydratatie, mobiliteit en verpakking van polymeren, die zal worden geïntegreerd om te bouwen van een driedimensionaal model van de celwand het platform (Figuur 1). Als de uniforme etikettering slaagt, moet een com…

Discussion

Vergeleken met de biochemische methoden, heeft Solid state NMR voordelen als een niet-destructieve en hoge resolutie techniek. NMR is ook kwantitatieve samenstelling analyse, en in tegenstelling tot de meeste andere analytische methoden, doet niet hebben de onzekerheden ingevoerd door de beperkte oplosbaarheid van biopolymeren. Oprichting van het huidige protocol vergemakkelijkt toekomstige studies op koolhydraat-rijke biomaterialen en matiemaatschappij polymeren. Echter moet worden opgemerkt dat de resonantie-toewijzing…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dit werk werd gesteund door de National Science Foundation via NSF OIA-1833040. Het nationale laboratorium voor hoog magnetisch veld (NHMFL) wordt ondersteund door de National Science Foundation via het DMR-1157490 en de staat Florida. Het systeem van de MAS-DNP bij NHMFL wordt gedeeltelijk gefinancierd door de NIH S10 OD018519 en NSF CHE-1229170.

Materials

Ammonium Molybdate Tetrahydrate Acros Organics 12054-85-2
AMUPol Cortecnet C010P002
Analytical weighing balance Ohaus B730439218 Model PA84C
Bioclave 16 L VWR 470230-598
Biosafety Cabinet Labconco corporation 302319100
Boric acid VWR BDH9222 store at 15-30 °C
Cobalt(II) Chloride Hexahydrate Honeywell|Fluka 60820 ≥98 %
Copper(II) Sulfate Pentahydrate BDH BDH9312 ≥98 %
Corning LSE shaking incubator Thermo Fisher Scientific 7202152
D2O Sigma Aldrich 151882 99.9 atom % D
d6-DMSO Sigma Aldrich 151874 99.9 atom % D
d8-glycerol Sigma Aldrich 447498 ≥99 atom % D
Dialysis tubing 3.2 kDa Sigma Aldrich D2272 132724
Dipotassium Phosphate VWR BDH9266 ≥98 %
Glycerol Sigma Aldrich G5516 ≥99.5 %
Heraus Megafuge 16R Centrifuge Thermo Fischer Scientific 750004271 Maximum RCF 25,830 x g
HR-MAS Disposable Insert Kit Bruker B4493 Kel-F
Iron(II) Sulfate Heptahydrate Alfa Aesar 14498 ≥99+ %
Magnesium Sulfate Heptahydrate VWR 10034998 store at 18-26 °C
Manganese(II) Chloride Tetrahydrate Alfa Aesar 11563 ≥99 %
Monopotassium Phosphate VWR 470302-254 ≥99 %
pH Meter Mettler Toledo B706689216
Tetrasodium Ethylenediaminetetraacetate Acros Organics 13235-36-9 ≥99.5 %
Zinc Sulfate Heptahydrate Alfa Aesar 33399 ≥98 %
12C3, d8-glycerol Cambridge Isotope Laboratory CDLM-8660 12C3, 99.95%; D8, 98%
13C6-glucose Sigma Alrdrich 364606 ≥99 % (CP)
15N-sodium nitrate Sigma Aldrich 364606 ≥98 % 15N, ≥99 (cp)
3.2 mm sapphire NMR rotor Cortecnet B6939
3.2 mm Silicone plug Bruker B7089
4 mm MAS Rotor Kit Bruker H14355 Zirconia

References

  1. Murrey, H. E., Hsieh-Wilson, L. C. The chemical neurobiology of carbohydrates. Chemical Reviews. 108 (5), 1708-1731 (2008).
  2. Latge, J. P. The cell wall: a carbohydrate armour for the fungal cell. Molecular Microbiology. 66 (2), 279-290 (2007).
  3. Cosgrove, D. J. Growth of the plant cell wall. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 6 (11), 850-861 (2005).
  4. Furtado, A., et al. Modifying plants for biofuel and biomaterial production. Plant Biotechnology Journal. 12 (9), 1246-1258 (2014).
  5. Loqué, D., Scheller, H. V., Pauly, M. Engineering of plant cell walls for enhanced biofuel production. Current Opinion in Plant Biology. 25, 151-161 (2015).
  6. Latge, J. P. Aspergillus fumigatus and aspergillosis. Clinical Microbiology Reviews. 12 (2), 310-350 (1999).
  7. Ragauskas, A. J., et al. The path forward for biofuels and biomaterials. Science. 311 (5760), 484-489 (2006).
  8. Service, R. F. Cellulosic ethanol – Biofuel researchers prepare to reap a new harvest. Science. 315 (5818), 1488-1491 (2007).
  9. Somerville, C., Youngs, H., Taylor, C., Davis, S. C., Long, S. P. Feedstocks for Lignocellulosic Biofuels. Science. 329 (5993), 790-792 (2010).
  10. Schiavone, M., et al. A combined chemical and enzymatic method to determine quantitatively the polysaccharide components in the cell wall of yeasts. FEMS Yeast Research. 14 (6), 933-947 (2014).
  11. Cheng, K., Sorek, H., Zimmermann, H., Wemmer, D. E., Pauly, M. Solution-State 2D NMR Spectroscopy of Plant Cell Walls Enabled by a Dimethylsulfoxide-d(6)/1-Ethyl-3-methylimidazolium Acetate Solvent. Analytical Chemistry. 85 (6), 3213-3221 (2013).
  12. Mansfield, S. D., Kim, H., Lu, F. C., Ralph, J. Whole plant cell wall characterization using solution-state 2D NMR. Nature Protocols. 7 (9), 1579-1589 (2012).
  13. Tan, L., et al. An Arabidopsis Cell Wall Proteoglycan Consists of Pectin and Arabinoxylan Covalently Linked to an Arabinogalactan Protein. Plant Cell. 25 (1), 270-287 (2013).
  14. Kollar, R., Petrakova, E., Ashwell, G., Robbins, P. W., Cabib, E. Architecture of the Yeast-Cell Wall – the Linkage between Chitin and Beta(1-3)-Glucan. Journal of Biological Chemistry. 270 (3), 1170-1178 (1995).
  15. Kollar, R., et al. Architecture of the yeast cell wall – beta(1->6)-glucan interconnects mannoprotein, beta(1-3)-glucan, and chitin. Journal of Biological Chemistry. 272 (28), 17762-17775 (1997).
  16. Mccann, M. C., et al. Old and new ways to probe plant cell wall architecture. Canadian Journal of Botany. 73, S103-S113 (1995).
  17. Whitney, S. E. C., Brigham, J. E., Darke, A. H., Reid, J. S. G., Gidley, M. J. In-Vitro Assembly of Cellulose/Xyloglucan Networks – Ultrastructural and Molecular Aspects. The Plant Journal. 8 (4), 491-504 (1995).
  18. Zykwinska, A. W., Ralet, M. C. J., Garnier, C. D., Thibault, J. F. J. Evidence for in vitro binding of pectin side chains to cellulose. Plant Physiology. 139 (1), 397-407 (2005).
  19. Kiemle, S. N., et al. Role of (1,3)(1,4)-beta-Glucan in Cell Walls: Interaction with Cellulose. Biomacromolecules. 15 (5), 1727-1736 (2014).
  20. Pogorelko, G., Lionetti, V., Bellincampi, D., Zabotina, O. Cell wall integrity: targeted post-synthetic modifications to reveal its role in plant growth and defense against pathogens. Plant Signaling & Behavior. 8 (9), e25435 (2013).
  21. Wang, T., Park, Y. B., Cosgrove, D. J., Hong, M. Cellulose-Pectin Spatial Contacts Are Inherent to Never-Dried Arabidopsis thaliana Primary Cell Walls: Evidence from Solid-State NMR. Plant Physiology. 168 (3), 871-884 (2015).
  22. Wang, T., Salazar, A., Zabotina, O. A., Hong, M. Structure and dynamics of Brachypodium primary cell wall polysaccharides from two-dimensional 13C solid-state nuclear magnetic resonance spectroscopy. Biochemistry. 53 (17), 2840-2854 (2014).
  23. Grantham, N. J., et al. An even pattern of xylan substitution is critical for interaction with cellulose in plant cell walls. Nature Plants. 3 (11), 859-865 (2017).
  24. Simmons, T. J., et al. Folding of xylan onto cellulose fibrils in plant cell walls revealed by solid-state NMR. Nature Communications. 7, 13902 (2016).
  25. Komatsu, T., Kikuchi, J. Selective Signal Detection in Solid-State NMR Using Rotor-Synchronized Dipolar Dephasing for the Analysis of Hemicellulose in Lignocellulosic Biomass. The Journal of Physical Chemistry Letters. 4 (14), 2279-2283 (2013).
  26. Perras, F. A., et al. Atomic-Level Structure Characterization of Biomass Pre- and Post-Lignin Treatment by Dynamic Nuclear Polarization-Enhanced Solid-State NMR. The Journal of Physical Chemistry A. 121 (3), 623-630 (2017).
  27. Chatterjee, S., Prados-Rosales, R., Itin, B., Casadevall, A., Stark, R. E. Solid-state NMR Reveals the Carbon-based Molecular Architecture of Cryptococcus neoformans Fungal Eumelanins in the Cell Wall. Journal of Biological Chemistry. 290 (22), 13779-13790 (2015).
  28. Zhong, J., Frases, S., Wang, H., Casadevall, A., Stark, R. E. Following fungal melanin biosynthesis with solid-state NMR: biopolymer molecular structures and possible connections to cell-wall polysaccharides. Biochemistry. 47 (16), 4701-4710 (2008).
  29. Kang, X., et al. Molecular architecture of fungal cell walls revealed by solid-state NMR. Nature Communications. 9 (1), 2747 (2018).
  30. Takahashi, H., et al. Solid-state NMR on bacterial cells: selective cell wall signal enhancement and resolution improvement using dynamic nuclear polarization. Journal of the American Chemical Society. 135 (13), 5105-5110 (2013).
  31. Wang, T., Hong, M. Solid-state NMR investigations of cellulose structure and interactions with matrix polysaccharides in plant primary cell walls. Journal of Experimental Botany. 67, 503-514 (2016).
  32. Mentink-Vigier, F., Akbey, &. #. 2. 2. 0. ;., Oschkinat, H., Vega, S., Feintuch, A. Theoretical aspects of magic angle spinning-dynamic nuclear polarization. Journal of Magnetic Resonance. 258, 102-120 (2015).
  33. Gupta, R., et al. Dynamic nuclear polarization enhanced MAS NMR spectroscopy for structural analysis of HIV-1 protein assemblies. The Journal of Physical Chemistry B. 120 (2), 329-339 (2016).
  34. Takahashi, H., Hediger, S., De Paëpe, G. Matrix-free dynamic nuclear polarization enables solid-state NMR 13 C-13 C correlation spectroscopy of proteins at natural isotopic abundance. Chemical Communications. 49 (82), 9479-9481 (2013).
  35. Ni, Q. Z., et al. High frequency dynamic nuclear polarization. Accounts of Chemical Research. 46 (9), 1933-1941 (2013).
  36. Koers, E. J., et al. NMR-based structural biology enhanced by dynamic nuclear polarization at high magnetic field. Journal of Biomolecular NMR. 60 (2-3), 157-168 (2014).
  37. Saliba, E. P., et al. Electron Decoupling with Dynamic Nuclear Polarization in Rotating Solids. Journal of the American Chemical Society. 139 (18), 6310-6313 (2017).
  38. Mentink-Vigier, F., et al. Efficient cross-effect dynamic nuclear polarization without depolarization in high-resolution MAS NMR. Chemical Science. 8 (12), 8150-8163 (2017).
  39. Smith, A. N., Twahir, U. T., Dubroca, T., Fanucci, G. E., Long, J. R. Molecular Rationale for Improved Dynamic Nuclear Polarization of Biomembranes. The Journal of Physical Chemistry B. 120 (32), 7880-7888 (2016).
  40. Su, Y., Andreas, L., Griffin, R. G. Magic angle spinning NMR of proteins: high-frequency dynamic nuclear polarization and 1H detection. Annual Reviews of Biochemistry. 84, 465-497 (2015).
  41. Hediger, S., Lee, S., Mentink-Vigier, F., Paepe, G. D. MAS-DNP Enhancements: Hyperpolarization, Depolarization, and Absolute Sensitivity. eMagRes. 7, 1-13 (2018).
  42. Ni, Q. Z., et al. In Situ Characterization of Pharmaceutical Formulations by Dynamic Nuclear Polarization Enhanced MAS NMR. The Journal of Physical Chemistry B. 121 (34), 8132-8141 (2017).
  43. Hill, T. W., Kafer, E. Improved protocols for Aspergillus minimal medium: trace element and minimal medium salt stock solutions. Fungal Genetics Reports. 48 (1), 20-21 (2001).
  44. Rossini, A. J., et al. Dynamic nuclear polarization surface enhanced NMR spectroscopy. Accounts of Chemical Research. 46 (9), 1942-1951 (2013).
  45. Sauvée, C., et al. Highly efficient, water-soluble polarizing agents for dynamic nuclear polarization at high frequency. Angewandte Chemie International Edition. 125 (41), 11058-11061 (2013).
  46. Phyo, P., et al. Gradients in Wall Mechanics and Polysaccharides along Growing Inflorescence Stems. Plant physiology. 175 (4), 1593-1607 (2017).
  47. White, P. B., Wang, T., Park, Y. B., Cosgrove, D. J., Hong, M. Water-polysaccharide interactions in the primary cell wall of Arabidopsis thaliana from polarization transfer solid-state NMR. Journal of the American Chemical Society. 136 (29), 10399-10409 (2014).
  48. Jippo, T., Kamo, O., Nagayama, K. Determination of long-range proton-carbon 13 coupling constants with selective two-dimensional INEPT. Journal of Magnetic Resonance. 66 (2), 344-348 (1969).
  49. Morris, G. A. Sensitivity enhancement in nitrogen-15 NMR: polarization transfer using the INEPT pulse sequence. Journal of the American Chemical Society. 102 (1), 428-429 (1980).
  50. Cadars, S., et al. The refocused INADEQUATE MAS NMR experiment in multiple spin-systems: interpreting observed correlation peaks and optimising lineshapes. Journal of Magnetic Resonance. 188 (1), 24-34 (2007).
  51. Lesage, A., Bardet, M., Emsley, L. Through-bond carbon− carbon connectivities in disordered solids by NMR. Journal of the American Chemical Society. 121 (47), 10987-10993 (1999).
  52. Bennett, A. E., et al. Homonuclear radio frequency-driven recoupling in rotating solids. The Journal of Chemical Physics. 108 (22), 9463-9479 (1998).
  53. Lu, X., Guo, C., Hou, G., Polenova, T. Combined zero-quantum and spin-diffusion mixing for efficient homonuclear correlation spectroscopy under fast MAS: broadband recoupling and detection of long-range correlations. Journal of Biomolecular NMR. 61 (1), 7-20 (2015).
  54. Wang, T., Zabotina, O., Hong, M. Pectin-cellulose interactions in the Arabidopsis primary cell wall from two-dimensional magic-angle-spinning solid-state nuclear magnetic resonance. Biochemistry. 51 (49), 9846-9856 (2012).
  55. Wang, T., Yang, H., Kubicki, J. D., Hong, M. Cellulose Structural Polymorphism in Plant Primary Cell Walls Investigated by High-Field 2D Solid-State NMR Spectroscopy and Density Functional Theory Calculations. Biomacromolecules. 17 (6), 2210-2222 (2016).
  56. Kirui, A., et al. Atomic Resolution of Cotton Cellulose Structure Enabled by Dynamic Nuclear Polarization Solid-State NMR. Cellulose. , (2019).
  57. Wang, T., et al. Sensitivity-enhanced solid-state NMR detection of expansin’s target in plant cell walls. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (41), 16444-16449 (2013).
  58. Wang, T., Park, Y. B., Cosgrove, D. J., Hong, M. Cellulose-Pectin Spatial Contacts Are Inherent to Never-Dried Arabidopsis thaliana Primary Cell Walls: Evidence from Solid-State NMR. Plant Physiology. 168 (3), 871-884 (2015).
  59. Liao, S. Y., Lee, M., Wang, T., Sergeyev, I. V., Hong, M. Efficient DNP NMR of membrane proteins: sample preparation protocols, sensitivity, and radical location. Journal of Biomolecular NMR. 64 (3), 223-237 (2016).
  60. Kang, X., et al. Lignin-Polysaccharide Interactions in Plant Secondary Cell Walls Revealed by Solid-State NMR. Nature Communications. 10, 347 (2019).
  61. Takahashi, H., et al. Rapid Natural-Abundance 2D 13C-13C Correlation Spectroscopy Using Dynamic Nuclear Polarization Enhanced Solid-State NMR and Matrix-Free Sample Preparation. Angewandte Chemie International Edition. 51 (47), 11766-11769 (2012).
check_url/59152?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Kirui, A., Dickwella Widanage, M. C., Mentink-Vigier, F., Wang, P., Kang, X., Wang, T. Preparation of Fungal and Plant Materials for Structural Elucidation Using Dynamic Nuclear Polarization Solid-State NMR. J. Vis. Exp. (144), e59152, doi:10.3791/59152 (2019).

View Video