Summary

Vorbereitung von Pilz und Pflanze-Materialien für strukturelle Aufklärung mittels dynamischen atomare Polarisation Festkörper-NMR

Published: February 12, 2019
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Summary

Ein Protokoll für die Probenvorbereitung 13C,15N-Label Pilz und Pflanze für multidimensionale Festkörper-NMR-Spektroskopie und dynamische atomare Polarisation (DNP) Untersuchungen wird vorgestellt.

Abstract

Dieses Protokoll zeigt, wie einheitlich 13C, 15N-Label Pilz Materialien können produziert und Experimente wie diese weichen Materialien für Festkörper-NMR und erhöhter Empfindlichkeit DNP vorgegangen werden sollte. Die Probenverarbeitung Verfahren der pflanzlichen Biomasse wird auch genau beschrieben. Diese Methode ermöglicht die Messung von einer Reihe von 1D und 2D 13C –13C /15N Korrelationen Spektren, die hochauflösende strukturelle Aufklärung von komplexen Biomaterialien in ihrem nativen Zustand mit minimaler Störung ermöglicht. Die Isotopen-Kennzeichnung kann durch Quantifizierung der Intensität in 1D-Spektren und die Polarisation Auftragswirkungsgrad in 2D Korrelation Spektren untersucht werden. Der Erfolg der Probenvorbereitung dynamische atomare Polarisation (DNP) kann von der Empfindlichkeit Verstärkung Faktor ausgewertet werden. Weitere Experimente untersuchen die strukturellen Aspekte der Polysaccharide und Proteine führt zu einem Modell für die dreidimensionale Architektur. Diese Methoden können geändert und angepasst, um eine Vielzahl von Kohlenhydrat-reiche Materialien, einschließlich der natürlichen Zellwände von Pflanzen, Pilzen, Algen und Bakterien, sowie synthetisiert oder konzipiert Kohlenhydrat-Polymere und ihre komplex miteinander zu nehmen Moleküle.

Introduction

Kohlenhydrate spielen eine zentrale Rolle in verschiedenen biologischen Prozessen wie Energiespeicher, strukturelle Gebäude und zelluläre Anerkennung und Haftung. Sie sind in der Zellwand, bereichert die ist ein elementarer Bestandteil in Pflanzen, Pilze, Algen und Bakterien1,2,3. Die Zellwand dient als zentrale Quelle für die Produktion von Biokraftstoffen und Biomaterialien sowie ein viel versprechendes Ziel für antimikrobielle Therapien4,5,6,7,8 , 9.

Das gegenwärtige Verständnis dieser komplexen Materialien wurde im Wesentlichen durch jahrzehntelange Bemühungen vorgebracht worden, die die strukturelle Charakterisierung mit vier wichtigen biochemischen und genetischen Methoden gewidmet waren. Die erste wichtige Methode stützt sich auf sequenzielle Behandlungen mit ätzenden Chemikalien oder Enzyme um zu brechen die Zellwände in verschiedenen Portionen, gefolgt von kompositorischen und Kopplungsanalyse von Zucker in jedem Bruchteil10. Diese Methode gibt Aufschluss über die Domäne Verteilung von Polymeren kann, die Auslegung jedoch aufgrund der chemischen und physikalischen Eigenschaften von Biomolekülen irreführend. Zum Beispiel ist es schwierig, festzustellen, ob der Alkali-extrahierbare Anteil aus einer einzelnen Domäne weniger strukturierten Moleküle oder räumlich voneinander getrennten Moleküle mit vergleichbaren Löslichkeit stammt. Zweitens die entnommenen Teile oder ganze Zellwände auch gemessen werden mit NMR-Lösung um zu bestimmen, die kovalenten Verbindungen, auch bezeichnet als Vernetzung zwischen verschiedenen Molekülen11,12,13, 14,15. Auf diese Weise könnte die detaillierte Struktur der kovalente Anker sondiert werden, aber Einschränkungen möglicherweise vorhanden, durch die geringe Löslichkeit von Polysacchariden, die relativ kleine Anzahl von Standorten Vernetzung und die Unkenntnis der nicht-kovalente Effekte, die stabilisiert Polysaccharid-Verpackung, einschließlich Wasserstoff-Bindung, Van-Der-Waals-Kraft, elektrostatische Wechselwirkung und Polymer Verschränkung. Drittens wurde die Bindungsaffinität entschlossen in Vitro mit isolierten Polysaccharide16,17,18,19, aber die Reinigung, das Verfahren erheblich verändern kann die Struktur und die Eigenschaften dieser Biomoleküle. Diese Methode wird auch nicht die anspruchsvolle Anlagerung und Montage von Makromolekülen nach Biosynthese zu replizieren. Schließlich den Phänotyp, Zellmorphologie und mechanischen Eigenschaften von genetische Mutanten mit attenuierten Produktion bestimmten Zellwand-Komponente vergossen Lichter auf die strukturellen Funktionen von Polysacchariden, aber mehr molekularen Nachweis ist erforderlich, um diese zu überbrücken makroskopische Beobachtungen mit der technischen Funktion des Proteins Maschinen20.

Jüngste Fortschritte in der Entwicklung und Anwendung der multidimensionalen Festkörper-NMR-Spektroskopie haben eine einzigartige Gelegenheit für diese strukturellen Rätsel eingeführt. 2D/3D Festkörper-NMR-Experimente ermöglichen hochauflösenden Untersuchung der Zusammensetzung und Architektur der Kohlenhydrat-reiche Materialien im nativen Zustand ohne große Störung. Strukturelle Studien wurden erfolgreich durchgeführt, auf primären und sekundären Zellwände von Pflanzen, die katalytisch behandelten Biomasse bakterielle Biofilm, das Pigment Geister in Pilzen und vor kurzem von den Autoren, die intakte Zellwände in ein pathogener Pilz Aspergillus fumigatus 21 , 22 , 23 , 24 , 25 , 26 , 27 , 28 , 29 , 30 , 31. die Entwicklung der dynamischen atomare Polarisation (DNP)32,33,34,35,36,37,38 , 39 , 40 , 41 , 42 erleichtert wesentlich NMR strukturelle Aufklärung, wie die Verbesserung der Empfindlichkeit von DNP deutlich verkürzt sich die experimentelle Zeit auf diese komplexen Biomaterialien. Das hier beschriebene Protokoll beschreibt die Verfahren für die Isotopen-Kennzeichnung des Pilzes A. Fumigatus und Vorbereitung Pilz und Pflanzenproben für Festkörper-NMR und DNP Charakterisierung. Ähnliche Kennzeichnung Verfahren auf andere Pilze mit veränderten Mediums anwendbar sein sollte, und die Probenaufbereitungsverfahren sollte generell für andere Kohlenhydrat-reiche Biomaterialien.

Protocol

1. Wachstum von 13C, 15N beschriftet Aspergillus Fumigatus Flüssigmedium Vorbereitung der unbeschrifteten und 13C, 15N beschriftet WachstumsmediumHinweis: Beide Hefe Extrakt Pepton Traubenzucker Medium (YPD) und der verbesserten minimale mittlere43 dienten für die Erhaltung der pilzartige Kultur. Alle Schritte nach dem Autoklavieren erfolgt in einer Laminar-Flow-Haube um Kontamination zu minimieren. Vorbereitung der unbes…

Representative Results

Das Isotop Kennzeichnung erheblich erhöht die Empfindlichkeit der NMR und macht es möglich für die Messung eine Reihe von 2D 13C -13C und 13C -15N Korrelation Spektren, die Zusammensetzung, die Hydratation, die Mobilität zu analysieren und Verpackung von Polymere, die integriert werden, um ein dreidimensionales Modell der Zellwand Architektur (Abbildung 1) zu konstruieren. Gelingt es die einheitliche Kennzeichnu…

Discussion

Im Vergleich mit den biochemischen Methoden, hat Festkörper-NMR Vorteile als eine nicht-destruktive und hochauflösende Technik. NMR ist auch im kompositorischen Analyse quantitativer und im Gegensatz zu den meisten anderen Analysemethoden, tut nicht haben die Unsicherheiten eingeführt durch die begrenzte Löslichkeit von Biopolymeren. Errichtung des derzeitigen Protokolls ermöglicht zukünftige Studien auf kohlenhydratreiche Biomaterialien und funktionalisierten Polymere. Allerdings sollte angemerkt werden, dass die …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Diese Arbeit wurde von der National Science Foundation durch NSF OIA-1833040 unterstützt. Die nationale hohe magnetische Feld Labor (NHMFL) wird vom Nationalfonds durch DMR-1157490 und der Zustand von Florida unterstützt. Das MAS-DNP-System bei NHMFL wird teilweise von NIH S10 OD018519 und NSF-CHE-1229170 finanziert.

Materials

Ammonium Molybdate Tetrahydrate Acros Organics 12054-85-2
AMUPol Cortecnet C010P002
Analytical weighing balance Ohaus B730439218 Model PA84C
Bioclave 16 L VWR 470230-598
Biosafety Cabinet Labconco corporation 302319100
Boric acid VWR BDH9222 store at 15-30 °C
Cobalt(II) Chloride Hexahydrate Honeywell|Fluka 60820 ≥98 %
Copper(II) Sulfate Pentahydrate BDH BDH9312 ≥98 %
Corning LSE shaking incubator Thermo Fisher Scientific 7202152
D2O Sigma Aldrich 151882 99.9 atom % D
d6-DMSO Sigma Aldrich 151874 99.9 atom % D
d8-glycerol Sigma Aldrich 447498 ≥99 atom % D
Dialysis tubing 3.2 kDa Sigma Aldrich D2272 132724
Dipotassium Phosphate VWR BDH9266 ≥98 %
Glycerol Sigma Aldrich G5516 ≥99.5 %
Heraus Megafuge 16R Centrifuge Thermo Fischer Scientific 750004271 Maximum RCF 25,830 x g
HR-MAS Disposable Insert Kit Bruker B4493 Kel-F
Iron(II) Sulfate Heptahydrate Alfa Aesar 14498 ≥99+ %
Magnesium Sulfate Heptahydrate VWR 10034998 store at 18-26 °C
Manganese(II) Chloride Tetrahydrate Alfa Aesar 11563 ≥99 %
Monopotassium Phosphate VWR 470302-254 ≥99 %
pH Meter Mettler Toledo B706689216
Tetrasodium Ethylenediaminetetraacetate Acros Organics 13235-36-9 ≥99.5 %
Zinc Sulfate Heptahydrate Alfa Aesar 33399 ≥98 %
12C3, d8-glycerol Cambridge Isotope Laboratory CDLM-8660 12C3, 99.95%; D8, 98%
13C6-glucose Sigma Alrdrich 364606 ≥99 % (CP)
15N-sodium nitrate Sigma Aldrich 364606 ≥98 % 15N, ≥99 (cp)
3.2 mm sapphire NMR rotor Cortecnet B6939
3.2 mm Silicone plug Bruker B7089
4 mm MAS Rotor Kit Bruker H14355 Zirconia

References

  1. Murrey, H. E., Hsieh-Wilson, L. C. The chemical neurobiology of carbohydrates. Chemical Reviews. 108 (5), 1708-1731 (2008).
  2. Latge, J. P. The cell wall: a carbohydrate armour for the fungal cell. Molecular Microbiology. 66 (2), 279-290 (2007).
  3. Cosgrove, D. J. Growth of the plant cell wall. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 6 (11), 850-861 (2005).
  4. Furtado, A., et al. Modifying plants for biofuel and biomaterial production. Plant Biotechnology Journal. 12 (9), 1246-1258 (2014).
  5. Loqué, D., Scheller, H. V., Pauly, M. Engineering of plant cell walls for enhanced biofuel production. Current Opinion in Plant Biology. 25, 151-161 (2015).
  6. Latge, J. P. Aspergillus fumigatus and aspergillosis. Clinical Microbiology Reviews. 12 (2), 310-350 (1999).
  7. Ragauskas, A. J., et al. The path forward for biofuels and biomaterials. Science. 311 (5760), 484-489 (2006).
  8. Service, R. F. Cellulosic ethanol – Biofuel researchers prepare to reap a new harvest. Science. 315 (5818), 1488-1491 (2007).
  9. Somerville, C., Youngs, H., Taylor, C., Davis, S. C., Long, S. P. Feedstocks for Lignocellulosic Biofuels. Science. 329 (5993), 790-792 (2010).
  10. Schiavone, M., et al. A combined chemical and enzymatic method to determine quantitatively the polysaccharide components in the cell wall of yeasts. FEMS Yeast Research. 14 (6), 933-947 (2014).
  11. Cheng, K., Sorek, H., Zimmermann, H., Wemmer, D. E., Pauly, M. Solution-State 2D NMR Spectroscopy of Plant Cell Walls Enabled by a Dimethylsulfoxide-d(6)/1-Ethyl-3-methylimidazolium Acetate Solvent. Analytical Chemistry. 85 (6), 3213-3221 (2013).
  12. Mansfield, S. D., Kim, H., Lu, F. C., Ralph, J. Whole plant cell wall characterization using solution-state 2D NMR. Nature Protocols. 7 (9), 1579-1589 (2012).
  13. Tan, L., et al. An Arabidopsis Cell Wall Proteoglycan Consists of Pectin and Arabinoxylan Covalently Linked to an Arabinogalactan Protein. Plant Cell. 25 (1), 270-287 (2013).
  14. Kollar, R., Petrakova, E., Ashwell, G., Robbins, P. W., Cabib, E. Architecture of the Yeast-Cell Wall – the Linkage between Chitin and Beta(1-3)-Glucan. Journal of Biological Chemistry. 270 (3), 1170-1178 (1995).
  15. Kollar, R., et al. Architecture of the yeast cell wall – beta(1->6)-glucan interconnects mannoprotein, beta(1-3)-glucan, and chitin. Journal of Biological Chemistry. 272 (28), 17762-17775 (1997).
  16. Mccann, M. C., et al. Old and new ways to probe plant cell wall architecture. Canadian Journal of Botany. 73, S103-S113 (1995).
  17. Whitney, S. E. C., Brigham, J. E., Darke, A. H., Reid, J. S. G., Gidley, M. J. In-Vitro Assembly of Cellulose/Xyloglucan Networks – Ultrastructural and Molecular Aspects. The Plant Journal. 8 (4), 491-504 (1995).
  18. Zykwinska, A. W., Ralet, M. C. J., Garnier, C. D., Thibault, J. F. J. Evidence for in vitro binding of pectin side chains to cellulose. Plant Physiology. 139 (1), 397-407 (2005).
  19. Kiemle, S. N., et al. Role of (1,3)(1,4)-beta-Glucan in Cell Walls: Interaction with Cellulose. Biomacromolecules. 15 (5), 1727-1736 (2014).
  20. Pogorelko, G., Lionetti, V., Bellincampi, D., Zabotina, O. Cell wall integrity: targeted post-synthetic modifications to reveal its role in plant growth and defense against pathogens. Plant Signaling & Behavior. 8 (9), e25435 (2013).
  21. Wang, T., Park, Y. B., Cosgrove, D. J., Hong, M. Cellulose-Pectin Spatial Contacts Are Inherent to Never-Dried Arabidopsis thaliana Primary Cell Walls: Evidence from Solid-State NMR. Plant Physiology. 168 (3), 871-884 (2015).
  22. Wang, T., Salazar, A., Zabotina, O. A., Hong, M. Structure and dynamics of Brachypodium primary cell wall polysaccharides from two-dimensional 13C solid-state nuclear magnetic resonance spectroscopy. Biochemistry. 53 (17), 2840-2854 (2014).
  23. Grantham, N. J., et al. An even pattern of xylan substitution is critical for interaction with cellulose in plant cell walls. Nature Plants. 3 (11), 859-865 (2017).
  24. Simmons, T. J., et al. Folding of xylan onto cellulose fibrils in plant cell walls revealed by solid-state NMR. Nature Communications. 7, 13902 (2016).
  25. Komatsu, T., Kikuchi, J. Selective Signal Detection in Solid-State NMR Using Rotor-Synchronized Dipolar Dephasing for the Analysis of Hemicellulose in Lignocellulosic Biomass. The Journal of Physical Chemistry Letters. 4 (14), 2279-2283 (2013).
  26. Perras, F. A., et al. Atomic-Level Structure Characterization of Biomass Pre- and Post-Lignin Treatment by Dynamic Nuclear Polarization-Enhanced Solid-State NMR. The Journal of Physical Chemistry A. 121 (3), 623-630 (2017).
  27. Chatterjee, S., Prados-Rosales, R., Itin, B., Casadevall, A., Stark, R. E. Solid-state NMR Reveals the Carbon-based Molecular Architecture of Cryptococcus neoformans Fungal Eumelanins in the Cell Wall. Journal of Biological Chemistry. 290 (22), 13779-13790 (2015).
  28. Zhong, J., Frases, S., Wang, H., Casadevall, A., Stark, R. E. Following fungal melanin biosynthesis with solid-state NMR: biopolymer molecular structures and possible connections to cell-wall polysaccharides. Biochemistry. 47 (16), 4701-4710 (2008).
  29. Kang, X., et al. Molecular architecture of fungal cell walls revealed by solid-state NMR. Nature Communications. 9 (1), 2747 (2018).
  30. Takahashi, H., et al. Solid-state NMR on bacterial cells: selective cell wall signal enhancement and resolution improvement using dynamic nuclear polarization. Journal of the American Chemical Society. 135 (13), 5105-5110 (2013).
  31. Wang, T., Hong, M. Solid-state NMR investigations of cellulose structure and interactions with matrix polysaccharides in plant primary cell walls. Journal of Experimental Botany. 67, 503-514 (2016).
  32. Mentink-Vigier, F., Akbey, &. #. 2. 2. 0. ;., Oschkinat, H., Vega, S., Feintuch, A. Theoretical aspects of magic angle spinning-dynamic nuclear polarization. Journal of Magnetic Resonance. 258, 102-120 (2015).
  33. Gupta, R., et al. Dynamic nuclear polarization enhanced MAS NMR spectroscopy for structural analysis of HIV-1 protein assemblies. The Journal of Physical Chemistry B. 120 (2), 329-339 (2016).
  34. Takahashi, H., Hediger, S., De Paëpe, G. Matrix-free dynamic nuclear polarization enables solid-state NMR 13 C-13 C correlation spectroscopy of proteins at natural isotopic abundance. Chemical Communications. 49 (82), 9479-9481 (2013).
  35. Ni, Q. Z., et al. High frequency dynamic nuclear polarization. Accounts of Chemical Research. 46 (9), 1933-1941 (2013).
  36. Koers, E. J., et al. NMR-based structural biology enhanced by dynamic nuclear polarization at high magnetic field. Journal of Biomolecular NMR. 60 (2-3), 157-168 (2014).
  37. Saliba, E. P., et al. Electron Decoupling with Dynamic Nuclear Polarization in Rotating Solids. Journal of the American Chemical Society. 139 (18), 6310-6313 (2017).
  38. Mentink-Vigier, F., et al. Efficient cross-effect dynamic nuclear polarization without depolarization in high-resolution MAS NMR. Chemical Science. 8 (12), 8150-8163 (2017).
  39. Smith, A. N., Twahir, U. T., Dubroca, T., Fanucci, G. E., Long, J. R. Molecular Rationale for Improved Dynamic Nuclear Polarization of Biomembranes. The Journal of Physical Chemistry B. 120 (32), 7880-7888 (2016).
  40. Su, Y., Andreas, L., Griffin, R. G. Magic angle spinning NMR of proteins: high-frequency dynamic nuclear polarization and 1H detection. Annual Reviews of Biochemistry. 84, 465-497 (2015).
  41. Hediger, S., Lee, S., Mentink-Vigier, F., Paepe, G. D. MAS-DNP Enhancements: Hyperpolarization, Depolarization, and Absolute Sensitivity. eMagRes. 7, 1-13 (2018).
  42. Ni, Q. Z., et al. In Situ Characterization of Pharmaceutical Formulations by Dynamic Nuclear Polarization Enhanced MAS NMR. The Journal of Physical Chemistry B. 121 (34), 8132-8141 (2017).
  43. Hill, T. W., Kafer, E. Improved protocols for Aspergillus minimal medium: trace element and minimal medium salt stock solutions. Fungal Genetics Reports. 48 (1), 20-21 (2001).
  44. Rossini, A. J., et al. Dynamic nuclear polarization surface enhanced NMR spectroscopy. Accounts of Chemical Research. 46 (9), 1942-1951 (2013).
  45. Sauvée, C., et al. Highly efficient, water-soluble polarizing agents for dynamic nuclear polarization at high frequency. Angewandte Chemie International Edition. 125 (41), 11058-11061 (2013).
  46. Phyo, P., et al. Gradients in Wall Mechanics and Polysaccharides along Growing Inflorescence Stems. Plant physiology. 175 (4), 1593-1607 (2017).
  47. White, P. B., Wang, T., Park, Y. B., Cosgrove, D. J., Hong, M. Water-polysaccharide interactions in the primary cell wall of Arabidopsis thaliana from polarization transfer solid-state NMR. Journal of the American Chemical Society. 136 (29), 10399-10409 (2014).
  48. Jippo, T., Kamo, O., Nagayama, K. Determination of long-range proton-carbon 13 coupling constants with selective two-dimensional INEPT. Journal of Magnetic Resonance. 66 (2), 344-348 (1969).
  49. Morris, G. A. Sensitivity enhancement in nitrogen-15 NMR: polarization transfer using the INEPT pulse sequence. Journal of the American Chemical Society. 102 (1), 428-429 (1980).
  50. Cadars, S., et al. The refocused INADEQUATE MAS NMR experiment in multiple spin-systems: interpreting observed correlation peaks and optimising lineshapes. Journal of Magnetic Resonance. 188 (1), 24-34 (2007).
  51. Lesage, A., Bardet, M., Emsley, L. Through-bond carbon− carbon connectivities in disordered solids by NMR. Journal of the American Chemical Society. 121 (47), 10987-10993 (1999).
  52. Bennett, A. E., et al. Homonuclear radio frequency-driven recoupling in rotating solids. The Journal of Chemical Physics. 108 (22), 9463-9479 (1998).
  53. Lu, X., Guo, C., Hou, G., Polenova, T. Combined zero-quantum and spin-diffusion mixing for efficient homonuclear correlation spectroscopy under fast MAS: broadband recoupling and detection of long-range correlations. Journal of Biomolecular NMR. 61 (1), 7-20 (2015).
  54. Wang, T., Zabotina, O., Hong, M. Pectin-cellulose interactions in the Arabidopsis primary cell wall from two-dimensional magic-angle-spinning solid-state nuclear magnetic resonance. Biochemistry. 51 (49), 9846-9856 (2012).
  55. Wang, T., Yang, H., Kubicki, J. D., Hong, M. Cellulose Structural Polymorphism in Plant Primary Cell Walls Investigated by High-Field 2D Solid-State NMR Spectroscopy and Density Functional Theory Calculations. Biomacromolecules. 17 (6), 2210-2222 (2016).
  56. Kirui, A., et al. Atomic Resolution of Cotton Cellulose Structure Enabled by Dynamic Nuclear Polarization Solid-State NMR. Cellulose. , (2019).
  57. Wang, T., et al. Sensitivity-enhanced solid-state NMR detection of expansin’s target in plant cell walls. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (41), 16444-16449 (2013).
  58. Wang, T., Park, Y. B., Cosgrove, D. J., Hong, M. Cellulose-Pectin Spatial Contacts Are Inherent to Never-Dried Arabidopsis thaliana Primary Cell Walls: Evidence from Solid-State NMR. Plant Physiology. 168 (3), 871-884 (2015).
  59. Liao, S. Y., Lee, M., Wang, T., Sergeyev, I. V., Hong, M. Efficient DNP NMR of membrane proteins: sample preparation protocols, sensitivity, and radical location. Journal of Biomolecular NMR. 64 (3), 223-237 (2016).
  60. Kang, X., et al. Lignin-Polysaccharide Interactions in Plant Secondary Cell Walls Revealed by Solid-State NMR. Nature Communications. 10, 347 (2019).
  61. Takahashi, H., et al. Rapid Natural-Abundance 2D 13C-13C Correlation Spectroscopy Using Dynamic Nuclear Polarization Enhanced Solid-State NMR and Matrix-Free Sample Preparation. Angewandte Chemie International Edition. 51 (47), 11766-11769 (2012).
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Kirui, A., Dickwella Widanage, M. C., Mentink-Vigier, F., Wang, P., Kang, X., Wang, T. Preparation of Fungal and Plant Materials for Structural Elucidation Using Dynamic Nuclear Polarization Solid-State NMR. J. Vis. Exp. (144), e59152, doi:10.3791/59152 (2019).

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