Summary

Un modello di vescica murine decentralizzato (Ex Vivo) con il muscolo del detrusore rimosso per l'accesso diretto al Suburothelium durante il riempimento della vescica

Published: November 28, 2019
doi:

Summary

Il modello di vescica privo di detrusivi consente l’accesso diretto al suburothelium per studiare i meccanismi locali per la regolazione della disponibilità del mediatore biologicamente attivo in suburothelium/lamina propria durante lo stoccaggio e lo svuotamento delle urine. La preparazione assomiglia da vicino al riempimento di una vescica intatta e consente di eseguire studi sul volume di pressione senza influenze sistemiche.

Abstract

Studi precedenti hanno stabilito il rilascio di sostanze chimiche da fogli di mucosa della vescica piatta apposti nelle camere di ussing ed esposti a cambiamenti nella pressione idrostatica o tratto meccanico e dalle cellule umaleali coltivate su cambiamenti di pressione idrostatica, stretch, gonfiore cellulare, o forze di trascinamento, e in lucentezza della vescica alla fine del riempimento. Tali risultati hanno portato all’ipotesi che questi mediatori siano rilasciati anche in suburolio (SubU)/lamina propria (LP) durante il riempimento della vescica, dove influenzano le cellule profonde nella parete della vescica per regolare in ultima analisi l’escitabilità della vescica. Ci sono almeno due ovvie limitazioni in tali studi: 1) nessuno di questi approcci forniscono informazioni dirette sulla presenza di mediatori in SubU/LP, e 2) gli stimoli utilizzati non sono fisiologici e non riassumono l’autentico riempimento della vescica. Qui, discutiamo una procedura che consente l’accesso diretto alla superficie suburoteliale della mucosa della vescica nel corso del riempimento della vescica. La preparazione senza detrusioni murine che abbiamo creato assomiglia molto al riempimento della vescica intatta e consente di eseguire studi di volume di pressione sulla vescica in assenza di segnalazione confusa da riflessi spinali e muscolo liscio detrusore. Utilizzando il nuovo modello di vescica priva di detrustori, abbiamo recentemente dimostrato che le misurazioni intrassiche dei mediatori non possono essere utilizzate come proxy per ciò che è stato rilasciato o presente nel SubU/LP durante il riempimento della vescica. Il modello consente l’esame delle molecole di segnalazione derivate dall’urotelium che vengono rilasciate, generate dal metabolismo e/o trasportate nel SubU/LP durante il corso del riempimento della vescica per trasmettere informazioni ai neuroni e al muscolo liscio della vescica e regolarne l’eccitabilità durante la continenza e la miturismo.

Introduction

Lo scopo di questo modello è quello di consentire l’accesso diretto al lato submucosale della mucosa della vescica durante le diverse fasi di riempimento della vescica.

La vescica deve astenersi da una contrazione prematura durante il riempimento e vuota quando si raggiunge il volume critico e la pressione. Continenza anormale o svuotamento delle urine sono spesso associati con eccitabilità anormale del muscolo detrusore liscio (DSM) nel corso del riempimento della vescica. L’eccitabilità del DSM è determinata da fattori intrinseci alle cellule muscolari lisce e da influenze generate da diversi tipi di cellule all’interno della parete della vescica. La parete della vescica urinaria è costituita da urotelium (mucosa), suburotilio (SubU)/lamina propriale (LP), muscolo detrustore liscio (DSM) e sirosa (Figura 1A). L’urotelium è costituito da cellule ombrelli (cioè lo strato più esterno dell’urolium), cellule intermedie e cellule basali (cioè lo strato più interno dell’urothelium). Vari tipi di cellule, tra cui cellule interstitial, fibroblasti, terminali nervosi afferenti, piccoli vasi sanguigni, e le cellule immunitarie risiedono nella SubU/ LP. È ampiamente ipotizzato che l’urotelium della vescica sia un organo sensoriale che avvia la minzione riflessiva e la continenza rilasciando mediatori nella submucosa che colpiscono le cellule nel SubU/ LP e nel DSM1,2,3. Per la maggior parte, tali ipotesi si basano su studi che hanno dimostrato il rilascio di mediatori: da pezzi di mucosa esposti a cambiamenti di pressione idrostatica4,5; da cellule uoreliali coltivate esposte al tratto6,7, cella indotta dall’ipotonicitàgonfiore 7 o forze di trascinamento8; da strisce di parete della vescica isolate alrecettoreo attivazione del nervo9,10,11,12,13,14; e nel lume della vescica alla fine della vescica che riempie15,16,17,18,19. Mentre tali studi sono stati strumentali per dimostrare il rilascio di mediatori sulla stimolazione meccanica di segmenti della parete della vescica o cellule urotelia coltivate, hanno bisogno di essere supportati da prove dirette per il rilascio di mediatori nella submucosa che è suscitata da stimoli fisiologici che riproducono il riempimento della vescica. Questo è un compito impegnativo dato che il SubU / LP si trova in profondità nella parete della vescica ostacolando il semplice accesso alle vicinanze di SubU / LP durante il riempimento della vescica.

Qui, illustriamo un modello di vescica murina decentralizzata (ex vivo) con il muscolo detrusor rimosso13 che è stato sviluppato per facilitare gli studi sui meccanismi locali di meccanotransduzione che partecipano alla segnalazione tra l’urothelium della vescica, DSM e altri tipi di cellule nella parete della vescica. Questo approccio è superiore all’utilizzo di fogli piatti della parete della vescica, strisce di parete della vescica o cellule uroliali coltivate perché consente misurazioni dirette in prossimità di SubU/LP di mediatori derivati dall’urothelium che vengono rilasciati o formati in risposta a pressioni fisiologiche e volumi nella vescica ed evita potenziali cambiamenti fenotipici nella coltura cellulare. Può essere utilizzato per misurare la disponibilità, il rilascio, il metabolismo e il trasporto transuroteliale dei mediatori in SubU/LP in diverse fasi di riempimento della vescica (Figura 1B). La preparazione può essere utilizzata anche per esaminare la segnalazione uoteliale e la meccanotrazione in modelli di sindromi della vescica iperattiva e sottoattiva.

Protocol

Tutte le procedure che coinvolgono animali descritte in questo manoscritto sono state condotte secondo il National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals e il Institutional Animal Use and Care Committee dell’Università del Nevada. NOTA: Il modello qui presentato consiste nella rimozione del muscolo detrusore mentre l’urolium e il SubU/LP rimangono intatti(Figura 1B) per consentire agli inve…

Representative Results

La parete di preparazione della vescica senza detrusori murini è intatta e contiene tutti gli strati tranne il DSM e la sirosa. Studi di prova hanno dimostrato che la parete della vescica senza DSM comprende urothelium e SubU/LP mentre la tunica muscularis e la sirosa sono assenti (Figura 2)13. Riempimento della vescica detrustore-free approssima il normale riempime…

Discussion

La vescica ha due funzioni: stoccaggio e svuotamento dell’urina. Il normale funzionamento di queste funzioni richiede un adeguato rilevamento meccanico del volume e della pressione intraluminale e la trasduzione dei segnali attraverso le cellule nella parete della vescica per regolare l’eccitabilità muscolare detrusatrice. La mucosa della vescica (urothelium) è creduta per regolare l’eccitabilità della vescica rilasciando una varietà di molecole di segnalazione nella SubU/LP che colpiscono numerosi tipi di cellule ne…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questo lavoro è stato sostenuto dall’Istituto Nazionale di Diabete e Malattie Digestive e Neovirali DK41315.

Materials

CaCl2 Fisher C79 Source flexible
Dextrose Fisher D16 Source flexible
Dissecting pins Fine Science Tools 26002-20 Source flexible
Infusion Pump Kent Scientific GenieTouch Source flexible
KCl Fisher P217 Source flexible
KH2PO4 Fisher P284 Source flexible
Light source SCHOTT ACEI Source flexible
Microscope Olympus SZX7 Flexible to use any scope
MgCl2 Fisher M33 Source flexible
NaCl Fisher S671 Source flexible
NaHCO3 Fisher S233 Source flexible
Needles 25G Becton Dickinson 305122 Source flexible
Organ bath Custom made Flexible source; We made it from Radnoti dissecting dish
PE-20 tubing Intramedic 427405 Source flexible
Pressure transducer AD instrument Source flexible
S&T Forceps Fine Science Tools 00632-11 Source flexible
Software pressure-volume AD Instruments Power lab
Suture Nylon, 6-0 AD surgical S-N618R13 Source flexible
Suture Silk, 6-0 Deknatel via Braintree Scientific, Inc. 07J1500190 Source flexible
Syringes 1 ml Becton Dickinson 309602 Source flexible
Vannas Spring Scissors Fine Science Tools 15000-08 Source flexible
Water circulator Baxter K-MOD 100 Source flexible

References

  1. Apodaca, G., Balestreire, E., Birder, L. A. The uroepithelial-associated sensory web. Kidney International. 72, 1057-1064 (2007).
  2. Fry, C. H., Vahabi, B. The Role of the Mucosa in Normal and Abnormal Bladder Function. Basic and Clinical Pharmacology and Toxicology. , 57-62 (2016).
  3. Merrill, L., Gonzalez, E. J., Girard, B. M., Vizzard, M. A. Receptors, channels, and signalling in the urothelial sensory system in the bladder. Nature Reviewes Urology. 13, 193-204 (2016).
  4. Ferguson, D. R., Kennedy, I., Burton, T. J. ATP is released from rabbit urinary bladder epithelial cells by hydrostatic pressure changes–a possible sensory mechanism?. Journal of Physiology. 505, 503-511 (1997).
  5. Wang, E. C., et al. ATP and purinergic receptor-dependent membrane traffic in bladder umbrella cells. Journal of Clinical Investigation. 115, 2412-2422 (2005).
  6. Miyamoto, T., et al. Functional role for Piezo1 in stretch-evoked Ca(2)(+) influx and ATP release in urothelial cell cultures. Journal of Biological Chemistry. 289, 16565-16575 (2014).
  7. Mochizuki, T., et al. The TRPV4 cation channel mediates stretch-evoked Ca2+ influx and ATP release in primary urothelial cell cultures. Journal of Biological Chemistry. 284, 21257-21264 (2009).
  8. McLatchie, L. M., Fry, C. H. ATP release from freshly isolated guinea-pig bladder urothelial cells: a quantification and study of the mechanisms involved. BJU International. 115, 987-993 (2015).
  9. Birder, L. A., Apodaca, G., de Groat, W. C., Kanai, A. J. Adrenergic- and capsaicin-evoked nitric oxide release from urothelium and afferent nerves in urinary bladder. American Journal of Physiology Renal Physiology. 275, F226-F229 (1998).
  10. Birder, L. A., Kanai, A. J., de Groat, W. C. DMSO: effect on bladder afferent neurons and nitric oxide release. Journal of Urology. 158, 1989-1995 (1997).
  11. Birder, L. A., et al. Vanilloid receptor expression suggests a sensory role for urinary bladder epithelial cells. Proceedings of the National Academy of Sciences U S A. 98, 13396-13401 (2001).
  12. Birder, L. A., et al. Beta-adrenoceptor agonists stimulate endothelial nitric oxide synthase in rat urinary bladder urothelial cells. Journal of Neuroscience. 22, 8063-8070 (2002).
  13. Durnin, L., et al. An ex vivo bladder model with detrusor smooth muscle removed to analyse biologically active mediators released from the suburothelium. Journal of Physiology. 597, 1467-1485 (2019).
  14. Yoshida, M., et al. Non-neuronal cholinergic system in human bladder urothelium. Urology. 67, 425-430 (2006).
  15. Beckel, J. M., et al. Pannexin 1 channels mediate the release of ATP into the lumen of the rat urinary bladder. Journal of Physiology. 593, 1857-1871 (2015).
  16. Collins, V. M., et al. OnabotulinumtoxinA significantly attenuates bladder afferent nerve firing and inhibits ATP release from the urothelium. BJU International. 112, 1018-1026 (2013).
  17. Daly, D. M., Nocchi, L., Liaskos, M., McKay, N. G., Chapple, C., Grundy, D. Age-related changes in afferent pathways and urothelial function in the male mouse bladder. Journal of Physiology. 592, 537-549 (2014).
  18. Durnin, L., Hayoz, S., Corrigan, R. D., Yanez, A., Koh, S. D., Mutafova-Yambolieva, V. N. Urothelial purine release during filling of murine and primate bladders. American Journal of Physiology Renal Physiology. 311, F708-F716 (2016).
  19. Gonzalez, E. J., Heppner, T. J., Nelson, M. T., Vizzard, M. A. Purinergic signalling underlies transforming growth factor-beta-mediated bladder afferent nerve hyperexcitability. Journal of Physiology. 594, 3575-3588 (2016).
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Cite This Article
Durnin, L., Corrigan, R. D., Sanders, K. M., Mutafova-Yambolieva, V. N. A Decentralized (Ex Vivo) Murine Bladder Model with the Detrusor Muscle Removed for Direct Access to the Suburothelium during Bladder Filling. J. Vis. Exp. (153), e60344, doi:10.3791/60344 (2019).

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