Summary

Screening auf Phytoöstrogene mit einem Zell-basierten Östrogen-Rezeptor β Reporter Assay

Published: June 07, 2020
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Summary

Wir haben einen kommerziell erhältlichen Östrogenrezeptor β Reporter-Assays für das Screening menschlicher und nichtmenschlicher Primatennahrung auf östrogene Aktivität optimiert. Wir validierten diesen Test, indem wir zeigten, dass die bekannten östrogene soja-Lebensmittel hoch registriert sind, während andere Lebensmittel keine Aktivität aufweisen.

Abstract

Pflanzen sind eine Nahrungsquelle für viele Tiere, und sie können Tausende von Chemikalien produzieren. Einige dieser Verbindungen beeinflussen physiologische Prozesse in den Wirbeltieren, die sie verbrauchen, wie endokrine Funktion. Phytoöstrogene, die am besten untersuchten endokrin-aktiven Phytochemikalien, interagieren direkt mit der Hypothalamo-Hypophysen-Gonadenachse des endokrine Systems der Wirbeltiere. Hier stellen wir die neuartige Verwendung eines zellbasierten Assays vor, um Pflanzenextrakte auf das Vorhandensein von Verbindungen zu überprüfen, die östrogene biologische Aktivität haben. Dieser Assay verwendet Säugetierzellen, die entwickelt wurden, um Östrogenrezeptor-Beta (ER) hoch auszudrücken und die mit einem Luziferase-Gen transfiziert wurden. Die Exposition gegenüber Verbindungen mit östrogener Aktivität führt dazu, dass die Zellen Licht produzieren. Dieser Test ist eine zuverlässige und einfache Möglichkeit, auf biologische östrogene Aktivität zu testen. Es hat mehrere Verbesserungen gegenüber transienten Transfektionstests, vor allem, Benutzerfreundlichkeit, die Stabilität der Zellen und die Empfindlichkeit des Assays.

Introduction

Pflanzen sind eine notwendige Nahrungsquelle für viele Tiere und liefern Kalorien und Nährstoffe, die für Überleben, Fortpflanzung, Wachstum, Entwicklung und Verhalten entscheidend sind1. Pflanzen produzieren Tausende von Chemikalien, viele als Anpassungen für ihr eigenes Wachstum, stomatische Wartung und Reproduktion. Andere Verbindungen, als pflanzliche Sekundärmetaboliten (PSMs), haben Funktionen, die weniger klar sind, obwohl einige toxisch sind und wahrscheinlich als Schutz gegen Kraut und Parasitismus (z. B. Alkaloide, Tannine)2,3verwendet werden. Einige dieser Chemikalien haben die Fähigkeit, langfristige physiologische Prozesse bei Tieren zu beeinflussen, wie endokrine Funktion, obwohl, warum diese endokrin-aktiven Phytochemikalien mit dem Wirbeltier endokrinsystem interagieren ist noch unklar2,4.

Phytoöstrogene, die am besten untersuchten endokrin-aktiven Phytochemikalien, sind polyphenolische PSMs, die Östrogene strukturell und funktionell imitieren und direkt mit der Hypothalomo-Hypophysen-Gonadenachse des endokrine Wirbeltiersystems interagieren5. Die Einnahme von Phytoöstrogenen in der menschlichen Ernährung ist mit dem Schutz gegen einige Krebsarten, Herzerkrankungen und Wechseljahrssymptome verbunden, obwohl andere Effekte Fruchtbarkeitsprobleme umfassen. Tatsächlich wurden die physiologischen Wirkungen dieser Verbindungen in den 1940er Jahren entdeckt, als Unfruchtbarkeit bei Schafen auf ihre Beweidung auf phytoöstrogenreichem Klee (Trifolium subterrareum)6zurückgeführt wurde. Bei der Verunstaltung können Phytoöstrogene in Zellen übergehen und die Wirkung von Östrogen imitieren. Während Phytoöstrogene negative Auswirkungen auf die Fruchtbarkeit von Schafen hatten, ist die Beziehung zwischen Phytoöstrogenen und Physiologie nicht einfach. Wie Schafe zeigen südliche weiße Nashörner empfindlichkeit gegenüber östrogenen Verbindungen in Futtermitteln, die aus hohen Mengen an Soja und Luzerne gewonnen werden. Töchter von Frauen, die diese Diät während der Schwangerschaft gefüttert werden, sind weniger wahrscheinlich,7zu reproduzieren. Jedoch, andere Studien haben gezeigt, dass Phytoöstrogene können auch positive Effekte haben, einschließlich reifung der Eierstockfollikel bei älteren Mäusen8, Prävention bestimmter Krebsarten, antioxidative Aktivität, und antiproliferative Effekte9.

Die Breite der Wirkung von Phytoöstrogenen sind nicht überraschend, da Östrogene eine breite Palette von biologischen Funktionen beeinflussen, einschließlich Wachstum, Entwicklung, und Regulierung der reproduktiven und zentralen Nervensysteme10. Obwohl es viele Wirkmechanismen gibt, Phytoöstrogene haben oft die Fähigkeit, Östrogen-Signalisierung durch ihre Fähigkeit, als Liganden für die intranuklearen Östrogen-Rezeptoren Alpha und Beta (ER) zu modifizieren, zu verbessern oder zu stören. Viele Phytoöstrogene haben eine phenolische Ringstruktur ähnlich wie Östrogene, die es ihnen ermöglicht, Östrogenrezeptoren zu binden. Diejenigen mit agonistischer östrogener Aktivität funktionieren wie Östrogen und bilden einen aktivierten ER-Ligand-Komplex, der an ein Östrogen-Antwortelement (ERE) dimerieren und binden kann und die Gentranskription11auslösen kann. So, Östrogene und Phytoöstrogene regulieren Zellaktivität und Systemfunktionen durch ihre Aktionen als Transkriptionsfaktoren.

Hier stellen wir die neuartige Verwendung eines zellbasierten Assays vor, um Pflanzenextrakte auf das Vorhandensein von Verbindungen zu überprüfen, die östrogene biologische Aktivität haben. Dieser Test verwendet chinesische Hamster-Ovarial-CHO-Zellen, die entwickelt wurden, um ER hoch auszudrücken, die mit der Galle (Photinus pyralis) Luziferase-Gen in Verbindung mit einem ERE-Promotor12transfiziert wurden. Wenn östrogene Verbindungen vorhanden sind, binden sie an den ER, dimerisieren und binden an die ERE, was zur Transkription des Luziferase-Gens führt. Nach Zugabe einer Substratlösung katalysiert die Luziferase eine Reaktion, die zur Photonenemission führt. Daher produzieren positive Proben leichte und negative Proben nicht.

Dieser kommerziell erhältliche Assay eliminiert die Notwendigkeit für Laboratorien, die Säugetierzellen mit dem Reportergen und dem Östrogenrezeptor13,14zu transfekieren, was instabil und variabel in der Wirksamkeit war. Der Assay bietet eine stabile Transfektionsplattform, die es ermöglicht, schnell und einfach zu bestimmen, ob eine Pflanze über Rezeptorbindung östrogene Aktivität hat.

Wir testen die Hypothese, dass Sojabohnen eine höhere östrogene Aktivität haben als alle anderen Lebensmittel angesichts ihrer bekannten Konzentrationen von östrogeneisofen15 mit menschlichen Lebensmitteln von lokalen Lebensmittelhändlern.

Protocol

1. Herstellung von Pflanzenmaterialien Einfrieren von trockenen Pflanzenartikeln, die frisch mit einem Lyophilizer gesammelt wurden. Um Proben vor Licht zu schützen, decken Sie Kammern mit Aluminiumfolie während des Trocknungsprozesses ab. Um sicherzustellen, dass die Proben vollständig trocken sind, lyophilisieren, bis sich die Kammern nicht mehr kalt anfühlen und Pflanzenmaterialien beim Wiegen nicht mehr an Masse verlieren. Trockene Pflanzen in sterilen Säcken mit geringem …

Representative Results

22 Extrakte von Obst und Gemüse, die häufig in der menschlichen Ernährung gefunden wurden, wurden auf das Vorhandensein von östrogene Verbindungen untersucht. Eine Vielzahl von Lebensmitteln wurden assayed, einschließlich Hülsenfrüchte, wie Sojabohnen, Schneeerbsen, und Schnapserbsen, wie die Erbsenfamilie ist eine bekannte Quelle von Phytoöstrogenen16, sowie Feigen, Datteln, Mais, Karotten, Äpfel, Bananen, Erdbeeren, Tomaten, Grünkohl und Kohl. Endokrine störende Verbindungen finden si…

Discussion

Der eR-Reporter-Assay, der entwickelt wurde, um pharmazeutische Wirkstoffe einzeln zu überprüfen, eignet sich auch für das Screening von pflanzlichen Lebensmitteln auf Phytoöstrogene, die biologisch durch die ER aktiv sind. Wichtige Überlegungen im Protokoll sind die behandlung der Pflanzenproben mit Sorgfalt: Frisches Pflanzenmaterial muss schnell getrocknet werden, um Schimmelbildung oder anderen biologischen Abbau zu verhindern, und es muss von Licht ferngehalten werden, um eine Photolyse der Verbindungen zu verh…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Die Autoren danken Dale Leitman für die Erstausbildung in der Verwendung von transienten Transfektions-Assays zur Bestimmung der östrogenen Aktivität von Primatenpflanzen. Vielen Dank an Bradford Westrich und C. Eric Johnson für die Unterstützung bei der Einrichtung von Laborgeräten und der Ausbildung von Studenten in Extraktionsmethoden. Abschließend möchte ich mich bei der Indiana University für die Finanzierung dieser Forschung bedanken.

Materials

1000 µL pipette
20 µL pipette
200 µL pipette
37 ℃ water bath
37 ℃, humidified 5% CO2 incubator
70% ethanol
analytical balance
cell culture-rated laminar flow hood
dimethyl sulfoxide
disposable media basin, sterile
drip filtration system
Erlenmeyer flasks 125 mL and 250 mL
HPLC grade methanol
Human ERβ Reporter Assay System, 1 x 96-well format assays Indigo Biosciences IB00411 Assay kit – analyzes 24 samples plus standard curve
lyophilizer
multi-channel pipette
orbital shaker
plate-reading luminometer ex. Bioteck Synergy HTX
rotory evaporator
round bottom flasks 50 mL and 300 mL
sterile microcentrifuge tubes or sterile multi-channel media basins
sterile tips 200 µL and 1000 µL
Whatman grade 1 paper
whirl-pak bags sterile polyethylene bags

References

  1. Wasserman, M. D., et al. Estrogenic plant consumption predicts red colobus monkey (Procolobus rufomitratus) hormonal state and behavior. Hormones and Behavior. 62 (5), 553-562 (2012).
  2. Wasserman, M. D., Milton, K., Chapman, C. A. The roles of phytoestrogens in primate ecology and evolution. International Journal of Primatology. 34 (5), 861-878 (2013).
  3. DeGabriel, J. L., Moore, B. D., Foley, W. J., Johnson, C. N. The effects of plant defensive chemistry on nutrient availability predict reproductive success in a mammal. Ecology. 90 (3), 711-719 (2009).
  4. Wasserman, M. D., Steiniche, T., Després-Einspenner, M. -. L., Lambert, J. E., Rothman, J. M. . Primate Diet & Nutrition. , (2020).
  5. Benavidez, K. M., Chapman, C. A., Leitman, D. C., Harris, T. R., Wasserman, M. D. Intergroup variation in oestrogenic plant consumption by black-and-white colobus monkeys. African Journal of Ecology. , (2019).
  6. Bennetts, H. W., Underwood, E. J., Shier, F. L. A specific breeding problem of sheep on subterranean clover pastures in Western Australia. Australian Veterinary Journal. 22 (1), 2-12 (1946).
  7. Tubbs, C. W., et al. Estrogenicity of captive southern white rhinoceros diets and their association with fertility. General and Comparative Endocrinology. 238, 32-38 (2016).
  8. Shen, M., et al. Observation of the influences of diosgenin on aging ovarian reserve and function in a mouse model. European Journal of Medical Research. 22 (1), 42 (2017).
  9. Boué, S. M., et al. Evaluation of the estrogenic effects of legume extracts containing phytoestrogens. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 51 (8), 2193-2199 (2003).
  10. Klinge, C. M. Estrogen receptor interaction with estrogen response elements. Nucleic Acids Research. 29 (14), 2905-2919 (2001).
  11. Nishikawa, J. -. i., et al. New screening methods for chemicals with hormonal activities using interaction of nuclear hormone receptor with coactivator. Toxicology and Applied Pharmacology. 154 (1), 76-83 (1999).
  12. . . Human Estrogen Receptor Beta (ERb; ESR2; NR3A2) Reporter Assay System. , (2020).
  13. Wasserman, M. D., et al. Estrogenic plant foods of red colobus monkeys and mountain gorillas in uganda. American Journal of Physical Anthropology. 148 (1), 88-97 (2012).
  14. Vivar, O. I., Saunier, E. F., Leitman, D. C., Firestone, G. L., Bjeldanes, L. F. Selective activation of estrogen receptor-β target genes by 3, 3′-diindolylmethane. Endocrinology. 151 (4), 1662-1667 (2010).
  15. Whitten, P. L., Patisaul, H. B. Cross-species and interassay comparisons of phytoestrogen action. Environmental Health Perspectives. 109, 5-20 (2001).
  16. Di Gioia, F., Petropoulos, S. A. . Advances in Food and Nutrition Research. , (2019).
  17. Lutz, I., Kloas, W. Amphibians as a model to study endocrine disruptors: I. Environmental pollution and estrogen receptor binding. Science of The Total Environment. 225 (1), 49-57 (1999).
  18. Felcyn, J. R., Davis, J. C. C., Tran, L. H., Berude, J. C., Latch, D. E. Aquatic Photochemistry of Isoflavone Phytoestrogens: Degradation Kinetics and Pathways. Environmental Science & Technology. 46 (12), 6698-6704 (2012).
  19. Jeng, Y. -. J., Kochukov, M. Y., Watson, C. S. Membrane estrogen receptor-alpha-mediated nongenomic actions of phytoestrogens in GH3/B6/F10 pituitary tumor cells. Journal of Molecular Signaling. 4, 2-2 (2009).
  20. Dixon, R. A. Phytoestrogens. Annual Review of Plant Biology. 55, (2004).
  21. Kuiper, G. G. J. M., et al. Interaction of Estrogenic Chemicals and Phytoestrogens with Estrogen Receptor β. Endocrinology. 139 (10), 4252-4263 (1998).
  22. Wasserman, M. D. . Feeding on Phytoestrogens: Implications of Estrogenic Plants for Primate Ecology. , (2011).
  23. Jefferson, W. N., Patisaul, H. B., Williams, C. J. Reproductive consequences of developmental phytoestrogen exposure. Reproduction. 143 (3), 247-260 (2012).
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Cite This Article
Chester, E. M., Fender, E., Wasserman, M. D. Screening for Phytoestrogens using a Cell-based Estrogen Receptor β Reporter Assay. J. Vis. Exp. (160), e61005, doi:10.3791/61005 (2020).

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