JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Neuroscience

Coloration, visualisation et analyse en monture entière des papilles gustatives fongiformes, circonvallates et palatines

Published: February 11, 2021
doi:
10.3791/62126
,
1Anatomical Sciences and Neurobiology,University of Louisville

Summary

Cet article décrit des méthodes de préparation des tissus, de coloration et d’analyse des papilles gustatives fongiformes, circonvallates et palatines entières qui produisent systématiquement des papilles gustatives entières et intactes (y compris les fibres nerveuses qui les innervent) et maintiennent les relations entre les structures des papilles gustatives et de la papille environnante.

Abstract

Les papilles gustatives sont des collections de cellules transductrices du goût spécialisées dans la détection de sous-ensembles de stimuli chimiques dans la cavité buccale. Ces cellules transductrices communiquent avec les fibres nerveuses qui transportent cette information vers le cerveau. Parce que les cellules transductrices du goût meurent continuellement et sont remplacées tout au long de l’âge adulte, l’environnement des papilles gustatives est à la fois complexe et dynamique, nécessitant des analyses détaillées de ses types de cellules, de leur emplacement et de toute relation physique entre elles. Les analyses détaillées ont été limitées par l’hétérogénéité et la densité du tissu de la langue qui ont considérablement réduit la perméabilité des anticorps. Ces obstacles nécessitent des protocoles de sectionnement qui entraînent la division des papilles gustatives entre les sections afin que les mesures ne soient qu’approximatives et que les relations cellulaires soient perdues. Pour surmonter ces défis, les méthodes décrites ici impliquent la collecte, l’imagerie et l’analyse de papilles gustatives entières et de tonnelles terminales individuelles de trois régions gustatives: papilles fongiformes, papilles circumvallates et palais. La collecte de papilles gustatives entières réduit les biais et la variabilité technique et peut être utilisée pour indiquer des chiffres absolus pour des caractéristiques telles que le volume des papilles gustatives, l’innervation totale des papilles gustatives, le nombre de cellules transductrices et la morphologie des tonnelles terminales individuelles. Pour démontrer les avantages de cette méthode, cet article fournit des comparaisons des volumes de papilles gustatives et d’innervation entre les papilles gustatives fongiformes et circumvallates à l’aide d’un marqueur général des papilles gustatives et d’une étiquette pour toutes les fibres gustatives. Un flux de travail pour l’utilisation du marquage génétique des neurones du goût à cellules clairsemées (avec des sous-ensembles marqués de cellules transductrices du goût) est également fourni. Ce flux de travail analyse les structures des tonnelles individuelles goût-nerf, les numéros de type de cellule et les relations physiques entre les cellules à l’aide d’un logiciel d’analyse d’images. Ensemble, ces flux de travail offrent une nouvelle approche pour la préparation des tissus et l’analyse des papilles gustatives entières et de la morphologie complète de leurs tonnelles innervantes.

Introduction

Les papilles gustatives sont des collections de 50 à 100 cellules épithéliales spécialisées qui se lient à des sous-ensembles de stimuli chimiques et gustatifs présents dans la cavité buccale. On pense généralement que les cellules transductrices de goût existent en tant que types1,2,3,4,5,6,7,8,9,initialement sur la base de critères de microscopie électronique qui ont ensuite été corrélés avec des marqueurs moléculaires. Les cellules de type II expriment la phospholipase C-beta 2 (PLCβ2)2 et le canal cationique potentiel récepteur transitoire, sous-famille M membre 51 et comprennent les cellules qui transduisent le sucré, l’amer etl’umami1,10. Les cellules de type III expriment l’anhydrase carbonique 4 (Car4)11 et la protéine associée synaptomomique 258 et désignent les cellules qui répondent principalement au goût aigre11. Les cellules qui transduisent la salinité n’ont pas été aussi clairement délimitées12,13,14, mais pourraient potentiellement inclure les cellules de type I, de type II et de type III15,16,17,18,19. L’environnement des papilles gustatives est complexe et dynamique, étant donné que les cellules transductrices de goût se retournent continuellement tout au long de l’âge adulte et sont remplacées par des progéniteurs basaux3,20,21. Ces cellules transductrices du goût se connectent aux fibres nerveuses pseudo-unipolaires des ganglions géniculés et pétrosaux, qui transmettent des informations gustatives au tronc cérébral. Ces neurones ont principalement été classés en fonction du type d’informations gustatives qu’ils portent22,23 parce que les informations sur leur morphologie ont été insaisissables jusqu’à récemment24. Les cellules de type II communiquent avec les fibres nerveuses via les canaux ioniques 25 de la protéine modulatrice de l’homéostasiecalcique 1,tandis que les cellules de type III communiquent via les synapses classiques8,26. La caractérisation plus poussée des cellules des papilles gustatives, y compris les lignées de type cellulaire transductrices, les facteurs qui influencent leur différenciation et les structures des tonnelles de connexion, sont tous des domaines d’investigation actifs.

Les études sur les papilles gustatives ont été entravées par plusieurs défis techniques. Les tissus hétérogènes et denses qui composent la langue réduisent considérablement la perméabilité des anticorps pour l’immunohistochimie27,28,29. Ces obstacles ont nécessité des protocoles de sectionnement qui entraînent la division des papilles gustatives entre les sections afin que les mesures soient soit approximatives en fonction de sections représentatives, soit additionnées entre les sections. Auparavant, des sections minces représentatives ont été utilisées pour approximer à la fois les valeurs de volume et le nombre de cellules de transduction30. Une section série plus épaisse permet l’imagerie de toutes les sections de papilles gustatives et la somme des mesures de chaque section31. Couper de telles sections épaisses et ne sélectionner que des papilles gustatives entières biaise l’échantillonnage vers des papilles gustatives plus petites32,33,34. Les estimations de l’innervation nerveuse à partir de papilles gustatives sectionnées ont été basées sur des analyses de nombres de pixels13,35, si quantifiés au tout36,37,38. Ces mesures ignorent complètement la structure et le nombre de tonnelles nerveuses individuelles, car les tonnelles sont divisées (et généralement mal étiquetées). Enfin, bien que le pelage de l’épithélium permette de colorer des papilles gustatives entières39,40, il élimine également les fibres nerveuses des papilles gustatives et pourrait perturber les relations normales entre les cellules. Par conséquent, les recherches sur les relations structurelles au sein des papilles gustatives ont été limitées en raison de cette perturbation causée par les approches de coloration.

La collection de structures entières élimine le besoin de sections représentatives et permet de déterminer des mesures en valeur absolue des volumes, du nombre de cellules et des morphologies de structure41. Cette approche augmente également la précision, limite les biais et réduit la variabilité technique. Ce dernier élément est important car les papilles gustatives présentent une variabilité biologique considérable à la fois dans les régions34,42 et entre les régions43,44,et les analyses des papilles gustatives entières permettent de comparer le nombre absolu de cellules entre les conditions témoins et expérimentales. De plus, la capacité de recueillir des papilles gustatives intactes permet d’analyser les relations physiques entre les différentes cellules transductrices et leurs fibres nerveuses associées. Parce que les cellules transductrices de goût peuvent communiquer entre elles45 et communiquer avec les fibres nerveuses46, ces relations sont importantes pour le fonctionnement normal. Ainsi, les conditions de perte de fonction peuvent ne pas être dues à une perte de cellules, mais plutôt à des changements dans les relations cellulaires. Voici une méthode de collecte des papilles gustatives entières afin d’obtenir les avantages des mesures absolues pour affiner les analyses de volume pour les papilles gustatives et leurs innervations, le nombre et les formes des cellules gustatives, et pour faciliter les analyses des relations entre les cellules transductrices et les morphologies nerf-arbre. Deux flux de travail sont également présentés en aval de cette nouvelle méthode de préparation des tissus à montage entier : 1) pour analyser le volume des papilles gustatives et l’innervation totale et 2) pour l’étiquetage génétique des neurones du goût à cellules clairsemées (avec des sous-ensembles de cellules transductrices du goût marquées) et les analyses ultérieures de la morphologie de la tonnelle goût-nerf, du nombre de types de cellules gustatives et de leurs formes, et l’utilisation d’un logiciel d’analyse d’images pour analyser les relations physiques entre les cellules transductrices et celles entre la transduction les cellules et leurs tonnelles nerveuses. Ensemble, ces flux de travail offrent une nouvelle approche de la préparation des tissus et de l’analyse des papilles gustatives entières et de la morphologie complète de leurs tonnelles innervantes.

Protocol

REMARQUE: Tous les animaux ont été soignés conformément aux lignes directrices établies par la politique du service de santé publique des États-Unis sur les soins et l’utilisation sans cruauté des animaux de laboratoire et le Guide des NIH pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Des souris Phox2b-Cre (souche MMRRC 034613-UCD, NP91Gsat/Mmcd) ou des souris TrkBCreER (Ntrk2tm3.1(cre/ERT2)Ddg) ont été élevées avec des souris rapporteures tdTomato (Ai14). Advill…

Representative Results

La coloration de l’épithélium lingual avec des anticorps dirigés contre dsRed et la kératine-8 (un marqueur général des papilles gustatives) a marqué à la fois les papilles gustatives entières et toute l’innervation des papilles gustatives chez les souris Phox2b-Cre:tdTomato50,51 (Figure 3A). L’imagerie de ces papilles gustatives de leurs pores à leurs bases a donné les images de plan x-y de la plus haute résolution…

Discussion

Le développement d’une approche pour collecter et colorer de manière cohérente les papilles gustatives entières de trois régions gustatives de la cavité buccale (fongiforme, circumvallate et palais) apporte des améliorations significatives pour l’analyse des cellules transductrices du goût, le suivi des cellules nouvellement incorporées, l’innervation et les relations entre ces structures. De plus, il facilite la localisation d’un marqueur neuronal secondaire potentiel à l’intérieur ou à l’extéri…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Nous remercions Kavisca Kuruparanantha pour ses contributions à la coloration des tissus et à l’imagerie des papilles gustatives circumvallates, Jennifer Xu pour la coloration et l’imagerie de l’innervation de la papille, Kaytee Horn pour les soins aux animaux et le génotypage, et Liqun Ma pour sa coloration tissulaire des papilles gustatives du palais mou. Ce projet a été soutenu par R21 DC014857 et R01 DC007176 à R.F.K et F31 DC017660 à L.O.

Materials

2,2,2-Tribromoethanol ACROS Organics AC421430100
2-Methylbutane ACROS 126470025
AffiniPure Fab Fragment Donkey Anti-Rabbit IgG Jackson ImmunoResearch 711-007-003 15.5μL/mL
Alexa Fluor® 647 AffiniPure Donkey Anti-Rat IgG Jackson Immuno Research 712-605-150 (1:500)
AutoQuant X3 software  Media Cybernetics
Blunt End Forceps Fine Science Tools  FST 91100-12
Click-iT™ Plus EdU Cell Proliferation Kit Molecular Probes C10637 Follow kit instructions 
Coverglass Marienfeld 107242
Cytokeratin-8 Developmental Studies Hybridoma Bank (DSHB), (RRID: AB_531826)  Troma1 supernatant (1:50, store at 4°C)
Dissection Scissors (coarse) Roboz RS-5619
Dissection Scissors (fine) Moria MC19B
Donkey anti-Rabbit IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 488 ThermoFisher Scientific A21206 (1:500)
Donkey anti-Rabbit, Alexa Fluor® 555 ThermoFisher Scientific A31572 (1:500)
DyLight™ 405 AffiniPure Fab Fragment Bovine Anti-Goat IgG Jackson Immuno Research 805-477-008 (1:500)
Fluoromount G Southern Biotech 0100-01
Glass slides Fisher Scientific (Superfrost Plus Miscroscope Slides) 12-550-15
Goat anti-Car4 R&D Systems  AF2414 (1:500)
Imaris  Bitplane  pixel-based image analysis software
Neurolucida 360 + Explorer MBF Biosciences 3D vector based image analysis software
Normal Donkey Serum Jackson Immuno Research 017-000-121
Normal Rabbit Serum  Equitech-Bio, Inc SR30
Olympus FV1000 (multi-Argon laser with wavelengths 458, 488, 515 and additional HeNe lasers emitting 543 and 633)
Paraformaldehyde EMD PX0055-3 4% in 0.1M PB
Rabbit anti-dsRed Living Colors DsRed Polyclonal Antibody; Clontech Clontech Laboratories, Inc. (632496) 632496 (1:500)
Rabbit anti-PLCβ2  Santa Cruz Biotechnology Cat# sc-206 (1:500)
Sodium Phosphate Dibasic Anhydrous Fisher Scientific BP332-500
Sodium Phosphate Monobasic Fisher Scientific BP330-500
tert-Amyl alcohol Aldrich Chemical Company 8.06193
Tissue Molds Electron Microscopy Sciences 70180
Tissue-Tek® O.C.T. Compound Sakura 4583
Triton X-100 BIO-RAD #161-0407
Zenon™ Alexa Fluor™ 555 Rabbit IgG Labeling Kit ThermoFisher Scientific Z25305 Follow kit instructions 
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Clapp, T. R., Medler, K. F., Damak, S., Margolskee, R. F., Kinnamon, S. C. Mouse taste cells with G protein-coupled taste receptors lack voltage-gated calcium channels and SNAP-25. BMC Biology. 4 (1), 7 (2006).
  2. Clapp, T. R., Yang, R., Stoick, C. L., Kinnamon, S. C., Kinnamon, J. C. Morphologic characterization of rat taste receptor cells that express components of the phospholipase C signaling pathway. The Journal of Comparative Neurology. 468 (3), 311-321 (2004).
  3. Delay, R. J., Roper, S. D., Kinnamon, J. C. Ultrastructure of mouse vallate taste buds: II. Cell types and cell lineage. The Journal of Comparative Neurology. 253 (2), 242-252 (1986).
  4. Finger, T. E. Cell types and lineages in taste buds. Chemical Senses. 30, 54-55 (2005).
  5. Kataoka, S., et al. The candidate sour taste receptor, PKD2L1, is expressed by type III taste cells in the mouse. Chemical Senses. 33 (3), 243-254 (2008).
  6. Murray, R. Fine structure of gustatory cells in rabbit taste buds. Journal of Ultrastructure Research. 27 (5-6), 444 (1969).
  7. Murray, R. G., Murray, A. Fine structure of taste buds of rabbit foliate papillae. Journal of Ultrastructure Research. 19 (3), 327-353 (1967).
  8. Yang, R., Crowley, H. H., Rock, M. E., Kinnamon, J. C. Taste cells with synapses in rat circumvallate papillae display SNAP-25-like immunoreactivity. The Journal of Comparative Neurology. 424 (2), 205-215 (2000).
  9. Yee, C. L., Yang, R., Böttger, B., Finger, T. E., Kinnamon, J. C. “Type III” cells of rat taste buds: Immunohistochemical and ultrastructural studies of neuron-specific enolase, protein gene product 9.5, and serotonin. Journal of Comparative Neurology. 440 (1), 97-108 (2001).
  10. Zhang, Y., et al. Coding of sweet, bitter, and umami tastes. Cell. 112 (3), 293-301 (2003).
  11. Chandrashekar, J., et al. The taste of carbonation. Science. 326 (5951), 443-445 (2009).
  12. Oka, Y., Butnaru, M., Von Buchholtz, L., Ryba, N. J. P., Zuker, C. S. High salt recruits aversive taste pathways. Nature. 494 (7438), 472-475 (2013).
  13. Stratford, J. M., Larson, E. D., Yang, R., Salcedo, E., Finger, T. E. 5-HT3A-driven green fluorescent protein delineates gustatory fibers innervating sour-responsive taste cells: A labeled line for sour taste. Journal of Comparative Neurology. 525 (10), 2358-2375 (2017).
  14. Baumer-Harrison, C., et al. Optogenetic stimulation of type I GAD65(+) cells in taste buds activates gustatory neurons and drives appetitive licking behavior in sodium-depleted mice. The Journal of Neuroscience. 40 (41), 7795-7810 (2020).
  15. Nomura, K., Nakanishi, M., Ishidate, F., Iwata, K., Taruno, A. All-electrical Ca(2+)-independent signal transduction mediates attractive sodium taste in taste buds. Neuron. 106 (5), 816-829 (2020).
  16. Ohmoto, M., Jyotaki, M., Foskett, J. K., Matsumoto, I. Sodium-taste cells require Skn-1a for generation and share molecular features with sweet, umami, and bitter taste cells. eneuro. 7 (6), (2020).
  17. Roebber, J. K., Roper, S. D., Chaudhari, N. The role of the anion in salt (NaCl) detection by mouse taste buds. The Journal of Neuroscience. 39 (32), 6224-6232 (2019).
  18. Oka, Y., Butnaru, M., von Buchholtz, L., Ryba, N. J., Zuker, C. S. High salt recruits aversive taste pathways. Nature. 494 (7438), 472-475 (2013).
  19. Lewandowski, B. C., Sukumaran, S. K., Margolskee, R. F., Bachmanov, A. A. Amiloride-insensitive salt taste is mediated by two populations of type III taste cells with distinct transduction mechanisms. The Journal of Neuroscience. 36 (6), 1942-1953 (2016).
  20. Beidler, L. M., Smallman, R. L. Renewal of cells within taste buds. The Journal of Cell Biology. 27 (2), 263-272 (1965).
  21. Hamamichi, R., Asano-Miyoshi, M., Emori, Y. Taste bud contains both short-lived and long-lived cell populations. Neuroscience. 141 (4), 2129-2138 (2006).
  22. Yarmolinsky, D. A., Zuker, C. S., Ryba, N. J. P. Common sense about taste: from mammals to insects. Cell. 139 (2), 234-244 (2009).
  23. Spector, A. C., Travers, S. P. The representation of taste quality in the mammalian nervous system. Behavoiral and Cognitive Neuroscience Reviews. 4 (3), 143-191 (2005).
  24. Huang, T., Ohman, L. C., Clements, A. V., Whiddon, Z. D., Krimm, R. F. Variable branching characteristics of peripheral taste neurons indicates differential convergence. bioRxiv. , (2020).
  25. Taruno, A., et al. CALHM1 ion channel mediates purinergic neurotransmission of sweet, bitter and umami tastes. Nature. 495 (7440), 223-226 (2013).
  26. Kinnamon, J. C., Taylor, B. J., Delay, R. J., Roper, S. D. Ultrastructure of mouse vallate taste buds. I. Taste cells and their associated synapses. The Journal of comparative neurology. 235 (1), 48-60 (1985).
  27. Dando, R., et al. A permeability barrier surrounds taste buds in lingual epithelia. American Journal of Physiology. Cell Physiology. 308 (1), 21-32 (2015).
  28. Mistretta, C. M. Permeability of tongue epithelium and its relation to taste. American Journal of Physiology. 220 (5), 1162-1167 (1971).
  29. Michlig, S., Damak, S., Le Coutre, J. Claudin-based permeability barriers in taste buds. The Journal of Comparative Neurology. 502 (6), 1003-1011 (2007).
  30. Kinnamon, S. C., Finger, T. E. Recent advances in taste transduction and signaling. F1000Research. 8, 2117 (2019).
  31. Meng, L., Huang, T., Sun, C., Hill, D. L., Krimm, R. BDNF is required for taste axon regeneration following unilateral chorda tympani nerve section. Experimental Neurology. 293, 27-42 (2017).
  32. Meng, L., Ohman-Gault, L., Ma, L., Krimm, R. F. Taste bud-derived BDNF is required to maintain normal amounts of innervation to adult taste buds. eneuro. 2 (6), (2015).
  33. Tang, T., Rios-Pilier, J., Krimm, R. Taste bud-derived BDNF maintains innervation of a subset of TrkB-expressing gustatory nerve fibers. Molecular and Cellular Neuroscience. 82, 195-203 (2017).
  34. Zhang, G. H., Zhang, H. Y., Deng, S. P., Qin, Y. M. Regional differences in taste bud distribution and -gustducin expression patterns in the mouse fungiform papilla. Chemical Senses. 33 (4), 357-362 (2008).
  35. Huang, T., Ma, L., Krimm, R. F. Postnatal reduction of BDNF regulates the developmental remodeling of taste bud innervation. Developmental Biology. 405 (2), 225-236 (2015).
  36. Nosrat, I. V., Margolskee, R. F., Nosrat, C. A. Targeted taste cell-specific overexpression of brain-derived neurotrophic factor in adult taste buds elevates phosphorylated TrkB protein levels in taste cells, increases taste bud size, and promotes gustatory innervation. Journal of Biological Chemistry. 287 (20), 16791-16800 (2012).
  37. Liebl, D. J., Mbiene, J. -. P., Parada, L. F. NT4/5 mutant mice have deficiency in gustatory papillae and taste bud formation. Developmental Biology. 213 (2), 378-389 (1999).
  38. Kumari, A., Yokota, Y., Li, L., Bradley, R. M., Mistretta, C. M. Species generalization and differences in Hedgehog pathway regulation of fungiform and circumvallate papilla taste function and somatosensation demonstrated with sonidegib. Scientific Reports. 8 (1), (2018).
  39. Venkatesan, N., Boggs, K., Liu, H. X. Taste bud labeling in whole tongue epithelial sheet in adult mice. Tissue Engineering. Part C, Methods. 22 (4), 332-337 (2016).
  40. Meisel, C. T., Pagella, P., Porcheri, C., Mitsiadis, T. A. Three-dimensional imaging and gene expression analysis upon enzymatic isolation of the tongue epithelium. Frontiers in Physiology. 11, 825 (2020).
  41. Schmitz, C., Hof, P. R. Design-based stereology in neuroscience. Neuroscience. 130 (4), 813-831 (2005).
  42. Guagliardo, N. A., Hill, D. L. Fungiform taste bud degeneration in C57BL/6J mice following chorda-lingual nerve transection. The Journal of Comparative Neurology. 504 (2), 206-216 (2007).
  43. Ohtubo, Y., Yoshii, K. Quantitative analysis of taste bud cell numbers in fungiform and soft palate taste buds of mice. Brain Research. 1367, 13-21 (2011).
  44. Ogata, T., Ohtubo, Y. Quantitative analysis of taste bud cell numbers in the circumvallate and foliate taste buds of mice. Chemical Senses. 45 (4), 261-273 (2020).
  45. Tomchik, S. M., Berg, S., Kim, J. W., Chaudhari, N., Roper, S. D. Breadth of tuning and taste coding in mammalian taste buds. Journal of Neuroscience. 27 (40), 10840-10848 (2007).
  46. Finger, T. E. ATP signaling is crucial for communication from taste buds to gustatory nerves. Science. 310 (5753), 1495-1499 (2005).
  47. Lau, J., et al. Temporal control of gene deletion in sensory ganglia using a tamoxifen-inducible Advillin-CreERT2 recombinase mouse. Molecular Pain. 7 (1), 100 (2011).
  48. Hirsch, M. -. R., D’Autréaux, F., Dymecki, S. M., Brunet, J. -. F., Goridis, C. APhox2b::FLPotransgenic mouse line suitable for intersectional genetics. genesis. 51 (7), 506-514 (2013).
  49. Perea-Martinez, I., Nagai, T., Chaudhari, N. Functional cell types in taste buds have distinct longevities. PLoS ONE. 8 (1), 53399 (2013).
  50. Ohman-Gault, L., Huang, T., Krimm, R. The transcription factor Phox2b distinguishes between oral and non-oral sensory neurons in the geniculate ganglion. Journal of Comparative Neurology. 525 (18), 3935-3950 (2017).
  51. Dvoryanchikov, G., et al. Transcriptomes and neurotransmitter profiles of classes of gustatory and somatosensory neurons in the geniculate ganglion. Nature Communications. 8 (1), (2017).
  52. Whitehead, M. C., Ganchrow, J. R., Ganchrow, D., Yao, B. Organization of geniculate and trigeminal ganglion cells innervating single fungiform taste papillae: a study with tetramethylrhodamine dextran amine labeling. Neuroscience. 93 (3), 931-941 (1999).
  53. Suemune, S., et al. Trigeminal nerve endings of lingual mucosa and musculature of the rat. Brain Research. 586 (1), 162-165 (1992).
  54. Rutlin, M., et al. The cellular and molecular basis of direction selectivity of Aδ-LTMRs. Cell. 159 (7), 1640-1651 (2014).
  55. Abraira, V. E., Ginty, D. D. The sensory neurons of touch. Neuron. 79 (4), 618-639 (2013).
  56. Feng, P., Huang, L., Wang, H. Taste bud homeostasis in health, disease, and aging. Chemical Senses. 39 (1), 3-16 (2014).
  57. Cooper, K. W., et al. COVID-19 and the chemical senses: supporting players take center stage. Neuron. 107 (2), 219-233 (2020).
  58. Barlow, L. A. Progress and renewal in gustation: new insights into taste bud development. Development. 142 (21), 3620-3629 (2015).
  59. Roper, S. D. Taste buds as peripheral chemosensory processors. Seminars in Cell & Developmental Biology. 24 (1), 71-79 (2013).
  60. Ma, H., Yang, R., Thomas, S. M., Kinnamon, J. C. BMC. Neuroscience. 8 (1), 5 (2007).
  61. Kinnamon, J. C., Sherman, T. A., Roper, S. D. Ultrastructure of mouse vallate taste buds: III. Patterns of synaptic connectivity. The Journal of Comparative Neurology. 270 (1), 1-10 (1988).
  62. Romanov, R. A., et al. Chemical synapses without synaptic vesicles: Purinergic neurotransmission through a CALHM1 channel-mitochondrial signaling complex. Science Signaling. 11 (529), 1815 (2018).
  63. Dani, A., Huang, B., Bergan, J., Dulac, C., Zhuang, X. Superresolution imaging of chemical synapses in the brain. Neuron. 68 (5), 843-856 (2010).
  64. Vandenbeuch, A., Clapp, T. R., Kinnamon, S. C. Amiloride-sensitive channels in type I fungiform taste cells in mouse. BMC Neuroscience. 9 (1), 1 (2008).
  65. Bartel, D. L., Sullivan, S. L., Lavoie, &. #. 2. 0. 1. ;. G., Sévigny, J., Finger, T. E. Nucleoside triphosphate diphosphohydrolase-2 is the ecto-ATPase of type I cells in taste buds. The Journal of Comparative Neurology. 497 (1), 1-12 (2006).
  66. Wilson, C. E., Vandenbeuch, A., Kinnamon, S. C. Physiological and behavioral responses to optogenetic stimulation of PKD2L1+ type III taste cells. eneuro. 6 (2), (2019).

Tags

Whole-mount StainingTaste BudsFungiformCircumvallatePalateLingual EpitheliumInnervationTransducing CellsOCT Compound
check_url/62126?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Ohman, L. C., Krimm, R. F. Whole-Mount Staining, Visualization, and Analysis of Fungiform, Circumvallate, and Palate Taste Buds. J. Vis. Exp. (168), e62126, doi:10.3791/62126 (2021).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image