Summary
La macropinocytose est un processus endocytaire hautement conservé initié par la formation de projections membranaires en feuille riches en F-actine, également connues sous le nom de volants membranaires. L’augmentation du taux d’internalisation du soluté macropinocytotique a été impliquée dans diverses conditions pathologiques. Ce protocole présente une méthode pour quantifier la formation de volants membranaires in vitro à l’aide de la microscopie électronique à balayage.
Abstract
L’ébouriffement membranaire est la formation de protubérances mobiles de membranes plasmiques contenant un maillage de filaments d’actine nouvellement polymérisés. Les volants membranaires peuvent se former spontanément ou en réponse à des facteurs de croissance, des cytokines inflammatoires et des esters de phorbol. Certaines des protubérances membranaires peuvent se réorganiser en volants membranaires circulaires qui fusionnent à leurs marges distales et forment des coupelles qui se ferment et se séparent dans le cytoplasme sous forme de grandes vacuoles hétérogènes appelées macropinosomes. Au cours du processus, les volants piègent le liquide extracellulaire et les solutés qui s’internalisent dans les macropinosomes. La microscopie électronique à balayage (MEB) à haute résolution est une technique d’imagerie couramment utilisée pour visualiser et quantifier la formation de volants membranaires, les protubérances circulaires et les coupelles macropinocytaires fermées à la surface de la cellule. Le protocole suivant décrit les conditions de culture cellulaire, la stimulation de la formation de volants membranaires in vitro et la façon de fixer, de déshydrater et de préparer les cellules à l’imagerie à l’aide du MEB. La quantification des volants membranaires, la normalisation des données et les stimulateurs et inhibiteurs de la formation de volants membranaires sont également décrits. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés sur le rôle de la macropinocytose dans les processus physiologiques et pathologiques, à étudier de nouvelles cibles qui régulent la formation des volants membranaires et à identifier des stimulateurs physiologiques encore non caractérisés ainsi que de nouveaux inhibiteurs pharmacologiques de la macropinocytose.
Introduction
La macropinocytose est un processus endocytaire responsable de l’internalisation d’une grande quantité de liquide extracellulaire et de son contenu via la formation de protubérances membranaires dynamiques et entraînées par l’actine appelées volants membranaires1. Beaucoup de ces volants membranaires forment des coupelles qui se ferment et fusionnent sur la cellule et se séparent de la membrane plasmique sous forme de gros endosomes intracellulaires hétérogènes également connus sous le nom de macropinosomes1. Bien que la macropinocytose soit induite par des facteurs de croissance tels que le facteur de stimulation des colonies de macrophages (M-CSF) et le facteur de croissance épidermique (EGF) dans un large éventail de types de cellules, un processus unique et dépendant du calcium connu sous le nom de macropinocytose constitutive a également été observé dans les cellules immunitaires innées 2,3,4,5,6,7,8.
Il a été démontré que la capacité des cellules à internaliser le matériel extracellulaire par macropinocytose joue un rôle important dans divers processus physiologiques allant de l’absorption des nutriments à la capture des agents pathogènes et à la présentation des antigènes 9,10,11. Cependant, parce que ce processus est non sélectif et inductible, il a également été impliqué dans un certain nombre de conditions pathologiques. En effet, des études antérieures ont suggéré que la macropinocytose joue un rôle important dans la maladie d’Alzheimer, la maladie de Parkinson, le cancer, la néphrolithiase et l’athérosclérose 12,13,14,15,16. De plus, il a été démontré que certaines bactéries et certains virus utilisent la macropinocytose pour pénétrer dans les cellules hôtes et induire une infection17,18. Fait intéressant, la stimulation de la macropinocytose peut également être exploitée pour l’administration ciblée d’agents thérapeutiques dans diverses maladies19,20.
Des études antérieures ont exploré la macropinocytose en quantifiant les marqueurs de phase fluide intériorisés marqués par fluorescence en l’absence et en présence d’agents pharmacologiques qui inhibent la macropinocytose à l’aide de la cytométrie en flux et de l’imagerie confocale21,22. Les outils pharmacologiques actuellement disponibles qui inhibent la macropinocytose sont limités et comprennent 1) des inhibiteurs de polymérisation de l’actine (cytochalasine D et latrunculines), 2) des bloqueurs PI3K (LY-290042 et wortmannine) et 3) des inhibiteurs des échangeurs d’hydrogène sodique (NHE) (amiloride et EIPA)5,14,15,23,24,25 . Cependant, comme ces inhibiteurs ont des effets indépendants de l’endocytose, il est difficile de déterminer sélectivement la contribution de la macropinocytose à l’absorption du soluté et à la pathogenèse de la maladie, en particulier in vivo21.
La microscopie électronique à balayage (MEB) est un type de microscope électronique qui produit des images à ultra-haute résolution de cellules à l’aide d’un faisceau focalisé d’électrons26. Dans la recherche sur la macropinocytose, l’imagerie SEM est considérée comme la technique de référence pour visualiser les caractéristiques topographiques et morphologiques de la membrane plasmique, quantifier la formation de volants membranaires et étudier leur progression vers l’internalisation des macropinosomes. En outre, la microscopie électronique à balayage combinée à la quantification de l’absorption du soluté, en présence et en l’absence de bloqueurs de macropinocytose, fournit une stratégie fiable pour examiner l’internalisation du soluté macropinocytotique in vitro. Cet article fournit un protocole détaillé sur la façon de préparer les cellules pour le SEM, de visualiser la surface cellulaire, de quantifier la formation de volants et d’examiner leurs progrès vers la fermeture de la coupe et l’internalisation des macropinosomes.
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Protocol
REMARQUE: Ce qui suit est un protocole général utilisé pour quantifier la formation de volants membranaires dans les macrophages RAW 264.7 à l’aide de la microscopie SEM. Une optimisation peut être nécessaire pour différents types de cellules.
1. Lignée cellulaire et culture cellulaire
- Cultiver des macrophages RAW 264,7 dans le milieu Eagle modifié (DMEM) de Dulbecco complété par 10% (vol/vol) de sérum fœtal bovin (FBS) inactivé par la chaleur, 100 UI/mL de pénicilline et 100 μg/mL de streptomycine dans un incubateur humidifié à 37 °C et 5 % de CO2. Remplacez les supports de croissance tous les deux jours.
- Lorsque les cellules deviennent confluentes à 80%, lavez la plaque deux fois à l’aide de PBS stérile.
- Détacher les cellules en ajoutant 1 000 μL de trypsine-EDTA à 0,5 % et incuber la plaque de culture cellulaire pendant 3 à 5 min dans un incubateur humidifié à 37 °C.
- Examinez la plaque au microscope optique pour confirmer la dissociation cellulaire. Ajouter 10 mL de milieux de croissance contenant 10 % de FBS pour inactiver la trypsine.
- Recueillir la suspension cellulaire dans un tube conique de 50 mL et centrifuger à 400 x g pendant 5 min à température ambiante. Resuspendez doucement les cellules dans le milieu de culture cellulaire complet et déterminez le nombre de cellules et la viabilité à l’aide de la coloration au bleu de trypan (0,4%).
REMARQUE: La viabilité cellulaire minimale recommandée pour cette expérience est de >90%. - Placez des couvercles de verre stériles dans les puits d’une plaque de 24 puits à l’aide de pinces autoclavées. Ensemencez les cellules sur des couvercles à une densité de 1 x 106 cellules/mL et incubez la plaque pendant la nuit dans un incubateur humidifié à 37 °C et 5 % de CO2.
- Changer le milieu de chaque puits avec un milieu complet frais de 500 μL avant le traitement. Prétraiter les macrophages avec du véhicule (DMSO ou d’autres solvants utilisés pour dissoudre l’EIPA) ou l’inhibiteur de la macropinocytose 5-(N-éthyl-N-isopropyl)-amiloride (EIPA, 25 μM21) pendant 30 min.
- Traiter les cellules avec un véhicule et des stimulateurs de macropinocytose pour favoriser l’ébouriffement de la membrane: phorbol 12-myristate 13-acétate (PMA, 1 μM, 30 min21) et facteur de stimulation des colonies de macrophages (M-CSF, 100 ng / mL, 30 min3).
REMARQUE: Des inhibiteurs alternatifs [par exemple, la latrunculine A (1 μM, 30 min) ou la cytochalasine D (1 μM, 30 min)] et des stimulateurs [par exemple, facteur de croissance épidermique (EGF, 100 ng / mL, 10 min) ou facteur de croissance dérivé des plaquettes (PDGF, 100 ng / mL, 15 min)] de macropinocytose peuvent également être utilisés pour caractériser la macropinocytose chez les macrophages et d’autres types de cellules16,27, 28,29. Les cellules peuvent nécessiter une famine sérique pendant la nuit avant le traitement avec des stimulateurs physiologiques de la macropinocytose. Il est important de noter que les concentrations et les temps d’incubation les plus efficaces devront être déterminés pour stimuler la macropinocytose dans d’autres types de cellules.
2. Fixation SEM
- Après le traitement, aspirez les milieux des puits et lavez les couvercles avec du PBS glacé deux fois.
- Fixer les cellules (4 % de paraformaldéhyde et 2 % de glutaraldéhyde dans 0,1 M de cacodylate de sodium) pendant 30 min à température ambiante, suivie d’une incubation nocturne dans le fixateur à 4 °C.
- Lavez et incubez délicatement les couvercles avec 500 μL de réactifs suivants sans perturber la monocouche cellulaire.
- Laver une fois dans 0,1 M de cacodylate de sodium et incuber pendant 15 min.
- Laver deux fois avec dH2O avec 10 min d’incubation dans chaque lavage.
- Laver deux fois avec de l’éthanol à 25% avec 10 min d’incubation dans chaque lavage.
- Laver deux fois avec de l’éthanol à 50% avec 10 min d’incubation dans chaque lavage.
- Laver deux fois avec de l’éthanol à 75% avec 10 min d’incubation dans chaque lavage.
- Laver deux fois avec de l’éthanol à 80% avec 10 min d’incubation dans chaque lavage.
- Laver deux fois avec de l’éthanol à 95% avec 10 min d’incubation dans chaque lavage.
- Laver deux fois avec de l’éthanol à 100%. Effectuez 10 min d’incubation dans chaque lavage.
REMARQUE: Le changement / remplacement des réactifs doit être effectué rapidement pour éviter le séchage à l’air des cellules. Les couvercles peuvent être laissés dans de l’éthanol à 100% pendant plusieurs jours à 4 °C. Pour un stockage à long terme, ajoutez de l’éthanol supplémentaire à 100 % et couvrez les puits avec un parafilm pour éviter le séchage à l’air de l’échantillon.
3. Séchage des points critiques
- Placez les couvercles dans un sécheur à points critiques et couvrez-les avec de l’éthanol à 100%. Appuyez sur le bouton d’alimentation et ouvrez le réservoir de CO2 .
- Appuyez sur le bouton Refroidir pendant environ 30 s jusqu’à ce que la température diminue à 0 °C. Appuyez sur le bouton Remplir jusqu’à ce qu’une bulle apparaisse dans la fenêtre de la chambre.
- Appuyez sur le bouton Purge jusqu’à ce que l’odeur d’éthanol de l’échappement de purge disparaisse. Appuyez à nouveau sur le bouton Refroidir jusqu’à ce que la température diminue à 0 °C.
- Appuyez sur les boutons Fill et Purge pour les éteindre et fermer le réservoir de CO2 . Appuyez sur le bouton Cool pour l’éteindre et appuyez sur le bouton Heat .
- Réglez la température à 42 °C et la pression à 1 200 psi. Une fois la pression et la température stabilisées, appuyez sur le bouton Bleed pour permettre à la pression de diminuer lentement.
- Une fois que la pression de la chambre atteint 150 psi, appuyez sur le bouton Vent et attendez que la pression diminue à 0 psi. Éteignez le séchoir à points critiques et retirez les couvercles.
- Montez des couvercles sur des supports d’échantillons en aluminium SEM à l’aide de languettes d’adhésif carbone et soumis à un revêtement de pulvérisation à l’aide d’or / palladium dans un enduit de pulvérisation.
- Allumez le bouton d’alimentation et attendez que l’aspirateur atteigne 30 mTorr. Rincez la chambre pour éliminer l’humidité et l’air en éteignant l’interrupteur à gaz et en tournant la vanne de gaz Fine dans le sens inverse des aiguilles d’une montre.
- Une fois que le vide augmente à 200 mTorr éteignez l’interrupteur à gaz et attendez que le vide atteigne 30 mTorr. Répétez cette étape 3 fois.
- Appuyez sur le bouton Minuterie et ajustez le bouton Tension jusqu’à ce que la jauge indique 10 mA. Retirez les couvercles enduits de la chambre.
REMARQUE: Suivez les instructions du fabricant pour effectuer le séchage aux points critiques et le revêtement par pulvérisation de l’échantillon.
4. Imagerie et quantification
- Insérez des couvercles d’échantillon dans la chambre d’un microscope électronique à balayage. Fermez la porte et appuyez sur le bouton Evac .
- Ouvrez le logiciel d’opération SEM. Réglez la tension d’accélération sur 15 kv et la distance de travail sur 10 mm.
- Appuyez sur le bouton Coordonnées et déplacez-vous autour du contrôleur jusqu’à ce que les cellules apparaissent au centre de l’écran d’observation. Réglez le grossissement sur 3 500x et imagez l’échantillon en cliquant sur le bouton Photo.
REMARQUE: Utilisez un niveau de grossissement plus élevé (8 500x à 16 000x) pour montrer la membrane plasmique avec plus de détails. - Prenez des images d’au moins 10 endroits aléatoires sur les couvercles, en vous assurant que chaque champ microscopique contient plusieurs cellules. Enregistrez les images en tant que fichiers .tif.
- À partir des images, localisez les volants de membrane, définis comme des plis saillants en forme de couverture de la membrane plasmique, d’une taille supérieure à 500 nm (Figure 1). Comptez le nombre de volants par cellule.
REMARQUE : Les volants en forme de C ont été identifiés comme des protubérances membranaires incurvées qui ne fusionnaient pas à leurs extrémités latérales [(Figure 1 (traitement M-CSF) et Figure 2B]. Des volants de membrane circulaire fusionnés, avant leur fermeture, ont été identifiés comme des ventouses macropinocytotiques (figure 2C). - Normaliser le nombre de volants membranaires au nombre total de cellules dans le champ microscopique évalué. Répétez cette analyse pour les échantillons de chaque groupe.
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Representative Results
Ici, nous décrivons les résultats de la technique présentée. Les images SEM représentatives montrées à la figure 1 montrent la formation de volants membranaires dans les macrophages RAW 264.7 après un traitement par PMA et M-CSF. Les images ont d’abord été capturées à un grossissement de 3 500x à des fins de quantification, puis à des niveaux de grossissement plus élevés (8 500x à 16 000x) pour montrer la membrane plasmique avec plus de détails. Le prétraitement des macrophages avec l’inhibiteur de macropinocytose EIPA a atténué la formation de volants membranaires (Figure 1). Les activités membranaires plasmiques associées à la macropinocytose peuvent être divisées en cinq étapes consécutives: 1) initiation de l’ébouriffement membranaire, 2) circularisation, 3) formation de tasse, 4) fermeture de tasse et 5) internalisation du liquide extracellulaire et de ses solutés associés via la formation de macropinosomes. La figure 2 montre des images représentatives de ces activités membranaires plasmiques morphologiquement distinctes à la suite d’une stimulation du M-CSF. De grands volants en forme de feuille (Figure 2A), des volants circulaires en forme de C (Figure 2B) et des coupelles macropinocytaires (Figure 2C) ont été capturés à un grossissement de 6 000x à 7 000x. La microscopie électronique à balayage peut être utilisée pour fournir des images à haute résolution de la surface cellulaire, mais ne peut pas être utilisée pour visualiser les macropoinosomes internalisés. La quantification des volants membranaires après traitement par PMA et M-CSF est illustrée à la figure 3. La formation de macropoinosomes peut être confirmée par d’autres techniques d’imagerie, y compris la microscopie confocale, comme le montre la figure 4. Enfin, la quantification SEM de l’ébouriffement membranaire devrait être complétée par la quantification par cytométrie en flux d’un marqueur fluorescent de phase fluide (p. ex., FITC ou dextran rouge du Texas) pour confirmer la stimulation de la macropinocytose (figure 5).
Figure 1 : Images de microscopie électronique à balayage de macrophages RAW 264.7. Les macrophages RAW 264,7 ont été prétraités avec un véhicule (contrôle DMSO) ou EIPA (25 μM) pendant 30 min et incubés avec du PMA (1 μM, 30 min) ou du M-CSF (100 ng/mL, 30 min) pour stimuler l’ébouriffement de la membrane. Les images de droite montrent un grossissement plus élevé de la surface de la cellule. Flèches rouges: volants de membrane. Flèche verte : volant en forme de C. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Stades morphologiques de la macropinocytose capturés par microscopie électronique à balayage. Les macrophages RAW 264,7 ont été traités avec du M-CSF (100 ng/mL) pendant 30 min et les cellules ont été traitées pour l’imagerie SEM. (A) saillie membranaire en forme de feuille, (B) volant de membrane en forme de C et (C) coupe macropinocytaire. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Quantification de la formation d’volants membranaires. Les macrophages RAW 264,7 ont été prétraités avec un véhicule (contrôle DMSO) ou EIPA (25 μM) pendant 30 min et incubés avec du PMA (1 μM, 30 min) ou du M-CSF (100 ng/mL, 30 min) pour stimuler l’ébouriffement de la membrane. Le graphique à barres montre le nombre d’volants membranaires normalisés au nombre total de cellules (n = 3). Les données représentent la moyenne ± SEM. ANOVA unidirectionnelle; *p < 0,05 vs véhicule, #p < 0,05 vs PMA ou traitement M-CSF. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Formation de macropoinosomes. Les cellules ont été prétraitées avec de la PMA pendant 30 min et incubées avec du dextran rouge du Texas (25 μg/mL, rouge) et du FM4-64 (5 μg/mL, vert) pendant 10 min. L’imagerie a été réalisée à l’aide d’un microscope confocal. Flèches bleues : volants de membrane, flèches jaunes : macropinosome contenant du rouge-dextran du Texas, flèches vertes : macropinosomes. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Quantification de la macropinocytose. Les macrophages RAW 264,7 ont été prétraités avec un véhicule (contrôle DMSO) ou EIPA (25 μM) pendant 30 min et incubés avec PMA (1 μM) et FITC-dextran (100 μg/mL; 70 000 MW) pendant 2 h. Le graphique à barres montre le changement moyen du pli de l’intensité de fluorescence (IMF) normalisé au traitement du véhicule (n = 3, effectué en trois exemplaires). Les données représentent la moyenne ± SEM. ANOVA unidirectionnelle; *p < 0,05 vs véhicule, #p < 0,05 vs PMA. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Le protocole d’imagerie SEM actuel fournit un outil pour visualiser et quantifier la formation de volants membranaires, les protubérances circulaires et les coupes macropinocytaires à la surface de la cellule in vitro. Bien que le protocole actuel se concentre sur les macrophages, des études ont montré que la formation de volants membranaires se produit également sur divers autres types de cellules, y compris les cellules dendritiques, les fibroblastes, les neurones et les cellules cancéreuses 11,12,14,21,30. Compte tenu de cela, l’optimisation des conditions de culture cellulaire et l’utilisation de différents stimulateurs ou conditions de traitement peuvent être nécessaires pour la visualisation des volants membranaires dans d’autres types de cellules.
Bien qu’il existe une certaine marge de manœuvre pour la préparation des échantillons, les étapes de déshydratation et de séchage des points critiques doivent être suivies exactement pour préserver l’architecture de la surface cellulaire. De plus, la présence d’eau ou d’autres solvants tels que l’éthanol perturberait le vide, ce qui est essentiel pour l’imagerie SEM et doit donc être éliminé de manière contrôlée pour garder la morphologie de l’échantillon intacte14.
Les microscopes électroniques utilisent un faisceau d’électrons accélérés comme source d’éclairage. Les premiers microscopes électroniques ont été développés lorsque la longueur d’onde est devenue le facteur limitant dans les microscopes optiques31. Les électrons ont des longueurs d’onde beaucoup plus courtes, de sorte que les microscopes électroniques ont un pouvoir de résolution plus élevé que les microscopes optiques et peuvent être utilisés pour fournir des images à haute résolution et étudier l’ultrastructure d’un large éventail de spécimens biologiques. Une limitation majeure de cette méthode tourne autour du fait que le SEM ne fournit qu’un instantané de la morphologie de la membrane plasmique, par opposition à l’imagerie fluorescente des cellules vivantes, qui permettrait de visualiser les volants de la membrane, leur transition vers les coupes macropinocytaires et la formation de macropinosomes. L’imagerie des cellules vivantes, la microscopie électronique à transmission (TEM) et les tests d’absorption de dextran fluorescent peuvent être utilisés pour étudier l’internalisation des solutés fluorescents via la macropinocytose, la translocation et la maturation des macropinosomes et les mécanismes de signalisation intracellulaire régulant la macropinocytose. Parce que le MEB nécessite une fixation sur des couvercles, seules la face dorsale et la région périphérique de la cellule peuvent être visualisées, ce qui est une autre limitation de cette technique.
Nous aimerions ajouter qu’il est parfois difficile de faire la distinction entre la formation indépendante de la macropinocytose des protubérances membranaires et les ébouriffements de la membrane macropinocytaire. Nous avons normalisé notre quantification en identifiant les volants membranaires avec une distance minimale d’au moins 0,5 μm entre deux points quelconques au bord de la saillie. Le nombre d’volants membranaires par cellule est très variable et dépend de nombreux facteurs, notamment le stimulant, sa concentration, son temps d’incubation et le type cellulaire32. Avec le PMA et le M-CSF, nous avons vu des cellules avec plusieurs volants membranaires, mais nous avons choisi des images représentatives qui représentent mieux nos données quantifiées (1-2 volants par cellule). Le SEM reste la technique de référence pour évaluer les caractéristiques topographiques et morphologiques de la membrane plasmique in vitro. La combinaison de cette méthode avec l’imagerie des cellules vivantes et l’analyse par cytométrie en flux de l’internalisation des solutés fournit une stratégie fiable pour analyser la macropinocytose dans divers types de cellules.
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Disclosures
Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.
Acknowledgments
Les auteurs remercient Libby Perry (Université Augusta) pour son aide dans la préparation de l’échantillon SEM. Ce travail a été soutenu par les National Institutes of Health [R01HL139562 (G.C.) et K99HL146954 (B.S.)] et l’American Heart Association [17POST33661254 (B.S.)].
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.5% Trypsin-EDTA | Gibco | 15400-054 | |
| 2% Glutaraldehyde | Electron Microscopy Sciences | 16320 | |
| 4% Paraformaldehyde | Santa Cruz Biotechnology | 281692 | |
| 5-(N-ethyl-N-isopropyl)-Amiloride | Sigma Life Science | A3085 | |
| Accuri C6 Flow Cytometer | |||
| Carbon Adhesive Tabs | Electron Microscopy Sciences | 77825-09 | |
| Dimethyl Sulfoxide | Corning | 25-950-CQC | |
| Dulbecco's Modified Eagle Medium | Cytiva Life Sciences | SH30022.01 | |
| Falcon 24-well Clear Flat Bottom TC-treated Multiwell Cell Culture Plate | Falcon | 353047 | |
| Fetal Bovine Serum | Gemini Bio | 900-108 | |
| FitC-dextran | Thermo Fisher Scientific | D1823 | |
| FM 4-64 | Thermo Fisher Scientific | T13320 | |
| HERAcell 150i CO2 incubator | Thermo Fisher Scientific | 51026282 | |
| Hummer Model 6.2 Sputter Coater | Anatech USA | 58565 | |
| JSM-IT500HR scanning electron microscope | |||
| Microscope Cover Glass | Thermo Fisher Scientific | 12-545-82 | |
| Pen Strep | Gibco | 15140-122 | |
| phorbol 12-myristate 13-acetate | Millipore Sigma | 524400 | |
| RAW 264.7 macrophage | ATCC | ATCC TIB-71 | |
| Recombinant Human M-CSF | Peprotech | 300-25 | |
| Samdri-790 Critical Point Dryer | Tousimis Research Corporation | 8778B | |
| SEM Aluminum Specimen Mounts | Electron Microscopy Sciences | 75220 | |
| Sodium Cacodylate | Electron Microscopy Sciences | 12300 | |
| Texas red-dextra | Thermo Fisher Scientific | D1864 | |
| Trypan Blue Solution | Thermo Fisher Scientific | 15250061 | |
| Zeiss LSM 780 confocal microscope |
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