Summary

הכנה וגידול של חרקים אקסניים עם שתילים מתרבית רקמה למחקרי אינטראקציה של מיקרוביוטה של המעי המארח של חיפושית העלים

Published: October 08, 2021
doi:

Summary

כדי להשיג חרק אקסני, משטח הביצה שלו מעוקר, והזחל הבוקע גדל לאחר מכן באמצעות עלים אקסניים. שיטה זו מספקת דרך יעילה להכנת חרקים אקסניים מבלי לתת אנטיביוטיקה או לפתח תזונה מלאכותית, אשר ניתן ליישם גם על חרקים אוכלי עלים אחרים.

Abstract

מעיים של חרקים מיושבים על ידי חיידקים מגוונים שיכולים להשפיע באופן עמוק על התכונות הפיזיולוגיות של הפונדקאי. החדרת זן חיידקי מסוים לחרק אקסני היא שיטה רבת עוצמה לאימות תפקוד המיקרוביאלי של המעיים ולהבהרת המנגנונים העומדים בבסיס האינטראקציות בין חיידקי המעיים לפונדקאי. מתן אנטיביוטיקה או עיקור משטחי ביצים הן שתי שיטות נפוצות להסרת חיידקי מעיים מחרקים. עם זאת, בנוסף להשפעות השליליות הפוטנציאליות של אנטיביוטיקה על חרקים, מחקרים קודמים הצביעו על כך שהאכלת אנטיביוטיקה לא יכולה לחסל את חיידקי המעיים. לפיכך, דיאטות מלאכותיות ללא חיידקים משמשות בדרך כלל לשמירה על חרקים אקסניים, שהוא תהליך מייגע ועתיר עבודה שאינו יכול להידמות באופן מלא למרכיבים תזונתיים במזון טבעי. מתואר כאן פרוטוקול יעיל ופשוט להכנה ותחזוקה של זחלים אקסניים של חיפושית עלים (Plagiodera versicolora). באופן ספציפי, משטחים של ביצי החיפושית עוקרו, ולאחר מכן עלי צפצפה נטולי חיידקים שימשו לגידול זחלים אקסניים. מעמדם האקסני של החרקים אושש עוד יותר באמצעות מבחנים תלויי תרבות ובלתי תלויי תרבות. באופן קולקטיבי, על ידי שילוב של חיטוי ביצים וטיפוח ללא חיידקים, פותחה שיטה יעילה ונוחה להשגת P. versicolora אקסני, המספקת כלי הניתן להעברה בקלות לחרקים אוכלי עלים אחרים.

Introduction

בדומה ליונקים, מערכת העיכול של החרקים היא חלל לעיכול המזון ולספיגתו. רוב החרקים מכילים חיידקים קומנסליים מגוונים שמשגשגים במעיים שלהם וחיים על תזונה המסופקת על ידי פונדקאים1. לקהילת המעיים יש השפעה עמוקה על תהליכים פיזיולוגיים מרובים בחרקים, כולל עיכול מזון וניקוי רעלים 2,3,4, תזונה והתפתחות 5,6,7, הגנה מפני פתוגנים וטפילים 8,9,10,11, תקשורת כימית 12,13 והתנהגויות14 ,15. באופן מסקרן, מיקרוביוטה מסוימת של המעיים יכולה להיות פתוגנית מבחינה פקולטטיבית או להיות מתומרנת על ידי פלישה לפתוגנים כדי להחמיר את הזיהום, מה שמצביע על כך שחיידקי המעיים עלולים להזיק במקרים מסוימיםל-16,17,18. חיידקי המעיים יכולים גם לשמש משאב מיקרוביאלי ליישומים ביוטכניים ולהדברת מזיקים. לדוגמה, חיידקים מעכלי ליגנוצלולוז מחרקים פיטופגוסים וקסילופגוסים שימשו לעיכול תאים צמחיים לפיתוח דלקים ביולוגיים19. פיזורם של סימביונטים מהונדסים במעיים המבטאים מולקולות ביו-אקטיביות הוא טקטיקה חדשנית ומבטיחה לניהול מזיקים חקלאיים וייעוריים ויתושים המשדרים מחלות זיהומיות 19,20,21, שניתן להשתמש בהן גם כדי לשפר את כושרם של חרקים מועילים 22. המחשת האופן שבו חיידק מעיים מתנהג ב-in vivo נחשבת אפוא לעדיפות למנף את תפקודו באופן מלא ולנצל אותו עוד יותר ליישומים שונים.

בעלי חיים יכולים להכיל 1 עד >1000 מינים מיקרוביאליים סימביוטיים במעיים1. כתוצאה מכך, קשה לאמת במדויק כיצד טקסונים חיידקיים בודדים או הרכבתם מתפקדים בתוך בעל חיים, והאם הפונדקאי או שותפיו המיקרוביאליים מניעים פונקציה מסוימת. לכן, הכנת זחלים אקסניים להשגת חרקים גנוטוביוטים על ידי התיישבות חד-מינית או מרובת מינים נחוצה כדי לחקור את תפקוד החיידקים ואת האינטראקציה עם חרקים23. כיום, מתן קוקטיילים אנטיביוטיים ועיקור פני השטח של ביצי חרקים הן שיטות נפוצות להסרת חיידקי המעיים 14,24,25,26. עם זאת, דיאטות אנטיביוטיות אינן יכולות לחסל לחלוטין את חיידקי המעיים ולהשפיע לרעה על הפיזיולוגיה של החרקים המארחים27,28. כתוצאה מכך, השימוש בחרקים שטופלו באנטיביוטיקה עלול לטשטש את היכולות האמיתיות של חלק מחיידקי המעיים. למרבה המזל, עיקור פני השטח של ביצים יכול לשלול את הבעיה הזו23,29, שאין לה השפעות או זניחות על חרקים ניסיוניים. יתר על כן, תזונה מלאכותית אינה יכולה להידמות באופן מלא למזון חרקים טבעי, ופיתוח תזונה מלאכותית הוא תהליך יקר וצורך עבודה30,31.

חיפושית עלי הערבה, Plagiodera versicolora (Laicharting) (Coleoptera: Chrysomelidae), היא מזיקה אוכלת עלים נפוצה הניזונה בעיקר מעצים סלעיים, כגון ערבות (Salix) וצפצפה (Populus L.) 32,33. כאן, חיפושית עלי הערבה שימשה כחרק אוכל עלים מייצג כדי לפתח פרוטוקול להכנה וגידול של חרק ללא חיידקים. ניצלנו את תרבית הרקמה הצמחית כדי להשיג עלי צפצפה נטולי חיידקים כדי לגדל זחלים אקסניים מסוג P. versicolora מביצים מעוקרות. הסטטוס האקסני של זחלי P. versicolora אומת באמצעות מבחנים תלויי תרבות ובלתי תלויי תרבות. פרוטוקול זה יכול לשמור על חרקים אקסניים המחקים טוב יותר את המצב הפראי מאשר גידול חרקים עם תזונה מלאכותית. חשוב מכך, שיטה זו נוחה בעלות נמוכה מאוד, מה שמגדיל את ההיתכנות של השגת חרקים אקסניים למחקרי אינטראקציה עתידיים בין חרקים למעי מיקרוביוטה, במיוחד עבור חרקים שאינם מודלים ללא תזונה מלאכותית מפותחת היטב.

Protocol

1. גידול חרקים שמור על אוכלוסיית P. versicolora בתא גידול במצב של 27 ° C ו 70 ± 5% לחות יחסית עם photoperiod של 16 שעות בהיר / 8 שעות כהה. מניחים אותם בקופסאות פלסטיק מחוררות עם נייר סופג רטוב מרוצף אריחים ומזינים אותם בענפי צפצפה טריים. מרססים מים נקיים על נייר סופג כדי לשמור על הלחות ולהחלי…

Representative Results

שלבי החיים של P. versicolora מוצגים באיור 1. הזכר הבוגר קטן יותר מהנקבה הבוגרת (איור 1A). בשדה, החיפושית מקבצת את ביציה על עלה; כאן, ארבע ביצים נותקו מעלה (איור 1B). מקטעי גזע הצפצפה והשתילים המשמשים לגידול חרקים אקסניים מוצגים באיור 2</str…

Discussion

הכנת זחלים נטולי חיידקים והשגת זחלים גנוטוביוטים על ידי הכנסה מחדש של זני חיידקים ספציפיים הן שיטות רבות עוצמה להבהרת המנגנונים העומדים בבסיס האינטראקציות בין פונדקאי למיקרובים. זחלים שזה עתה בקעו משיגים מיקרוביוטה של המעיים בשתי דרכים עיקריות: העברה אנכית מהאם לצאצאים או רכישה אופקית ?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

עבודה זו מומנה על ידי הקרן הלאומית למדעי הטבע של סין (31971663) ותוכנית החסות למדעני עילית צעירים על ידי CAST (2020QNRC001).

Materials

0.22 µm syringe filters Millipore SLGP033RB
1 mg/mL NAA stock solution a. Prepare 0.1 M NaOH solution (dissolve 0.8 g NaOH in 200 mL of distilled water).
b. Add 0.2 g NAA in a 250 mL beaker, add little 0.1 M NaOH solution until NAA dissolved, and adjust the final volume to 200 mL with distilled water.
c. Filter the solution to remove bacteria with a 0.22 µm syringe filter and a 50 mL sterile syringe, subpackage the solution in 1.5 mL centrifuge tubes and restore at -20 °C.
1.5 mL microcentrifuge tubes Sangon Biotech F600620
10x PBS stock solution Biosharp Life Sciences BL302A
2 M KOH solution Dissolve 22.44 g KOH (molecular weight: 56.1) in 200 mL of distilled water and autoclave it for 20 min at 121 °C.
250 mL and 2,000 mL beakers Shubo sb16455
50 mL sterile syringes Jinta JT0125789
500 mL measuring cylinder Shubo sb1601
50x TAE stock solution a. Dissolve 242 g Tris and 18.612 g EDTA in 700 mL of distilled water.
b. Adjust pH to 7.8 with about 57.1 mL of acetic acid.
c. Adjust the final volume to 1,000 mL.
d. The stock solution was diluted to 1x TAE buffer when used.
75% ethanol Xingheda trade
α-naphthalene acetic acid (NAA) Solarbio Life Sciences 86-87-3
Absorbing paper 22.3 cm x 15.3 cm x 9 cm
Acetic acid Sinopharm Chemical Reagent Co. Ltd
Agar Coolaber 9002-18-0
Agarose Biowest 111860
Autoclave Panasonic MLS-3781L-PC
Bead-beating homogenizer Jing Xin XM-GTL64
DNA extraction kit MP Biomedicals 116560200
EDTA Saiguo Biotech 1340
Filter paper Jiaojie 70 mm diameter
Gel electrophoresis unit Bio-rad 164-5052
Gel Signal Green nucleic acid dye TsingKe TSJ003
Germ-free poplar seedlings Shan Xin poplar from Ludong University in Shandong Province
Golden Star Super PCR Master Mix (1.1×) TsingKe TSE101
Growth chamber Ruihua HP400GS-C
LB agar medium a. Dissolve 5 g tryptone, 5 g NaCl, 2.5 g yeast extract in 300 mL of distilled water.
b. Adjust the final volume to 500 mL, transfer the solution to a 1,000 mL conical flask, and add 7.5 g agar.
c. Autoclave the medium for 20 min at 121 °C.
Mini centrifuge DRAGONLAB D1008
MS basic medium Coolaber PM1121-50L M0245
MS solid medium for germ-free poplar seedling culture a. Dissolve 4.43 g MS basic medium powder and 30 g sucrose in 800 mL of distilled water.
b. Adjust the pH to about 5.8 with 2 M KOH by a pH meter.
c. Adjust the final volume to 1,000 mL, separate into two parts, transfer into two 1,000 mL conical flasks, and add 2.6 g agar per 500 mL.
d. Autoclave for 20 min at 121 °C.
NanoDrop 1000 spectrophotometer Thermo Fisher Scientific
Paintbrush 1 cm width, used to collect the eggs
Parafilm Bemis PM-996
PCR Thermal Cyclers Eppendorf 6331000076
Petri dishes Supin 90 mm diameter
pH meter METTLER TOLEDO FE20
Pipettes 0.2-2 µL Gilson ECS000699
Pipettes 100-1,000 µL Eppendorf 3120000267
Pipettes 20-200 µL Eppendorf 3120000259
Pipettes 2-20 µL Eppendorf 3120000232
Plant tissue culture container Chembase ZP21 240 mL
Plastic box 2.35 L
Potassium hydroxide (KOH) Sinopharm Chemical Reagent Co. Ltd
Primers for amplifying the bacterial 16S rRNA gene Sangon Biotech 27-F: 5’-ACGGATACCTTGTTACGAC-3’, 1492R: 5’-ACGGATACCTTGTTACGAC-3’
Sodium chloride (NaCl) Sinopharm Chemical Reagent Co. Ltd
Sodium hydroxide (NaOH) Sinopharm Chemical Reagent Co. Ltd
Steel balls 0.25 mm used to grind tissues
Stereomicroscope OLYMPUS SZ61
Sucrose Sinopharm Chemical Reagent Co. Ltd
Trans2K plus II DNA marker Transgene Biotech BM121-01
Tris base Biosharp Life Sciences 1115
Tryptone Thermo Fisher Scientific  LP0037
UV transilluminator Monad Biotech QuickGel 6100
Vortexer Scilogex MX-S
Willow branches Sha Lake Park, Wuhan, China
Willow leaf beetle Huazhong Agricultural University, Wuhan, China
Yeast extract Thermo Fisher Scientific LP0021

References

  1. Moran, N. A., Ochman, H., Hammer, T. J. Evolutionary and ecological consequences of gut microbial communities. Annual Review of Ecology, Evolution, and Systematics. 50 (1), 451-475 (2019).
  2. Warnecke, F., et al. Metagenomic and functional analysis of hindgut microbiota of a wood-feeding higher termite. Nature. 450 (7169), 560-565 (2007).
  3. Tokuda, G., et al. Fiber-associated spirochetes are major agents of hemicellulose degradation in the hindgut of wood-feeding higher termites. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (51), 11996-12004 (2018).
  4. Wang, G. H., et al. Changes in microbiome confer multigenerational host resistance after sub-toxic pesticide exposure. Cell Host & Microbe. 27 (2), 213-224 (2020).
  5. Shin, S. C., et al. Drosophila microbiome modulates host developmental and metabolic homeostasis via insulin signaling. Science. 334 (6056), 670-674 (2011).
  6. Storelli, G., et al. Lactobacillus plantarum promotes Drosophila systemic growth by modulating hormonal signals through TOR-dependent nutrient sensing. Cell Metabolism. 14 (3), 403-414 (2011).
  7. Salem, H., et al. Vitamin supplementation by gut symbionts ensures metabolic homeostasis in an insect host. Proceedings. Biological Sciences. 281 (1796), 20141838 (2014).
  8. Koch, H., Schmid-Hempel, P. Socially transmitted gut microbiota protect bumble bees against an intestinal parasite. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (48), 19288-19292 (2011).
  9. Cirimotich, C. M., et al. Natural microbe-mediated refractoriness to Plasmodium infection in Anopheles gambiae. Science. 332 (6031), 855-858 (2011).
  10. Kaltenpoth, M., Gottler, W., Herzner, G., Strohm, E. Symbiotic bacteria protect wasp larvae from fungal infestation. Current Biology. 15 (5), 475-479 (2005).
  11. Yuan, C., Xing, L., Wang, M., Hu, Z., Zou, Z. Microbiota modulates gut immunity and promotes baculovirus infection in Helicoverpa armigera. Insect Science. , (2021).
  12. Dillon, R. J., Vennard, C. T., Charnley, A. K. Pheromones – Exploitation of gut bacteria in the locust. Nature. 403 (6772), 851 (2000).
  13. Xu, L. T., Lou, Q. Z., Cheng, C. H., Lu, M., Sun, J. H. Gut-associated bacteria of Dendroctonus valens and their involvement in verbenone production. Microbial Ecology. 70 (4), 1012-1023 (2015).
  14. Schretter, C. E., et al. A gut microbial factor modulates locomotor behaviour in Drosophila. Nature. 563 (7731), 402-406 (2018).
  15. Jia, Y., et al. Gut microbiome modulates Drosophila aggression through octopamine signaling. Nature Communications. 12 (1), 2698 (2021).
  16. Ma, M., et al. Metabolic and immunological effects of gut microbiota in leaf beetles at the local and systemic levels. Integrative Zoology. 16 (3), 313-323 (2021).
  17. Xu, L., et al. Synergistic action of the gut microbiota in environmental RNA interference in a leaf beetle. Microbiome. 9 (1), 98 (2021).
  18. Xu, L., et al. Gut microbiota in an invasive bark beetle infected by a pathogenic fungus accelerates beetle mortality. Journal of Pest Science. 92, 343-351 (2019).
  19. Berasategui, A., Shukla, S., Salem, H., Kaltenpoth, M. Potential applications of insect symbionts in biotechnology. Applied Microbiology and Biotechnology. 100 (4), 1567-1577 (2016).
  20. Tikhe, C. V., Martin, T. M., Howells, A., Delatte, J., Husseneder, C. Assessment of genetically engineered Trabulsiella odontotermitis as a ‘Trojan Horse’ for paratransgenesis in termites. BMC Microbiology. 16 (1), 202 (2016).
  21. Wang, S., et al. Fighting malaria with engineered symbiotic bacteria from vector mosquitoes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (31), 12734-12739 (2012).
  22. Leonard, S. P., et al. Engineered symbionts activate honey bee immunity and limit pathogens. Science. 367 (6477), 573-576 (2020).
  23. Kietz, C., Pollari, V., Meinander, A. Generating germ-free Drosophila to study gut-microbe interactions: protocol to rear Drosophila under axenic conditions. Current Protocols in Toxicology. 77 (1), 52 (2018).
  24. Brummel, T., Ching, A., Seroude, L., Simon, A. F., Benzer, S. Drosophila lifespan enhancement by exogenous bacteria. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (35), 12974-12979 (2004).
  25. Correa, M. A., Matusovsky, B., Brackney, D. E., Steven, B. Generation of axenic Aedes aegypti demonstrate live bacteria are not required for mosquito development. Nature Communications. 9 (1), 4464 (2018).
  26. Romoli, O., Schonbeck, J. C., Hapfelmeier, S., Gendrin, M. Production of germ-free mosquitoes via transient colonisation allows stage-specific investigation of host-microbiota interactions. Nature Communications. 12 (1), 942 (2021).
  27. Berasategui, A., et al. Gut microbiota of the pine weevil degrades conifer diterpenes and increases insect fitness. Molecular Ecology. 26 (15), 4099-4110 (2017).
  28. Lin, X. L., Kang, Z. W., Pan, Q. J., Liu, T. X. Evaluation of five antibiotics on larval gut bacterial diversity of Plutella xylostella (Lepidoptera: Plutellidae). Insect Science. 22 (5), 619-628 (2015).
  29. Muhammad, A., Habineza, P., Hou, Y., Shi, Z. Preparation of red palm weevil Rhynchophorus Ferrugineus (Olivier) (Coleoptera: Dryophthoridae) germ-free larvae for host-gut microbes interaction studies. Bio-protocol. 9 (24), 3456 (2019).
  30. Gelman, D. B., Bell, R. A., Liska, L. J., Hu, J. S. Artificial diets for rearing the Colorado potato beetle, Leptinotarsa decemlineata. Journal of Insect Science. 1, 7 (2001).
  31. Bengtson, D. A. A comprehensive program for the evaluation of artificial diets. Journal of the World Aquaculture Society. 24 (2), 285-293 (2007).
  32. Utsumi, S., Ando, Y., Ohgushi, T. Evolution of feeding preference in a leaf beetle: the importance of phenotypic plasticity of a host plant. Ecology Letters. 12 (9), 920-929 (2009).
  33. Ishihara, M., Ohgushi, T. Reproductive inactivity and prolonged developmental time induced by seasonal decline in host plant quality in the willow leaf beetle Plagiodera versicolora (Coleoptera: Chrysomelidae). Environmental Entomology. 35 (2), 524-530 (2006).
  34. Bright, M., Bulgheresi, S. A complex journey: transmission of microbial symbionts. Nature Reviews: Microbiology. 8 (3), 218-230 (2010).
  35. Hassan, B., Siddiqui, J. A., Xu, Y. Vertically transmitted gut bacteria and nutrition influence the immunity and fitness of Bactrocera dorsalis larvae. Frontiers in Microbiology. 11, 596352 (2020).
  36. Hosokawa, T., et al. Obligate bacterial mutualists evolving from environmental bacteria in natural insect populations. Nature Microbiology. 1, 15011 (2016).
  37. Habineza, P., et al. The promoting effect of gut microbiota on growth and development of red palm weevil, Rhynchophorus ferrugineus (Olivier) (Coleoptera: Dryophthoridae) by modulating its nutritional metabolism. Frontiers in Microbiology. 10, 1212 (2019).
  38. Meilan, R., Ma, C. Poplar (Populus spp.). Methods in Molecular Biology. 344, 143-151 (2006).
  39. Wani, Z. A., Ashraf, N., Mohiuddin, T., Riyaz-Ul-Hassan, S. Plant-endophyte symbiosis, an ecological perspective. Applied Microbiology and Biotechnology. 99 (7), 2955-2965 (2015).
  40. Grout, B. W. Meristem-tip culture. Methods in Molecular Biology. 6, 81-91 (1990).
check_url/63195?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Ma, M., Liu, P., Yu, J., Han, R., Xu, L. Preparing and Rearing Axenic Insects with Tissue Cultured Seedlings for Host-Gut Microbiota Interaction Studies of the Leaf Beetle. J. Vis. Exp. (176), e63195, doi:10.3791/63195 (2021).

View Video