Summary

Kwantitatieve bepaling van de novo vetzuursynthese in bruin vetweefsel met behulp van deuteriumoxide

Published: May 12, 2023
doi:

Summary

Hier presenteren we een goedkope kwantitatieve methode die gebruik maakt van deuteriumoxide en gaschromatografie massaspectrometrie (GCMS) voor de analyse van totaal vetzuur de novo lipogenese in bruin vetweefsel in vivo.

Abstract

Vetzuursynthese is een complexe en zeer energieverslindende metabole route met een belangrijke functionele rol bij de controle van de metabole homeostase van het hele lichaam en andere fysiologische en pathologische processen. In tegenstelling tot andere belangrijke metabole routes, zoals glucoseverwijdering, wordt de vetzuursynthese niet routinematig functioneel beoordeeld, wat leidt tot onvolledige interpretaties van de metabole status. Bovendien is er een gebrek aan openbaar beschikbare gedetailleerde protocollen die geschikt zijn voor nieuwkomers in het veld. Hier beschrijven we een goedkope kwantitatieve methode die gebruik maakt van deuteriumoxide en gaschromatografie massaspectrometrie (GCMS) voor de analyse van de novo synthese van totale vetzuren in bruin vetweefsel in vivo. Deze methode meet de synthese van de producten van vetzuursynthase onafhankelijk van een koolstofbron, en is potentieel nuttig voor vrijwel elk weefsel, in elk muismodel en onder elke externe verstoring. Details over de monstervoorbereiding voor GCMS en stroomafwaartse berekeningen worden verstrekt. We richten ons op de analyse van bruin vet vanwege de hoge niveaus van de novo vetzuursynthese en de cruciale rol bij het handhaven van metabole homeostase.

Introduction

Obesitas en bijbehorende stofwisselingsziekten zijn een pandemie die huidige en toekomstige generaties in gevaar brengt 1,2. Algemeen vereenvoudigd als gevolg van de onbalans tussen energie-inname en -verbruik, beïnvloedt de metabole ontregeling die gepaard gaat met obesitas een groot aantal metabole routes die worden gecontroleerd door omgevings- en endogenefactoren3. Er zijn echter maar een paar routes die routinematig worden getest in diermodellen van metabole ontregeling.

De verwijdering van glucose wordt bijvoorbeeld routinematig gemeten door middel van glucose- en insulinetolerantietests, waarschijnlijk vanwege de eenvoud van het gebruik van draagbare glucosemeters4. De relatieve snelheid van glucose en lipide-oxidatie in het hele lichaam wordt ook routinematig geschat op basis van de respiratoire uitwisselingsratio van indirecte calorimetrietests 5,6. De meeste andere aspecten van het metabolisme worden echter niet routinematig functioneel beoordeeld. Dit leidt tot onvolledige interpretaties van de metabole status en gemiste therapeutische opties. Een van de belangrijkste dergelijke routes is de novo lipogenese.

De novo lipogenese (DNL) is het proces waarbij nieuwe vetzuren worden gegenereerd uit voorlopers. Glucose wordt beschouwd als de belangrijkste precursor die bijdraagt aan DNL7 voor het hele lichaam, maar van andere precursoren, zoals acetaat, fructose, lactaat en aminozuren met vertakte ketens, is aangetoond dat ze relevante koolstofbronnen zijn op een ruimtelijke en conditieafhankelijke manier 8,9,10,11,12. DNL levert een belangrijke bijdrage aan de metabole homeostase en is essentieel voor een normale ontwikkeling13. Bovendien zijn veranderingen in DNL in verband gebracht met kanker 14,15 en metabole 16,17,18 en hart- en vaatziekten 19,20.

De DNL-route bestaat uit de belangrijkste enzymatische componenten ATP-citraatlyase (ACLY), acetyl-CoA-carboxylase (ACC1/2) en vetzuursynthase (FAS) die voornamelijk palmitaat produceren, een verzadigd vetzuur met 16 koolstofatomen. Oneven ketens en vetzuren met vertakte ketens kunnen echter ook met lagere snelheden wordengeproduceerd9. Elongases en desaturasen modificeren deze vetzuren verder, waardoor een breed scala aan vetzuren ontstaat die nuttig zijn voor een verscheidenheid aan functies (bijv. energieopslag op lange termijn en manipulatie van de membraanvloeibaarheid).

De expressie van de DNL-enzymatische machinerie wordt gecontroleerd door een klein aantal transcriptiefactoren. De meest beschreven tot nu toe zijn de familie van sterolregulerende elementbindende eiwitten (SREBP), koolhydraatresponselementbindende eiwitten (ChREBP) en lever-X-receptoren (LXR)21,22,23,24,25,26. Ondanks een schijnbare overlapping in hun functies, zijn individuele regulaties op basis van celtypedominantie en fysiologische of pathologische aandoeningen gerapporteerd21,22,27,28.

Opmerkelijk is dat een aantal remmers voor geselecteerde stappen van de DNL-route zijn goedgekeurd voor klinisch gebruik of zich in de preklinische of klinische ontwikkelingsstadia bevinden voor een aantal ziekten, waaronder obesitas, niet-alcoholische leververvetting/niet-alcoholische steatohepatitis (NAFLD/NASH) en hart- envaatziekten. Deze inspanningen onderstrepen de relevantie van DNL voor gezondheid en ziekte.

In de afgelopen jaren is het gebruik van methoden om de novo vetzuursynthese kwantitatief te beoordelen toegenomen30. De meest gebruikelijke methode om dit te beoordelen is het gebruik van zwaar gelabeld water (D2O), waarbij de zwaar gelabelde waterstof tijdens de synthese zowel direct als indirect wordt opgenomen in acylketens, via deuteriumuitwisseling met de waterstofatomen van de DNL-substraten NAPDH, acetyl-CoA en malonyl-CoA. Hoewel deze aanpak aan populariteit wint, is er een gebrek aan openbaar beschikbare gedetailleerde protocollen die geschikt zijn voor nieuwkomers in het veld. Hier schetsen we een methode voor het kwantitatief beoordelen van de de novo synthese van FAS-producten met behulp van D2O en gaschromatografie massaspectrometrie (GCMS), met berekeningen die eerder zijn ontwikkeld door Lee et al.31. Deze methode meet de novo vetzuursynthese onafhankelijk van een koolstofbron, en is potentieel bruikbaar voor vrijwel elk weefsel, in elk muismodel en onder elke externe verstoring. Hier richten we ons op de analyse van bruin vetweefsel (BAT) vanwege de hoge niveaus van DNL en de cruciale rol bij het handhaven van metabole homeostase.

Protocol

Alle experimenten werden goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee van het Cincinnati Children’s Hospital Medical Center. 1. Bereiding van D2O OPMERKING: Om experimentele variatie te voorkomen, moet u voldoende oplossing/drinkwater bereiden voor alle muizen voor de duur van het experiment. Voor intraperitoneale injectie: genereer 0,9% w/v zoutoplossing D 2 O door 9 g NaCl op te lossen per liter D 2 O. Filtr…

Representative Results

Op basis van de D 2 O-dosering beschreven in stap 1, vinden we doorgaans dat lichaamswater wordt verrijkt in het bereik van2,5% tot 6%, en dat een basisniveau van deuteriumverrijking in lichaamswater snel wordt bereikt in 1 uur en gedurende de duur van het onderzoek wordt gehandhaafd via 8% verrijkt drinkwater (Figuur 1). Continue steady-state lichaamswaterverrijking is een aanname van de berekeningen die in stap 6 zijn gebruikt, en daarom raden we aan om de kinetiek van …

Discussion

Het begrijpen van de balans en interactie tussen complexe metabole routes is een onmisbare stap in de richting van het begrijpen van de biologische basis van metabole gerelateerde ziekten. Hier tonen we een niet-invasieve en goedkope methodologie om veranderingen in de novo vetzuursynthese te bepalen. Deze methode is gebaseerd op eerder gepubliceerde methoden die berekeningen ontwikkelden voor het schatten van de novo syntheseflux uit vetzuurdeuteriumverrijking31 en voor het gebr…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We danken de lableden van Sanchez-Gurmaches en Wallace voor waardevolle discussies. Dit werk werd ondersteund door subsidies van de American Heart Association (18CDA34080527 aan JSG en 19POST34380545 aan RM), de NIH (R21OD031907 aan JSG), een CCHMC Trustee Award, een CCHMC Center for Pediatric Genomics Award en een CCHMC Center for Mendelian Genomics & Therapeutics Award. Dit werk werd gedeeltelijk ondersteund door NIH P30 DK078392 van het Digestive Diseases Research Core Center in Cincinnati. De inhoud valt uitsluitend onder de verantwoordelijkheid van de auteurs en vertegenwoordigt niet noodzakelijkerwijs de officiële standpunten van de National Institutes of Health. RT en MW werden ondersteund door een UCD Ad Astra Fellowship.

Materials

4 mL Glass Vials Fisher Scientific 14-955-334
0.2 µm filter Olympus Plastic 25-244
26G needeled syringes BD 309597
Acetone Merck 34850
Acetonitrile Merck 900667
Blue GC screw cap with septa Agilent 5190-1599
Centrifuge Eppendorf 5424R
Chloroform Sigma 366927
Deuterium oxide Sigma 151882
Di-tert-butyl-4-methylphenol (BHT)
Select FAME Column
Merck B1378
Di-tert-butyl-4-methylphenol (BHT)
Select FAME Column
Agilent CP7419
EDTA tube Sarstedt 411395105
Ethanol Merck 51976
Hexadecenoic-d31 Acid Larodan 71-1631
Hexane Merck 34859
Methanol Merck 34860
Microcentrifuge tube Olympus Plastic 24-282
Mouse environmental chamber Caron Caron 7001-33
Potasium Chloride Fisher Bioreagents BP366-500
Potasium Phosphate MP Biomedicals 194727
SafeLock microcentrifuge tubes Eppendorf 30120086
Screw top amber GC vial Agilent 5182-0716
Sodium Chloride Fisher Bioreagents BP358-212
Sodium Hydroxide Merck S5881
Sodium Phosphate, dibasic Fisher Bioreagents BP332-500
Sodium Sulfate Merck 239313
Sulfuric Acid Merck 258105
Vial insert Agilent 5183-2088

References

  1. . The Lancet, Diabetes Endocrinology. Childhood obesity: a growing pandemic. The Lancet. Diabetes & Endocrinology. 10 (1), 1 (2022).
  2. Gonzalez-Muniesa, P., et al. Obesity. Nature Reviews Disease Primers. 3, 17034 (2017).
  3. Müller, T. D., Blüher, M., Tschöp, M. H., DiMarchi, R. D. Anti-obesity drug discovery: advances and challenges. Nature Reviews Drug Discovery. 21 (3), 201-223 (2021).
  4. Virtue, S., Vidal-Puig, A. GTTs and ITTs in mice: simple tests, complex answers. Nature Metabolism. 3 (7), 883-886 (2021).
  5. Müller, T. D., Klingenspor, M., Tschöp, M. H. Revisiting energy expenditure: how to correct mouse metabolic rate for body mass. Nature Metabolism. 3 (9), 1134-1136 (2021).
  6. Virtue, S., Lelliott, C. J., Vidal-Puig, A. What is the most appropriate covariate in ANCOVA when analysing metabolic rate. Nature Metabolism. 3 (12), 1585 (2021).
  7. Hellerstein, M. K. De novo lipogenesis in humans: metabolic and regulatory aspects. European Journal of Clinical Nutrition. 53 Suppl 1, S53-S65 (1999).
  8. Zhao, S., et al. Dietary fructose feeds hepatic lipogenesis via microbiota-derived acetate. Nature. 579 (7800), 586-591 (2020).
  9. Wallace, M., et al. Enzyme promiscuity drives branched-chain fatty acid synthesis in adipose tissues. Nature Chemical Biology. 14 (11), 1021-1031 (2018).
  10. Zhao, S., et al. ATP-citrate lyase controls a glucose-to-acetate metabolic switch. Cell Reports. 17 (4), 1037-1052 (2016).
  11. Green, C. R., et al. Branched-chain amino acid catabolism fuels adipocyte differentiation and lipogenesis. Nature Chemical Biology. 12 (1), 15-21 (2016).
  12. Zhang, Z., et al. Serine catabolism generates liver NADPH and supports hepatic lipogenesis. Nature Metabolism. 3 (12), 1608-1620 (2021).
  13. Chirala, S. S., et al. Fatty acid synthesis is essential in embryonic development: fatty acid synthase null mutants and most of the heterozygotes die in utero. Proceedings of the National Academy of Sciences. 100 (11), 6358-6363 (2003).
  14. Icard, P., et al. ATP citrate lyase: A central metabolic enzyme in cancer. Cancer Letters. 471, 125-134 (2020).
  15. Fhu, C. W., Ali, A. Fatty acid synthase: an emerging target in cancer. Molecules. 25 (17), 3935 (2020).
  16. Lawitz, E. J., et al. Acetyl-CoA carboxylase inhibitor GS-0976 for 12 weeks reduces hepatic de novo lipogenesis and steatosis in patients with nonalcoholic steatohepatitis. Clinical Gastroenterology and Hepatology. 16 (12), 1983e3-1991e3 (2018).
  17. Smith, G. I., et al. Insulin resistance drives hepatic de novo lipogenesis in nonalcoholic fatty liver disease. The Journal of Clinical Investigation. 130 (3), 1453-1460 (2020).
  18. Imamura, F., et al. Fatty acids in the de novo lipogenesis pathway and incidence of type 2 diabetes: A pooled analysis of prospective cohort studies. PLoS Medicine. 17 (6), e1003102 (2020).
  19. Lai, H. T. M., et al. Serial plasma phospholipid fatty acids in the de novo lipogenesis pathway and total mortality, cause-specific mortality, and cardiovascular diseases in the cardiovascular health study. Journal of the American Heart Association. 8 (22), e012881 (2019).
  20. Ference, B. A., et al. Mendelian randomization study of ACLY and cardiovascular disease. The New England Journal of Medicine. 380 (11), 1033-1042 (2019).
  21. Herman, M. A., et al. A novel ChREBP isoform in adipose tissue regulates systemic glucose metabolism. Nature. 484 (7394), 333-338 (2012).
  22. Sanchez-Gurmaches, J., et al. Brown fat AKT2 Is a cold-induced kinase that stimulates ChREBP-mediated de novo lipogenesis to optimize fuel storage and thermogenesis. Cell Metabolism. 27 (1), 195e6-209e6 (2018).
  23. Wang, X., et al. Nuclear protein that binds sterol regulatory element of low density lipoprotein receptor promoter. II. Purification and characterization. The Journal of Biological Chemistry. 268 (19), 14497-14504 (1993).
  24. Briggs, M. R., Yokoyama, C., Wang, X., Brown, M. S., Goldstein, J. L. Nuclear protein that binds sterol regulatory element of low density lipoprotein receptor promoter. I. Identification of the protein and delineation of its target nucleotide sequence. The Journal of Biological Chemistry. 268 (19), 14490-14496 (1993).
  25. Yokoyama, C., et al. SREBP-1, a basic-helix-loop-helix-leucine zipper protein that controls transcription of the low density lipoprotein receptor gene. Cell. 75 (1), 187-197 (1993).
  26. Chen, G., Liang, G., Ou, J., Goldstein, J. L., Brown, M. S. Central role for liver X receptor in insulin-mediated activation of Srebp-1c transcription and stimulation of fatty acid synthesis in liver. Proceedings of the National Academy of Sciences. 101 (31), 11245-11250 (2004).
  27. Denechaud, P. D., et al. ChREBP, but not LXRs, is required for the induction of glucose-regulated genes in mouse liver. The Journal of Clinical Investigation. 118 (3), 956-964 (2008).
  28. Crewe, C., et al. SREBP-regulated adipocyte lipogenesis is dependent on substrate availability and redox modulation of mTORC1. JCI Insight. 5 (15), e129397 (2019).
  29. Batchuluun, B., Pinkosky, S. L., Steinberg, G. R. Lipogenesis inhibitors: therapeutic opportunities and challenges. Nature Reviews Drug Discovery. 21 (4), 283-305 (2022).
  30. Wallace, M., Metallo, C. M. Tracing insights into de novo lipogenesis in liver and adipose tissues. Seminars in Cell & Developmental Biology. 108, 65-71 (2020).
  31. Lee, W. N., et al. In vivo measurement of fatty acids and cholesterol synthesis using D2O and mass isotopomer analysis. The American Journal of Physiology. 266 (5 Pt 1), E699-E708 (1994).
  32. Yao, C. H., Liu, G. Y., Yang, K., Gross, R. W., Patti, G. J. Inaccurate quantitation of palmitate in metabolomics and isotope tracer studies due to plastics. Metabolomics. 12, 143 (2016).
  33. Hiller, K., et al. MetaboliteDetector: comprehensive analysis tool for targeted and nontargeted GC/MS based metabolome analysis. Analytical Chemistry. 81 (9), 3429-3439 (2009).
  34. Fernandez, C. A., Des Rosiers, C., Previs, S. F., David, F., Brunengraber, H. Correction of 13C mass isotopomer distributions for natural stable isotope abundance. Journal of Mass Spectrometry. 31 (3), 255-262 (1996).
  35. Midani, F. S., Wynn, M. L., Schnell, S. The importance of accurately correcting for the natural abundance of stable isotopes. Analytical Biochemistry. 520, 27-43 (2017).
  36. Trefely, S., Ashwell, P., Snyder, N. W. FluxFix: automatic isotopologue normalization for metabolic tracer analysis. BMC Bioinformatics. 17 (1), 485 (2016).
  37. Jeong, H., et al. Correcting for naturally occurring mass isotopologue abundances in stable-isotope tracing experiments with PolyMID. Metabolites. 11 (5), 310 (2021).
  38. Millard, P., et al. IsoCor: isotope correction for high-resolution MS labeling experiments. Bioinformatics. 35 (21), 4484-4487 (2019).
  39. Brunengraber, D. Z., et al. Influence of diet on the modeling of adipose tissue triglycerides during growth. American Journal of Physiology. Endocrinology and Metabolsim. 285 (4), E917-E925 (2003).
  40. Svensson, R. U., et al. Inhibition of acetyl-CoA carboxylase suppresses fatty acid synthesis and tumor growth of non-small-cell lung cancer in preclinical models. Nature Medicine. 22 (10), 1108-1119 (2016).
  41. Hellerstein, M. K., Neese, R. A. Mass isotopomer distribution analysis: a technique for measuring biosynthesis and turnover of polymers. The American Journal of Physiology. 263 (5 Pt 1), E988-E1001 (1992).
  42. Hellerstein, M. K., Neese, R. A. Mass isotopomer distribution analysis at eight years: theoretical, analytic, and experimental considerations. The American Journal of Physiology. 276 (6), E1146-E1170 (1999).
  43. Kelleher, J. K., Masterson, T. M. Model equations for condensation biosynthesis using stable isotopes and radioisotopes. The American Journal of Physiology. 262 (1 Pt 1), E118-E125 (1992).
  44. Kelleher, J. K., Nickol, G. B. Isotopomer spectral analysis: utilizing nonlinear models in isotopic flux studies. Methods in Enzymology. 561, 303-330 (2015).
  45. Argus, J. P., et al. Development and application of FASA, a model for quantifying fatty acid metabolism using stable isotope labeling. Cell Reports. 25 (10), 2919.e8-2934.e8 (2018).
  46. Guilherme, A., et al. Control of adipocyte thermogenesis and lipogenesis through β3-adrenergic and thyroid hormone signal integration. Cell Reports. 31 (5), 107598 (2020).
  47. Guilherme, A., et al. Neuronal modulation of brown adipose activity through perturbation of white adipocyte lipogenesis. Molecular Metabolism. 16, 116-125 (2018).
  48. Guilherme, A., et al. Adipocyte lipid synthesis coupled to neuronal control of thermogenic programming. Molecular Metabolism. 6 (8), 781-796 (2017).
  49. Lodhi, I. J., et al. Inhibiting adipose tissue lipogenesis reprograms thermogenesis and PPARgamma activation to decrease diet-induced obesity. Cell Metabolism. 16 (2), 189-201 (2012).
  50. McCormack, J. G., Denton, R. M. Evidence that fatty acid synthesis in the interscapular brown adipose tissue of cold-adapted rats is increased in vivo by insulin by mechanisms involving parallel activation of pyruvate dehydrogenase and acetyl-coenzyme A carboxylase. The Biochemistry Journal. 166 (3), 627-630 (1977).
  51. Trayhurn, P. Fatty acid synthesis in vivo in brown adipose tissue, liver and white adipose tissue of the cold-acclimated rat. FEBS Letters. 104 (1), 13-16 (1979).
  52. Negron, S. G., Ercan-Sencicek, A. G., Freed, J., Walters, M., Lin, Z. Both proliferation and lipogenesis of brown adipocytes contribute to postnatal brown adipose tissue growth in mice. Science Reports. 10 (1), 20335 (2020).
  53. Schlein, C., et al. Endogenous fatty acid synthesis drives brown adipose tissue involution. Cell Reports. 34 (2), 108624 (2021).
  54. Mottillo, E. P., et al. Coupling of lipolysis and de novo lipogenesis in brown, beige, and white adipose tissues during chronic beta3-adrenergic receptor activation. Journal of Lipid Research. 55 (11), 2276-2286 (2014).
  55. Adlanmerini, M., et al. Circadian lipid synthesis in brown fat maintains murine body temperature during chronic cold. Proceedings of the National Academy of Sciences. 116 (37), 18691-18699 (2019).
  56. Yu, X. X., Lewin, D. A., Forrest, W., Adams, S. H. Cold elicits the simultaneous induction of fatty acid synthesis and beta-oxidation in murine brown adipose tissue: prediction from differential gene expression and confirmation in vivo. FASEB Journal. 16 (2), 155-168 (2002).
  57. Kushner, D. J., Baker, A., Dunstall, T. G. Pharmacological uses and perspectives of heavy water and deuterated compounds. Canadian Journal of Physiology and Pharmacology. 77 (2), 79-88 (1999).
  58. Diraison, F., Pachiaudi, C., Beylot, M. Measuring lipogenesis and cholesterol synthesis in humans with deuterated water: use of simple gas chromatographic/mass spectrometric techniques. Journal of Mass Spectrometry. 32 (1), 81-86 (1997).
  59. Yang, D., et al. Assay of low deuterium enrichment of water by isotopic exchange with [U-13C3]acetone and gas chromatography-mass spectrometry. Analytical Biochemistry. 258 (2), 315-321 (1998).
  60. Fu, X., et al. Measurement of lipogenic flux by deuterium resolved mass spectrometry. Nature Communications. 12 (1), 3756 (2021).
  61. Shah, V., Herath, K., Previs, S. F., Hubbard, B. K., Roddy, T. P. Headspace analyses of acetone: a rapid method for measuring the 2H-labeling of water. Analytical Biochemistry. 404 (2), 235-237 (2010).
  62. Argus, J. P., Yu, A. K., Wang, E. S., Williams, K. J., Bensinger, S. J. An optimized method for measuring fatty acids and cholesterol in stable isotope-labeled cells. Journal of Lipid Research. 58 (2), 460-468 (2017).
  63. Belew, G. D., Jones, J. G. De novo lipogenesis in non-alcoholic fatty liver disease: Quantification with stable isotope tracers. European Journal of Clinical Investigation. 52 (3), e13733 (2022).
  64. Zhang, Z., Chen, L., Liu, L., Su, X., Rabinowitz, J. D. Chemical basis for deuterium labeling of fat and NADPH. Journal of the American Chemical Society. 139 (41), 14368-14371 (2017).
  65. Belew, G. D., et al. Transfer of glucose hydrogens via acetyl-CoA, malonyl-CoA, and NADPH to fatty acids during de novo lipogenesis. Journal of Lipid Research. 60 (12), 2050-2056 (2019).
  66. Diraison, F., Pachiaudi, C., Beylot, M. In vivo measurement of plasma cholesterol and fatty acid synthesis with deuterated water: determination of the average number of deuterium atoms incorporated. Metabolism. 45 (7), 817-821 (1996).
  67. Ajie, H. O., et al. In vivo study of the biosynthesis of long-chain fatty acids using deuterated water. The American Journal of Physiology. 269 (2 Pt 1), E247-E252 (1995).
  68. Schloerb, P. R., Friis-Hansen, B. J., Edelman, I. S., Solomon, A. K., Moore, F. D. The measurement of total body water in the human subject by deuterium oxide dilution; with a consideration of the dynamics of deuterium distribution. The Journal of Clinical Investigation. 29 (10), 1296-1310 (1950).
check_url/64219?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Turner, R., Mukherjee, R., Wallace, M., Sanchez-Gurmaches, J. Quantitative Determination of De Novo Fatty Acid Synthesis in Brown Adipose Tissue Using Deuterium Oxide. J. Vis. Exp. (195), e64219, doi:10.3791/64219 (2023).

View Video