JoVE Journal > Biology
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Biology

Kahverengi Yağ Dokusunda De Novo Yağ Asidi Sentezinin Döteryum Oksit Kullanılarak Kantitatif Tayini

Published: May 12, 2023
doi:
10.3791/64219
, , ,
1UCD Conway Institute and UCD Institute of Food and Health, School of Agriculture and Food Science,University College Dublin, 2Division of Endocrinology,Cincinnati Children’s Hospital Medical Center, Cincinnati, 3Division of Developmental Biology,Cincinnati Children’s Hospital Medical Center, Cincinnati, 4Department of Pediatrics,University of Cincinnati College of Medicine

Summary

Burada, in vivo kahverengi yağ dokusunda toplam yağ asidi de novo lipogenezinin analizi için döteryum oksit ve gaz kromatografisi kütle spektrometrisi (GCMS) kullanan ucuz bir kantitatif yöntem sunuyoruz.

Abstract

Yağ asidi sentezi, tüm vücut metabolik homeostazının ve diğer fizyolojik ve patolojik süreçlerin kontrolünde önemli fonksiyonel rollere sahip karmaşık ve yüksek enerji gerektiren bir metabolik yoldur. Glikoz imhası gibi diğer önemli metabolik yolların aksine, yağ asidi sentezi rutin olarak işlevsel olarak değerlendirilmez ve bu da metabolik durumun eksik yorumlanmasına yol açar. Buna ek olarak, bu alanda yeni gelenler için uygun, kamuya açık ayrıntılı protokollerin eksikliği vardır. Burada, in vivo kahverengi yağ dokusunda toplam yağ asidi de novo sentezinin analizi için döteryum oksit ve gaz kromatografisi kütle spektrometrisi (GCMS) kullanan ucuz bir kantitatif yöntemi açıklıyoruz. Bu yöntem, bir karbon kaynağından bağımsız olarak yağ asidi sentaz ürünlerinin sentezini ölçer ve herhangi bir fare modelinde ve herhangi bir dış bozulma altında hemen hemen her doku için potansiyel olarak yararlıdır. GCMS için numune hazırlama ve sonraki hesaplamalar ile ilgili ayrıntılar verilmiştir. Yüksek seviyelerde de novo yağ asidi sentezi ve metabolik homeostazın korunmasındaki kritik rolleri nedeniyle kahverengi yağın analizine odaklanıyoruz.

Introduction

Obezite ve buna bağlı metabolik hastalıklar, şimdiki ve gelecek nesilleri tehlikeye atan bir salgındır 1,2. Enerji alımı ve harcaması arasındaki dengesizliğin bir sonucu olarak yaygın olarak basitleştirilen obezite ile ilişkili metabolik düzensizlik, çevresel ve endojen faktörler tarafından kontrol edilen çok sayıda metabolik yolu etkiler3. Bununla birlikte, metabolik düzensizliğin hayvan modellerinde sadece birkaç yol rutin olarak test edilir.

Örnek olarak, glikoz imhası, muhtemelen taşınabilir glikoz monitörlerinin kullanımının basitliği nedeniyle, rutin olarak glikoz ve insülin tolerans testleri ile ölçülür4. Tüm vücut glukoz ve lipid oksidasyon nispi oranları da dolaylı kalorimetri testlerinden 5,6 elde edilen solunum değişim oranına dayalı olarak rutin olarak tahmin edilmektedir. Bununla birlikte, metabolizmanın diğer tüm yönlerinin çoğunluğu rutin olarak işlevsel olarak değerlendirilmez. Bu, metabolik durumun eksik yorumlanmasına ve terapötik seçeneklerin kaçırılmasına yol açar. Bu tür ana yollardan biri de novo lipogenezdir.

De novo lipogenez (DNL), öncüllerden yeni yağ asitlerinin üretildiği süreçtir. Glikoz, tüm vücut DNL7’ye katkıda bulunan ana öncü olarak kabul edilir, ancak asetat, fruktoz, laktat ve dallı zincirli amino asitler gibi diğer öncülerin, mekansal ve duruma bağlı bir şekilde ilgili karbon kaynakları olduğu gösterilmiştir 8,9,10,11,12. DNL, metabolik homeostaza önemli bir katkıda bulunur ve normal gelişim için gereklidir13. Ek olarak, DNL’deki değişiklikler kanser 14,15 ve metabolik 16,17,18 ve kardiyovasküler hastalıklar 19,20 ile ilişkilendirilmiştir.

DNL yolu, esas olarak 16 karbonlu doymuş bir yağ asidi olan palmitat üreten çekirdek enzimatik bileşenler ATP sitrat liyaz (ACLY), asetil-CoA karboksilaz (ACC1/2) ve yağ asidi sentazdan (FAS) oluşur. Bununla birlikte, tek zincirli ve dallı zincirli yağ asitleri de daha düşük oranlarda üretilebilir9. Uzamalar ve desatürazlar, bu yağ asitlerini daha da değiştirerek, çeşitli işlevler için yararlı olan çok çeşitli yağ asitleri türleri yaratır (örneğin, uzun süreli enerji depolama ve membran akışkanlığının manipülasyonu).

DNL enzimatik mekanizmasının ekspresyonu, kısa sayıda transkripsiyon faktörü tarafından kontrol edilir. Bugüne kadar en iyi tanımlananlar arasında sterol düzenleyici element bağlayıcı protein (SREBP) ailesi, karbonhidrat yanıt elemanı bağlayıcı protein (ChREBP) ve karaciğer X reseptörü (LXR)21,22,23,24,25,26 bulunur. İşlevlerinde belirgin bir örtüşmeye rağmen, hücre tipi baskınlığına ve fizyolojik veya patolojik koşullara dayalı bireysel düzenlemeler bildirilmiştir21,22,27,28.

Dikkat çekici bir şekilde, DNL yolunun seçilen adımları için bir dizi inhibitör klinik kullanım için onaylanmıştır veya obezite, alkolsüz yağlı karaciğer hastalığı / alkolsüz steatohepatit (NAFLD / NASH) ve kardiyovasküler hastalık dahil olmak üzere bir dizi hastalık için klinik öncesi veya klinik gelişim aşamalarındadır29. Bu çabalar, DNL’nin sağlık ve hastalıkla olan ilişkisini vurgulamaktadır.

Son yıllarda, de novo yağ asidi sentezini kantitatif olarak değerlendirmek için yöntemlerin kullanımı artmıştır30. Bunu değerlendirmek için en yaygın yöntem, ağır etiketli hidrojenin sentez sırasında hem doğrudan hem de dolaylı olarak, DNL substratları NAPDH, asetil-CoA ve malonil-CoA’nın hidrojenleri ile döteryum değişimi yoluyla asil zincirlerine dahil edildiği ağır etiketli suyun (D2O) kullanılmasıdır. Bu yaklaşım popülerlik kazanmasına rağmen, bu alanda yeni gelenler için uygun, kamuya açık ayrıntılı protokollerin eksikliği vardır. Burada, daha önce Lee ve ark.31 tarafından geliştirilen hesaplamalarla, D2Ove gaz kromatografisi kütle spektrometrisi (GCMS) kullanarak FAS ürünlerinin de novo sentezini nicel olarak değerlendirmek için bir yöntemin ana hatlarını çiziyoruz. Bu yöntem, bir karbon kaynağından bağımsız olarak de novo yağ asidi sentezini ölçer ve herhangi bir fare modelinde ve herhangi bir dış bozulma altında hemen hemen her doku için potansiyel olarak yararlıdır. Burada, yüksek DNL seviyeleri ve metabolik homeostazın korunmasındaki kritik rolleri nedeniyle kahverengi yağ dokusunun (BAT) analizine odaklanıyoruz.

Protocol

Tüm deneyler, Cincinnati Çocuk Hastanesi Tıp Merkezi’ndeki Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi tarafından onaylandı. 1. D2O’nun Hazırlanması NOT: Deneysel varyasyonu önlemek için, deney süresince tüm fareler için yeterli çözelti/içme suyu hazırlayın. İntraperitoneal enjeksiyon için: D2O litresi başına 9 g NaCl çözerek% 0.9 w / v salin D 2 O üretin Sterilize etmek için pirojenik ol…

Representative Results

Adım 1’de açıklananD2Odozuna dayanarak, tipik olarak vücut suyunun %2,5 ila %6 aralığında zenginleştirildiğini ve vücut suyunda temel bir döteryum zenginleştirme seviyesinin 1 saat içinde hızla elde edildiğini ve çalışma süresince %8 zenginleştirilmiş içme suyu ile korunduğunu bulduk (Şekil 1). Sürekli kararlı durum vücut suyu zenginleştirme, 6. adımda kullanılan hesaplamaların bir varsayımıdır ve bu nedenle yeni deneysel modellerde vücu…

Discussion

Karmaşık metabolik yolaklar arasındaki dengeyi ve etkileşimi anlamak, metabolik ilişkili hastalıkların biyolojik temelini anlamak için vazgeçilmez bir adımdır. Burada, de novo yağ asidi sentezindeki değişiklikleri belirlemek için invaziv olmayan ve ucuz bir metodoloji gösteriyoruz. Bu yöntem, yağ asidi döteryum zenginleştirmesinden31 de novo sentez akısını tahmin etmek ve vücut suyundakiD2O’nunnispi yüzdesini belirlemek için döteryum-aseton d…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Değerli tartışmalar için Sanchez-Gurmaches ve Wallace laboratuvar üyelerine teşekkür ederiz. Bu çalışma, Amerikan Kalp Derneği (18CDA34080527’den JSG’ye ve 19POST34380545’ten RM’ye), NIH (JSG’ye R21OD031907), CCHMC Mütevelli Ödülü, CCHMC Pediatrik Genomik Merkezi Ödülü ve CCHMC Mendel Genomik ve Terapötik Merkezi Ödülü’nden alınan hibelerle desteklenmiştir. Bu çalışma kısmen Cincinnati’deki Sindirim Hastalıkları Araştırma Çekirdek Merkezi’nin NIH P30 DK078392 tarafından desteklenmiştir. İçerik yalnızca yazarların sorumluluğundadır ve Ulusal Sağlık Enstitüleri’nin resmi görüşlerini temsil etmeyebilir. RT ve MW, UCD Ad Astra Bursu tarafından desteklendi.

Materials

4 mL Glass Vials Fisher Scientific 14-955-334
0.2 µm filter Olympus Plastic 25-244
26G needeled syringes BD 309597
Acetone Merck 34850
Acetonitrile Merck 900667
Blue GC screw cap with septa Agilent 5190-1599
Centrifuge Eppendorf 5424R
Chloroform Sigma 366927
Deuterium oxide Sigma 151882
Di-tert-butyl-4-methylphenol (BHT)
Select FAME Column		 Merck B1378
Di-tert-butyl-4-methylphenol (BHT)
Select FAME Column		 Agilent CP7419
EDTA tube Sarstedt 411395105
Ethanol Merck 51976
Hexadecenoic-d31 Acid Larodan 71-1631
Hexane Merck 34859
Methanol Merck 34860
Microcentrifuge tube Olympus Plastic 24-282
Mouse environmental chamber Caron Caron 7001-33
Potasium Chloride Fisher Bioreagents BP366-500
Potasium Phosphate MP Biomedicals 194727
SafeLock microcentrifuge tubes Eppendorf 30120086
Screw top amber GC vial Agilent 5182-0716
Sodium Chloride Fisher Bioreagents BP358-212
Sodium Hydroxide Merck S5881
Sodium Phosphate, dibasic Fisher Bioreagents BP332-500
Sodium Sulfate Merck 239313
Sulfuric Acid Merck 258105
Vial insert Agilent 5183-2088
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. . The Lancet, Diabetes Endocrinology. Childhood obesity: a growing pandemic. The Lancet. Diabetes & Endocrinology. 10 (1), 1 (2022).
  2. Gonzalez-Muniesa, P., et al. Obesity. Nature Reviews Disease Primers. 3, 17034 (2017).
  3. Müller, T. D., Blüher, M., Tschöp, M. H., DiMarchi, R. D. Anti-obesity drug discovery: advances and challenges. Nature Reviews Drug Discovery. 21 (3), 201-223 (2021).
  4. Virtue, S., Vidal-Puig, A. GTTs and ITTs in mice: simple tests, complex answers. Nature Metabolism. 3 (7), 883-886 (2021).
  5. Müller, T. D., Klingenspor, M., Tschöp, M. H. Revisiting energy expenditure: how to correct mouse metabolic rate for body mass. Nature Metabolism. 3 (9), 1134-1136 (2021).
  6. Virtue, S., Lelliott, C. J., Vidal-Puig, A. What is the most appropriate covariate in ANCOVA when analysing metabolic rate. Nature Metabolism. 3 (12), 1585 (2021).
  7. Hellerstein, M. K. De novo lipogenesis in humans: metabolic and regulatory aspects. European Journal of Clinical Nutrition. 53 Suppl 1, S53-S65 (1999).
  8. Zhao, S., et al. Dietary fructose feeds hepatic lipogenesis via microbiota-derived acetate. Nature. 579 (7800), 586-591 (2020).
  9. Wallace, M., et al. Enzyme promiscuity drives branched-chain fatty acid synthesis in adipose tissues. Nature Chemical Biology. 14 (11), 1021-1031 (2018).
  10. Zhao, S., et al. ATP-citrate lyase controls a glucose-to-acetate metabolic switch. Cell Reports. 17 (4), 1037-1052 (2016).
  11. Green, C. R., et al. Branched-chain amino acid catabolism fuels adipocyte differentiation and lipogenesis. Nature Chemical Biology. 12 (1), 15-21 (2016).
  12. Zhang, Z., et al. Serine catabolism generates liver NADPH and supports hepatic lipogenesis. Nature Metabolism. 3 (12), 1608-1620 (2021).
  13. Chirala, S. S., et al. Fatty acid synthesis is essential in embryonic development: fatty acid synthase null mutants and most of the heterozygotes die in utero. Proceedings of the National Academy of Sciences. 100 (11), 6358-6363 (2003).
  14. Icard, P., et al. ATP citrate lyase: A central metabolic enzyme in cancer. Cancer Letters. 471, 125-134 (2020).
  15. Fhu, C. W., Ali, A. Fatty acid synthase: an emerging target in cancer. Molecules. 25 (17), 3935 (2020).
  16. Lawitz, E. J., et al. Acetyl-CoA carboxylase inhibitor GS-0976 for 12 weeks reduces hepatic de novo lipogenesis and steatosis in patients with nonalcoholic steatohepatitis. Clinical Gastroenterology and Hepatology. 16 (12), 1983e3-1991e3 (2018).
  17. Smith, G. I., et al. Insulin resistance drives hepatic de novo lipogenesis in nonalcoholic fatty liver disease. The Journal of Clinical Investigation. 130 (3), 1453-1460 (2020).
  18. Imamura, F., et al. Fatty acids in the de novo lipogenesis pathway and incidence of type 2 diabetes: A pooled analysis of prospective cohort studies. PLoS Medicine. 17 (6), e1003102 (2020).
  19. Lai, H. T. M., et al. Serial plasma phospholipid fatty acids in the de novo lipogenesis pathway and total mortality, cause-specific mortality, and cardiovascular diseases in the cardiovascular health study. Journal of the American Heart Association. 8 (22), e012881 (2019).
  20. Ference, B. A., et al. Mendelian randomization study of ACLY and cardiovascular disease. The New England Journal of Medicine. 380 (11), 1033-1042 (2019).
  21. Herman, M. A., et al. A novel ChREBP isoform in adipose tissue regulates systemic glucose metabolism. Nature. 484 (7394), 333-338 (2012).
  22. Sanchez-Gurmaches, J., et al. Brown fat AKT2 Is a cold-induced kinase that stimulates ChREBP-mediated de novo lipogenesis to optimize fuel storage and thermogenesis. Cell Metabolism. 27 (1), 195e6-209e6 (2018).
  23. Wang, X., et al. Nuclear protein that binds sterol regulatory element of low density lipoprotein receptor promoter. II. Purification and characterization. The Journal of Biological Chemistry. 268 (19), 14497-14504 (1993).
  24. Briggs, M. R., Yokoyama, C., Wang, X., Brown, M. S., Goldstein, J. L. Nuclear protein that binds sterol regulatory element of low density lipoprotein receptor promoter. I. Identification of the protein and delineation of its target nucleotide sequence. The Journal of Biological Chemistry. 268 (19), 14490-14496 (1993).
  25. Yokoyama, C., et al. SREBP-1, a basic-helix-loop-helix-leucine zipper protein that controls transcription of the low density lipoprotein receptor gene. Cell. 75 (1), 187-197 (1993).
  26. Chen, G., Liang, G., Ou, J., Goldstein, J. L., Brown, M. S. Central role for liver X receptor in insulin-mediated activation of Srebp-1c transcription and stimulation of fatty acid synthesis in liver. Proceedings of the National Academy of Sciences. 101 (31), 11245-11250 (2004).
  27. Denechaud, P. D., et al. ChREBP, but not LXRs, is required for the induction of glucose-regulated genes in mouse liver. The Journal of Clinical Investigation. 118 (3), 956-964 (2008).
  28. Crewe, C., et al. SREBP-regulated adipocyte lipogenesis is dependent on substrate availability and redox modulation of mTORC1. JCI Insight. 5 (15), e129397 (2019).
  29. Batchuluun, B., Pinkosky, S. L., Steinberg, G. R. Lipogenesis inhibitors: therapeutic opportunities and challenges. Nature Reviews Drug Discovery. 21 (4), 283-305 (2022).
  30. Wallace, M., Metallo, C. M. Tracing insights into de novo lipogenesis in liver and adipose tissues. Seminars in Cell & Developmental Biology. 108, 65-71 (2020).
  31. Lee, W. N., et al. In vivo measurement of fatty acids and cholesterol synthesis using D2O and mass isotopomer analysis. The American Journal of Physiology. 266 (5 Pt 1), E699-E708 (1994).
  32. Yao, C. H., Liu, G. Y., Yang, K., Gross, R. W., Patti, G. J. Inaccurate quantitation of palmitate in metabolomics and isotope tracer studies due to plastics. Metabolomics. 12, 143 (2016).
  33. Hiller, K., et al. MetaboliteDetector: comprehensive analysis tool for targeted and nontargeted GC/MS based metabolome analysis. Analytical Chemistry. 81 (9), 3429-3439 (2009).
  34. Fernandez, C. A., Des Rosiers, C., Previs, S. F., David, F., Brunengraber, H. Correction of 13C mass isotopomer distributions for natural stable isotope abundance. Journal of Mass Spectrometry. 31 (3), 255-262 (1996).
  35. Midani, F. S., Wynn, M. L., Schnell, S. The importance of accurately correcting for the natural abundance of stable isotopes. Analytical Biochemistry. 520, 27-43 (2017).
  36. Trefely, S., Ashwell, P., Snyder, N. W. FluxFix: automatic isotopologue normalization for metabolic tracer analysis. BMC Bioinformatics. 17 (1), 485 (2016).
  37. Jeong, H., et al. Correcting for naturally occurring mass isotopologue abundances in stable-isotope tracing experiments with PolyMID. Metabolites. 11 (5), 310 (2021).
  38. Millard, P., et al. IsoCor: isotope correction for high-resolution MS labeling experiments. Bioinformatics. 35 (21), 4484-4487 (2019).
  39. Brunengraber, D. Z., et al. Influence of diet on the modeling of adipose tissue triglycerides during growth. American Journal of Physiology. Endocrinology and Metabolsim. 285 (4), E917-E925 (2003).
  40. Svensson, R. U., et al. Inhibition of acetyl-CoA carboxylase suppresses fatty acid synthesis and tumor growth of non-small-cell lung cancer in preclinical models. Nature Medicine. 22 (10), 1108-1119 (2016).
  41. Hellerstein, M. K., Neese, R. A. Mass isotopomer distribution analysis: a technique for measuring biosynthesis and turnover of polymers. The American Journal of Physiology. 263 (5 Pt 1), E988-E1001 (1992).
  42. Hellerstein, M. K., Neese, R. A. Mass isotopomer distribution analysis at eight years: theoretical, analytic, and experimental considerations. The American Journal of Physiology. 276 (6), E1146-E1170 (1999).
  43. Kelleher, J. K., Masterson, T. M. Model equations for condensation biosynthesis using stable isotopes and radioisotopes. The American Journal of Physiology. 262 (1 Pt 1), E118-E125 (1992).
  44. Kelleher, J. K., Nickol, G. B. Isotopomer spectral analysis: utilizing nonlinear models in isotopic flux studies. Methods in Enzymology. 561, 303-330 (2015).
  45. Argus, J. P., et al. Development and application of FASA, a model for quantifying fatty acid metabolism using stable isotope labeling. Cell Reports. 25 (10), 2919.e8-2934.e8 (2018).
  46. Guilherme, A., et al. Control of adipocyte thermogenesis and lipogenesis through β3-adrenergic and thyroid hormone signal integration. Cell Reports. 31 (5), 107598 (2020).
  47. Guilherme, A., et al. Neuronal modulation of brown adipose activity through perturbation of white adipocyte lipogenesis. Molecular Metabolism. 16, 116-125 (2018).
  48. Guilherme, A., et al. Adipocyte lipid synthesis coupled to neuronal control of thermogenic programming. Molecular Metabolism. 6 (8), 781-796 (2017).
  49. Lodhi, I. J., et al. Inhibiting adipose tissue lipogenesis reprograms thermogenesis and PPARgamma activation to decrease diet-induced obesity. Cell Metabolism. 16 (2), 189-201 (2012).
  50. McCormack, J. G., Denton, R. M. Evidence that fatty acid synthesis in the interscapular brown adipose tissue of cold-adapted rats is increased in vivo by insulin by mechanisms involving parallel activation of pyruvate dehydrogenase and acetyl-coenzyme A carboxylase. The Biochemistry Journal. 166 (3), 627-630 (1977).
  51. Trayhurn, P. Fatty acid synthesis in vivo in brown adipose tissue, liver and white adipose tissue of the cold-acclimated rat. FEBS Letters. 104 (1), 13-16 (1979).
  52. Negron, S. G., Ercan-Sencicek, A. G., Freed, J., Walters, M., Lin, Z. Both proliferation and lipogenesis of brown adipocytes contribute to postnatal brown adipose tissue growth in mice. Science Reports. 10 (1), 20335 (2020).
  53. Schlein, C., et al. Endogenous fatty acid synthesis drives brown adipose tissue involution. Cell Reports. 34 (2), 108624 (2021).
  54. Mottillo, E. P., et al. Coupling of lipolysis and de novo lipogenesis in brown, beige, and white adipose tissues during chronic beta3-adrenergic receptor activation. Journal of Lipid Research. 55 (11), 2276-2286 (2014).
  55. Adlanmerini, M., et al. Circadian lipid synthesis in brown fat maintains murine body temperature during chronic cold. Proceedings of the National Academy of Sciences. 116 (37), 18691-18699 (2019).
  56. Yu, X. X., Lewin, D. A., Forrest, W., Adams, S. H. Cold elicits the simultaneous induction of fatty acid synthesis and beta-oxidation in murine brown adipose tissue: prediction from differential gene expression and confirmation in vivo. FASEB Journal. 16 (2), 155-168 (2002).
  57. Kushner, D. J., Baker, A., Dunstall, T. G. Pharmacological uses and perspectives of heavy water and deuterated compounds. Canadian Journal of Physiology and Pharmacology. 77 (2), 79-88 (1999).
  58. Diraison, F., Pachiaudi, C., Beylot, M. Measuring lipogenesis and cholesterol synthesis in humans with deuterated water: use of simple gas chromatographic/mass spectrometric techniques. Journal of Mass Spectrometry. 32 (1), 81-86 (1997).
  59. Yang, D., et al. Assay of low deuterium enrichment of water by isotopic exchange with [U-13C3]acetone and gas chromatography-mass spectrometry. Analytical Biochemistry. 258 (2), 315-321 (1998).
  60. Fu, X., et al. Measurement of lipogenic flux by deuterium resolved mass spectrometry. Nature Communications. 12 (1), 3756 (2021).
  61. Shah, V., Herath, K., Previs, S. F., Hubbard, B. K., Roddy, T. P. Headspace analyses of acetone: a rapid method for measuring the 2H-labeling of water. Analytical Biochemistry. 404 (2), 235-237 (2010).
  62. Argus, J. P., Yu, A. K., Wang, E. S., Williams, K. J., Bensinger, S. J. An optimized method for measuring fatty acids and cholesterol in stable isotope-labeled cells. Journal of Lipid Research. 58 (2), 460-468 (2017).
  63. Belew, G. D., Jones, J. G. De novo lipogenesis in non-alcoholic fatty liver disease: Quantification with stable isotope tracers. European Journal of Clinical Investigation. 52 (3), e13733 (2022).
  64. Zhang, Z., Chen, L., Liu, L., Su, X., Rabinowitz, J. D. Chemical basis for deuterium labeling of fat and NADPH. Journal of the American Chemical Society. 139 (41), 14368-14371 (2017).
  65. Belew, G. D., et al. Transfer of glucose hydrogens via acetyl-CoA, malonyl-CoA, and NADPH to fatty acids during de novo lipogenesis. Journal of Lipid Research. 60 (12), 2050-2056 (2019).
  66. Diraison, F., Pachiaudi, C., Beylot, M. In vivo measurement of plasma cholesterol and fatty acid synthesis with deuterated water: determination of the average number of deuterium atoms incorporated. Metabolism. 45 (7), 817-821 (1996).
  67. Ajie, H. O., et al. In vivo study of the biosynthesis of long-chain fatty acids using deuterated water. The American Journal of Physiology. 269 (2 Pt 1), E247-E252 (1995).
  68. Schloerb, P. R., Friis-Hansen, B. J., Edelman, I. S., Solomon, A. K., Moore, F. D. The measurement of total body water in the human subject by deuterium oxide dilution; with a consideration of the dynamics of deuterium distribution. The Journal of Clinical Investigation. 29 (10), 1296-1310 (1950).

Tags

Fatty Acid SynthesisDeuterium OxideNon-invasiveIsotope-labeled GlucoseMetabolic StatusChloroform-methanol ExtractionFatty Acid MethylationGC-MS Analysis

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Turner, R., Mukherjee, R., Wallace, M., Sanchez-Gurmaches, J. Quantitative Determination of De Novo Fatty Acid Synthesis in Brown Adipose Tissue Using Deuterium Oxide. J. Vis. Exp. (195), e64219, doi:10.3791/64219 (2023).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image