Summary
Detta protokoll beskriver en metod för att leverera läkemedel och genuttrycksmodifierande medel perivaskulärt i ett foster under utveckling i livmodern . Det är viktigt att effekten av läkemedel/medel på blodflödet kan mätas med graviditetens fortskridande.
Abstract
En organisms förmåga att upprätthålla ett konstant blodflöde till hjärnan som svar på plötsliga ökningar av systemiskt blodtryck (BP) är känd som cerebral autoreglering (CAR), som sker i halspulsådern. Till skillnad från fullgångna nyfödda kan prematura nyfödda inte minska det cerebrala blodflödet (CBF) som svar på ökat systemiskt blodtryck. Hos prematura nyfödda utsätter detta de ömtåliga hjärnkärlen för högt perfusionstryck, vilket leder till att de brister och skadar hjärnan. Ex vivo-studier med trådmyografi har visat att halspulsådror från foster som är i närgången graviditet drar ihop sig som svar på aktivering av adrenerga alfa1-receptorer. Denna reaktion är avtrubbad hos det prematura fostret. Således, för att undersöka alfa1-AR:s roll in vivo, presenteras här ett innovativt tillvägagångssätt för att bestämma effekterna av läkemedel på ett halspulsådersegment in vivo hos ett fårfoster under graviditetsförloppet. De data som presenteras visar samtidig mätning av fostrets blodflöde och blodtryck. Det perivaskulära administreringssystemet kan användas för att genomföra en långtidsstudie under flera dagar. Ytterligare tillämpningar för denna metod kan inkludera virala leveranssystem för att förändra uttrycket av gener i ett segment av halspulsådern. Dessa metoder skulle kunna tillämpas på andra blodkärl i den växande organismen i livmodern såväl som i vuxna organismer.
Introduction
Förlossningen orsakar stress för fostret och det sker en betydande ökning av nivåerna av katekolamin, det viktigastestresshormonet 1,2. Detta höjer det systemiska blodtrycket, och om detta tryck överförs till de sköra hjärnans kapillärer via halspulsådrorna kan detta leda till att de brister 3,4,5. Ökningar av systemiskt blodtryck hindras från att nå hjärnan genom sammandragning av halspulsådrorna hos det fullgångna fostret. Denna mekanism är dock inte utvecklad hos det för tidigt födda fostret, och detta är ansvarigt för den betydligt högre sannolikheten för hjärnskador hos för tidigt födda foster 4,5.
För närvarande finns ingen lämplig metod för att undersöka mognaden av de vägar som är involverade i regleringen av blodflödet i halspulsådern hos foster under utveckling. Dessa studier av blodflöde i halspulsådern och vasoresponsivitet är avgörande ur både grundvetenskapliga och kliniska perspektiv. För närvarande, för att bestämma de molekylära vägarna som är involverade i regleringen av arteriell kontraktilitet, innebär standardmetoden att isolera artärsegmenten efter döden. Därefter utförs experimenten med hjälp av trådmyografi för att bestämma vasokontraktiliteten hos olika farmakologiska molekyler som definierar de regleringsvägar som är involverade i arteriell kontraktilitet 6,7. Det är värt att notera att ex vivo-fynden inte fullt ut kan replikera in vivo-miljön på grund av blodflödesregleringen uppströms och nedströms halspulsådern. Således syftade denna studie till att utveckla en teknik som kan bestämma effekterna av vasoresponsiva kemikalier eller medel på blodflödet i en artär in vivo.
Den perivaskulära leveransmetodiken som beskrivs i denna artikel ger en in vivo-metod för att studera effekten av farmakologisk eller genetisk manipulation av signalvägar på olika artärsegment. Med hjälp av denna metod kan man manipulera fostrets blodtryck och blodflödet i halspulsådern. Dessutom demonstreras experiment med fårfoster för att studera effekterna av signalmolekyler i ett växande foster. Förhoppningsvis kommer den detaljerade metodiken att leda till nya undersökningar inom området blodflödesstudier, särskilt i förhållande till fostrets fysiologi och patologi.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
För den aktuella studien erhölls godkännande för djurförsöken från Animal Care and Use Committee vid University of Arizona. En betäckt, dräktig Columbia-Rambouillet-tacka mellan 2-4 års ålder användes för denna studie. Djuren erhölls från University of Arizona Sheep Unit.
1. Djurens underhåll
- Skaffa djur från vilken fårranch som helst.
- Transportera tackorna till laboratoriet efter 105 dagar ± 5 dagar till 137 dagar ± 5 dagars dräktighetsålder (dGA). Håll fåren vid en temperatur på 22 °C ± 1 °C i omgivande luftfuktighet. Ge alfalfapellets (se materialtabell), salter, och vatten ad libitum.
2. Förberedelse av material
- Konstruera det perivaskulära katetersystemet.
- Anslut ena änden av 4 fot Tygon-slang till en 2 cm grenrörspumpslang (MPT) (se materialförteckning). Fäst den andra änden av 2 cm MPT till ytterligare 4 fot Tygon-rör.
- Gör en liten skåra i MPT så att vätskan/medlen kan komma ut i det perivaskulära utrymmet.
- Sterilisera flödessonderna (se materialtabell), katetrar och en liten skruvmejsel med gassteriliseringsmetoden.
3. Preoperativ förberedelse av djur
- Inhämta godkännande för djurförsök från Institutional Animal Care and Use Committee.
- Före operationen ska tackorna hållas på noll per os (NPO) foder i 24 timmar och NPO-vatten i 16 timmar. På operationsdagen ska du linda in tackans ansikte med en dyna för att skydda ögonen. Raka vänster sida av halsen för att exponera halsvenen och rengör huden med povidonjod och 70 % etanol.
- Placera en intravenös (IV) kateter i tackans halsven och fäst den på huden med vattentät tejp och sårklämmor (se materialförteckning).
- Bedöva tackorna med intravenös administrering av diazepam (0,15 mg/kg) och ketaminhydroklorid (16 mg/kg). Administrera en intramuskulär injektion av penicillin G prokainsuspension (25 000 I/kg) och intravenöst ketoprofen (2,2 mg/kg) (se Materialförteckning).
- Raka snittstället på fåret och de omgivande områdena (buk, flanker och ljumske) med #10 bladklippare. För att säkerställa att ullen är helt borttagen, raka om området med ett #40-blad. Tvätta det rakade området med bakteriedödande rengöringsmedel (se Materialförteckning) och vatten. Torka med en engångsdyna.
- Bekräfta anestesidjupet (bestäms och upprätthålls genom svar på hudnypning, hornhinnereflex och bedömning av käktonus) och intubera sedan tackan med en endotrakealtub med en innerdiameter på 6,5-7,5 mm (se materialtabell) och fäst sonden på plats. Placera tackan på ett lyftbord i sidoliggande läge och överför till ett V-top-operationsbord i ryggläge.
- Fäst tackans lemmar på operationsbordet med V-topp med kirurgiska bindningar. För tackan i Trendelenburg-position för att minska trycket på foster-placenta-enheten.
- Fäst en pulsoximetersond (se materialförteckning) på tackans tunga/öra för att kontinuerligt övervaka oxyhemoglobinmättnaden och hjärtfrekvensen. Placera en termometer under tackans tunga för att övervaka temperaturen.
- Anslut endotrakealtuben till anestesimaskinens andningskrets och initiera mekanisk ventilation samtidigt som du övervakar den utgångna CO2 -perioden.
- Bibehåll bedövningen genom att justera isofluranen mellan 2,5%-4% under hela operationen. Se till att djuret är tillräckligt bedövat genom att nypa i örat. Administrera en balanserad polyjonisk lösning (koksaltlösning 0,9 % vikt/volym) vid 5 ml/kg/h med hjälp av jugulakatetern som placerades under steg 3.2.1.
- Utför en steril skrubbning. Spraya buken och flankerna med povidonlösning (10% jodlösning). Skrubba området med en jodindränkt gasväv med början från snittstället och arbeta utåt, se till att inte gå tillbaka till mitten efter att ha skrubbat utåt.
- Spraya sedan området med etanol (70 % etanol vikt/volym) och skrubba med en etanolindränkt gasväv på samma sätt som skrubbningen med povidon. Upprepa hela processen tre gånger. Spraya området med povidonlösning.
- Värm koksaltlösningen i en steril behållare och värm den till 37 °C. Förvara detta nära operationsbordet. Anslut bränneriet (se materialförteckning).
- Låt medlemmarna i det kirurgiska teamet klä sig i mössor, ansiktsmasker och skoskydd, tvätta händerna (kirurgisk skrubb) och ta på sig steriliserade operationsrockar och handskar. Från och med nu måste en strikt steril kirurgisk praxis följas.
- Drapera det steriliserade fårets buk med sterila handdukar.
4. Kirurgiskt ingrepp
- Exteriorisering av fostret
- Efter att ha säkerställt ett tillräckligt anestesidjup, utför ett 10 cm standardsnitt av laparotomi med en skalpell (#20 blad) över linea alba från naveln till den kraniala delen av juvret. Kontrollera blödningen medan du gör ett snitt med ett brännare (effektinställningar: 50 snitt och 25 koagulering).
- Gör ett litet snitt genom mittlinjen av kroppsväggen under hudsnittet och öppna bukhålan med en Metzenbaum-sax (se materialtabell).
- Exteriorisera livmodern som innehåller fostret genom bukväggen samtidigt som du placerar sterila kirurgiska handdukar under (mellan moderns buk och livmodern). Palpera livmodern för att bestämma fostrets position och hjärtblad. Använd en kautery och gör ett ~10 cm snitt genom livmoderväggen med en stor krökning över huvudets rygg, undvik synliga blodkärl och moderkakor.
- Använd fyra Babcock-klämmor (se materialtabell) för att fästa livmodern och moderkakans membran, och dra i Babcock-klämmorna i de fyra motsatta hörnen för att göra fostrets huvud synligt. Exteriorisera den kraniala halvan av fostret genom detta snitt och täck fostrets huvud med en steril latexfri handske fylld med varm, steril koksaltlösning (37 °C) för att förhindra att andningen initieras.
- Efter att ha säkerställt ett tillräckligt anestesidjup, utför ett 10 cm standardsnitt av laparotomi med en skalpell (#20 blad) över linea alba från naveln till den kraniala delen av juvret. Kontrollera blödningen medan du gör ett snitt med ett brännare (effektinställningar: 50 snitt och 25 koagulering).
- Instrumentering av halspulsåderns perivaskulära kateter
- När du tar bort fostrets huvud från livmodern, låt en assistent försiktigt hålla Babcock-pincetten upprätt för att minimera förlusten av fostervatten. Med fostrets hals exponerad, utför ett 3-3,5 cm snett hudsnitt längs den främre kanten av sternocleidomastoideusmuskeln (SCM) på ena sidan av halsen i mittregionen och separera fascian med myggpincett.
- Dela platysma och utför en dissektion längs den mediala gränsen av SCM-muskeln från dess sena överlägset nivån på omohyoidmuskeln inferior. Om du drar tillbaka SCM kommer halspulsådern att exponeras, som ytligt sett innehåller en tunnväggig inre halsven, och under den kommer halspulsådern att finnas som ett tjockväggigt kärl.
- Dra tillbaka huden med Babcock-klämmor och utför en trubbig dissektion för att frigöra halspulsådern från den omgivande vävnaden och halspulsådern.
- Ta 3 mm flödessonden (se materialtabell) från den sterila förpackningen, skruva loss sondens stödplatta och skjut upp den för att exponera L-fästet. Lyft försiktigt halspulsådern och haka försiktigt fast fästet under kärlet samtidigt som du undviker kontakt med kärlet.
- Använd en pincett för att stänga flödessondens fäste genom att försiktigt skjuta stödplattan till ett stängt läge. Fäst flödessondens fäste genom att dra åt stödskruven på flödessonden. För att underlätta denna process, ta försiktigt tag i ändarna på flödessonden med en pincett för att stabilisera flödessonden medan skruven dras åt.
- Spola den perivaskulära katetern i förväg och placera den i närheten av halspulsådern proximalt om flödessonden. Se till att den öppna skåran på den perivaskulära katetern är i närheten av halspulsådern.
- Med en 3-0 silke icke-absorberbar sutur, fäst de proximala och distala ändarna av det perivaskulära systemet och flödessonden till den närliggande interstitiella vävnaden. Stäng snittstället med ett kontinuerligt stygn, stäng fostrets hud med en 3-0 silkessutur som inte kan absorberas och fäst katetrarna på huden genom att linda suturen runt katetern tre gånger. Ta av handsken och sätt tillbaka fostrets huvud i livmodern.
- När du tar bort fostrets huvud från livmodern, låt en assistent försiktigt hålla Babcock-pincetten upprätt för att minimera förlusten av fostervatten. Med fostrets hals exponerad, utför ett 3-3,5 cm snett hudsnitt längs den främre kanten av sternocleidomastoideusmuskeln (SCM) på ena sidan av halsen i mittregionen och separera fascian med myggpincett.
- Kateterisering av foster
- Exteriorisera fostrets bakben. Håll i benet och vrid det i sidled för att visualisera insidan av låret. Rengör området med steril gasbinda, gör ett snitt på 2 cm och exponera lårbensartären. Placera och säkra flödessonden enligt en liknande procedur som gjordes med halspulsådern och stäng sedan snittet.
- Gör ett 2 cm snitt längs den mediala aspekten av skenbenet ~0,5 cm distalt om knäet. Exponera den bakre skenbensartären (tjockväggig) och venen saphenus (tunnväggig). För in polyvinylkatetrar (ytterdiameter: 1,4 mm och innerdiameter: 0,9 mm) i den bakre skenbensartären och venen saphena med hjälp av en standardteknik för nedskärning enligt nedan:
- Befria det intressanta kärlet med trubbig dissektion. Ligera den distala delen av kärlet med en 3-0 silkessutur (ingen nål) med en fyrkantig knut med tre kast. Placera en andra silkesfri slips vid den proximala aspekten av kärlet (under kärlet), men lämna ligaturen oknuten. Använd en Castroviejo-sax (se materialtabell) och gör ett litet, tvärgående snitt i kärlet 2 mm proximalt om den distala ligaturen. Snittets längd bör vara ~25% av kärlets diameter.
- Begränsa blodflödet i kärlet genom att försiktigt dra upp den proximala, obundna suturen. Fyll katetern med steril hepariniserad koksaltlösning. För in den avfasade änden av katetern och för in spetsen 20 cm i fostrets kärl.
- Håll katetern på plats med en pincett medan en assistent knyter den proximala silkesfria suturen för att fästa kärlet vid katetern; Ligera kärlet helt runt den införda katetern med hjälp av fyrkantiga knutar 2 mm från införingsstället med tre kast. Knyt den distala ligaturen proximalt till det proximala bandet som håller fast kärlet vid katetern.
- Stäng hudsnittet med en 3-0 silkessutur som inte kan absorberas med ett kontinuerligt suturmönster. Se till att suturerna är knutna runt katetrarna för att undvika att begränsa blodflödet om de dras. Placera en förspolad kateter i livmodern och fäst den på fostret med en sutur med en 3-0 icke-absorberbar silkessutur.
5. Sätta tillbaka fostret och stänga såret
- För tillbaka fostret till livmodern. Suturera fosterhinnorna med 3-0 icke-absorberbara silkessuturer med ett kontinuerligt låsningsmönster (Cushing). Stäng livmoderns muskelskikt med en 3-0 icke-absorberbar silkessutur.
- Sätt in en 18 i rostfritt stål kirurgisk stav subkutant längs bukväggen upp till parakostalregionen. Låt den proximala änden av staven lämna det parakostala stället genom att utföra ett 1 cm snitt.
- Fäst katetrar på den distala änden av operationsstaven och låt en assistent mata katetrarna och flödessondkabeln genom det parakostala utgångsstället genom att trycka staven helt genom den parakostala öppningen.
- Fäst alla katetrar och flödessondkablar vid det parakostala snittstället. Placera med vattentät tejp och sy fast katetrarna på tackans hud. Sy fast en nätpåse av plast på tackans utsida över katetrarna och sond för att förvara katetrarna.
- Använd ett 1-0 monofilament syntetiskt absorberbart suturmaterial och fäst linea alba med ett kontinuerligt mönster. Fäst hudlagret med kirurgiska häftklamrar.
- Avbryt narkosen och extubera tackan när struphuvudsreflexerna har återgått till normal baslinje. Lämna inte djuret utan uppsikt förrän det har återfått fullt medvetande. Flytta tackan till den metaboliska vagnen när hon är stabil efter narkos. Återför djuret till det postoperativa experimentrummet efter att ha återhämtat sig helt från narkosen.
- Administrera postoperativa analgetika intravenöst (10 mg/kg/dag fenylbutazon) i 3 dagar. Spola kärlkatetrarna dagligen med hepariniserad koksaltlösning (100 E/ml heparin i 0,9 % NaCl-lösning).
6. Postoperativa in vivo-experiment
- Spola katetrarna varje dag med hepariniserad koksaltlösning (75 E/ml). Vänta i 72 timmar innan du gör några mätningar. För att mäta blodflödet, fäst flödessonderna som sätts in i fostret med den perivaskulära flödesmodulen till PowerLab och en ansluten dator.
OBS: Inspelningarna kan göras på PowerLab-programvaran (se materialtabell) för att mäta blodflödet i halspulsådern och lårbenet. Gör baslinjemätningen i 30 minuter. - Fäst artär- och fostervattenkatetrarna på bryggförstärkaren som är ansluten till en analog-till-digital-omvandlare (se materialförteckning). Administrera en 1 ml bolus av 10 uM fenylefrin till fostret intravenöst och mät karotis- och lårbensflödet i 15 minuter. Vänta sedan i 30 minuter eller tills blodflödet återgår till baslinjen.
- Tillsätt 1 ml 10 μM fenylefrin i den perivaskulära katetern och mät blodflödet i 15 minuter. Skölj ur fenylefrinet genom att administrera 5 ml varm koksaltlösning genom den perivaskulära katetern. Vänta sedan i 30 minuter eller tills blodflödet återgår till baslinjen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
För att undersöka den lokala manipulationen av blodflödet in vivo administrerades 1 ml fenylefrin (10 μM), en α 1-AR-agonist, i det perivaskulära utrymmet i halspulsådern med en exterioriserad infusionskateter för att bestämma effekten på det lokala blodflödet i halspulsådern och effekten på det systemiska blodtrycket. Figur 1A visar en signifikant minskning av blodflödet i halspulsådern utan någon effekt på det systemiska blodtrycket hos foster som är i närtid. Figur 1B visar samma data för ett för tidigt fött foster. Administrering av 1 ml PHE intravenöst ökade det systemiska blodflödet utan att påverka blodflödet i halspulsådern hos foster som var i närgången tid (Figur 1C). Figur 1D visar samma data för ett för tidigt fött foster. Administrering av PHE via en perivaskulär kateter hade däremot ingen effekt hos för tidigt födda får. Administrering intravenöst orsakade dock en signifikant ökning av både blodflödet i halspulsådern och systemiskt blodtryck. Detta experiment visar en fullt fungerande perivaskulär hylsa som kan reglera blodflödet i halspulsådern i livmodern utan att påverka det systemiska blodtrycket. Resultaten visar att för tidigt födda foster inte svarar på fenylefrinmedierad blodflödesreglering i halspulsådern. Svaret är dock moget hos foster som lever i närtid (Figur 1E). Det är viktigt att notera att intravenös administrering av PHE ökade blodflödet i halspulsådern endast hos prematura foster, utan signifikant effekt hos foster som var i närgången ålder (Figur 1G). Intravenös administrering av PHE höjde dock det systemiska blodtrycket hos både prematura och kortgångna foster (Figur 1H). Resultaten visar också att perivaskulär tillförsel av fenylefrin inte hade någon effekt på det systemiska blodtrycket (Figur 1F).
Figur 1: In vivo manipulation av blodflödet. Ett exemplifierande spår av systemiskt blodtryck och blodflöde i halspulsådern vid baslinjen och förändringar efter administrering av fenylefrin (PHE) genom den perivaskulära katetern från (A) ett närgånget foster in utero och (B) ett prematurt foster in utero . Ett exemplariskt spår av systemiskt blodtryck och blodflöde i halspulsådern vid baslinjen och förändringar efter intravenös administrering av fenylefrin (PHE) från (C) ett närgånget foster in utero och (D) ett prematura foster in utero . Förändringarna i (E) procentuellt blodflöde i halspulsådern och (F) systemiskt blodtryck via det perivaskulära katetersystemet för för snart fullgångna och för tidigt födda får visas. Förändringarna i (G) procentuellt blodflöde i halspulsådern och (H) systemiskt blodtryck via systemisk administrering för kortgångna och prematura får visas. Felstaplarna visar medelvärdets standardfel. N = 4 i varje grupp. *P < 0,05 vid en students t-test. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
För närvarande finns ingen metod för att undersöka kärlkontraktilitet och dilatation in vivo som svar på läkemedelsföreningar och genmanipulation. Som en standard inom området mäts blodflödet in vivo med dopplerflödessonder, mikrosfärer och radioaktiva molekyler som tritierat vatten. Men för att manipulera receptorernas funktioner eller nedströms signalering offras djuren, och experiment utförs in vitro i organbad efter isolering av artärsegment. De nuvarande metoderna ger ett sätt att genomföra in vivo-manipulationer av artärsegment genom att introducera kemikalier eller vektorer för att modifiera genuttryck. Dessutom har denna metod en minimal effekt på den systemiska cirkulationen på grund av den lokala leveransen av medlen.
De aktuella experimenten visar att administrering av fenylefrin resulterar i förträngning av halspulsådern med en minskning av blodflödet. Ovanstående undersökning belyser alfa-adrenerga receptorers roll i regleringen av blodflödet i halspulsådern till hjärnan. Denna teknik kan användas för att undersöka effekten av olika farmakologiska föreningar på blodflödet i realtid hos levande foster. Den perivaskulära katetern kan också användas för att ingjuta lentivirus i det perivaskulära utrymmet, som tas upp av kärlen, för att resultera i knockdown eller överuttryck av det önskade signalproteinet eller receptorn.
I årtionden har organ- och vävnadsbad gett användbara data om kärlens kontraktilitet 6,8,9. Dessa studier är dock ex vivo, vilket väcker frågor om reproducerbarheten in vivo och innebär att kontinuerliga mätningar inte kan utföras. För att övervinna denna begränsning undersöker detta innovativa tillvägagångssätt blodflödet i halspulsådern in vivo. Ett ytterligare framsteg i denna metodik kommer att inkludera antagandet av genetisk modulering med hjälp av virusleveransmetoder, vilket kommer att göra det möjligt att genetiskt förändra artärsegment för att upp- och nedreglera genuttryck genom att leverera shRNA eller CRISPR/Cas9.
Det kritiska steget i protokollet är att placera den perivaskulära katetern parallellt med kärlet i närheten. För att detta ska fungera måste man känna till diametern på den riktade artären. Dessutom är det viktigt att utveckla en ordentlig hylsa. Man kan placera hylsan intill artären som ska moduleras istället för att omge den. Detta kommer också att ge lokal leverans av kemikalier och mål.
Metodens begränsning är att den bara reglerar ett segment av artären, och resultaten avseende organ- eller vävnadsblodflöde bör tolkas noggrant. Man kan behöva ändra längden på hylsan och mängden kemikalier för att uppnå önskad effekt. Metoden har breda tillämpningar för att modulera genreglering i levande foster. Detta kan anpassas för att modulera genfunktion och uttryck i en del av vilken vävnad som helst. Dessutom kan metoden användas för att modulera genuttryck i en vuxen organism.
Även om det finns andra metoder för att mäta blodflödet in vivo , såsom att använda transsoniska flödessonder10, laserdoppler11 och mikrosfärer12, tillåter ingen av dessa metoder att undersöka den lokala effekten av läkemedlen på blodflödet i artärsegmentet i motsats till de systemiska effekterna av interventionen. Därmed är den aktuella metoden unik, eftersom den kan mäta och modulera det lokala blodflödet utan några systemiska effekter.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inga avslöjanden.
Acknowledgments
Intramurala medel från University of Arizona användes för dessa studier.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Aaron Bovie Electrosurgical Cautery | Henry Schein, Inc | 5905974 | |
| Aaron Bovie Electrosurgical Generator | Henry Schein, Inc | 1229913 | |
| Alfalfa Pellets | Sacate Pellet Mills, Inc. Maricopa AZ | 100-80 | |
| Analog to Digital Converter | ADI Instruments | Powerlab | |
| Babcock forceps | Roboz Surgicals | RS8020 | |
| Bridge Amplifier | ADI Instruments | Bridge Amplifier | |
| Castroviejo scissors | Roboz Surgicals | RS5650SC | |
| Diazepam | Henry Schein, Inc | 1278188 | |
| Endotracheal Tube | Henry Schein, Inc | 7020408 | |
| Flow Probes | Transonic Systems Inc. | MC2PSS-JS-WC100-CRS10-GC, MC3PSS-LS-WC100-CRS10-GC | |
| Heparin | Henry Schein, Inc | 1162406 | |
| Isoflurane | Henry Schein, Inc | 1182097 | |
| Ketamine | Henry Schein, Inc | 1273383 | |
| Ketoprofen | Zoetis Inc., Kalamazoo, MI | Ketofen | |
| Manifold Pump Tubing | Fisher Scientific | 14-190-508 | |
| Metzenbaum scissors | Roboz Surgicals | RS6010 | |
| Narkomed 4 Anesthesia Machine | North American Dräger | Narkomed 4 | |
| Normal Saline | Fisher Scientific | Z1376 | |
| penicillin G procaine suspension | Henry Schein, Inc | 7455874 | |
| phenylbutazone | VetOne Boise, ID | 510226 | |
| Phenylephrine | Sigma Aldrich Inc. | P1240000 | |
| Pivodine Scrub | VetOne | 510094 | Germicidal cleanser |
| PowerLab | ADInstruments | Data acquisition hardware device | |
| Pulse Oximeter | Amazon Inc. | UT100V | |
| Tygon Tubing | Fisher Scientific | ND-100-80 | |
| V-Top Surgical Table | VetLine Veterinary Classic Surgery | TSP-4010 | |
| Wound Clips | Fisher Scientific | 10-001-024 |
References
- Lagercrantz, H., Slotkin, T. A.
- Ronca, A. E., Abel, R. A., Ronan, P. J., Renner, K. J., Alberts, J. R. Effects of labor contractions on catecholamine release and breathing frequency in newborn rats. Behavioral Neuroscience. 120 (6), 1308-1314 (2006).
- Czynski, A., et al. Cerebral autoregulation is minimally influenced by the superior cervical ganglion in two- week-old lambs, and absent in preterm lambs immediately following delivery. PLoS One. 8 (12), e82326 (2013).
- Ballabh, P. Pathogenesis and prevention of intraventricular hemorrhage. Clinics in Perinatology. 41 (1), 47-67 (2014).
- Ballabh, P. Intraventricular hemorrhage in premature infants: Mechanism of disease. Pediatric Research. 67 (1), 1-8 (2010).
- Goyal, R., Goyal, D., Chu, N., Van Wickle, J., Longo, L. Cerebral artery alpha-1 AR subtypes: High altitude long-term acclimatization responses. PLoS One. 9 (11), e112784 (2014).
- Goyal, R., Mittal, A., Chu, N., Zhang, L., Longo, L. D. alpha(1)-Adrenergic receptor subtype function in fetal and adult cerebral arteries. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 298 (1), H1797-H1806 (2010).
- Goyal, D., Goyal, R. Developmental maturation and alpha-1 adrenergic receptors-mediated gene expression changes in ovine middle cerebral arteries. Scientific Reports. 8 (1), 1772 (2018).
- Goyal, R., et al. Maturation and the role of PKC-mediated contractility in ovine cerebral arteries. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 297 (6), H2242-H2252 (2009).
- Gratton, R., Carmichael, L., Homan, J., Richardson, B. Carotid arterial blood flow in the ovine fetus as a continuous measure of cerebral blood flow. Journal of the Society for Gynecologic Investigation. 3 (2), 60-65 (1996).
- Bishai, J. M., Blood, A. B., Hunter, C. J., Longo, L. D., Power, G. G. Fetal lamb cerebral blood flow (CBF) and oxygen tensions during hypoxia: a comparison of laser Doppler and microsphere measurements of CBF. Journal of Physiology. 546, 869-878 (2003).
- Ashwal, S., Dale, P. S., Longo, L. D. Regional cerebral blood flow: studies in the fetal lamb during hypoxia, hypercapnia, acidosis, and hypotension). Pediatric Research. 18 (12), 1309-1316 (1984).
