Summary
Stamcelgebaseerde therapie is naar voren gekomen als een efficiënte strategie om gewonde hartweefsels te herstellen na een myocardinfarct. Wij bieden een optimale in vivo toepassing voor stamceltransplantatie met behulp van gelatinehydrogels die enzymatisch met elkaar verbonden kunnen zijn.
Abstract
Een van de belangrijkste problemen waarmee de huidige hartstamceltherapieën worden geconfronteerd om postinfarct hartfalen te voorkomen, is de lage retentie en overlevingskansen van getransplanteerde cellen in het gewonde myocardium, waardoor hun therapeutische werkzaamheid wordt beperkt. Onlangs heeft het gebruik van steigerbiomaterialen aandacht gekregen voor het verbeteren en maximaliseren van stamceltherapie. Het doel van dit protocol is om een eenvoudige en eenvoudige techniek in te voeren voor het transplanteren van mesenchymale stamcellen (MSC's) met behulp van injecteerbare hydroxyfenylpropionzuur (GH) hydrogels; de hydrogels zijn gunstig als een celafgifteplatform voor hartweefsel engineering toepassingen vanwege hun vermogen om cross-linked in situ en hoge biocompatibiliteit. We presenteren een eenvoudige methode om MSC-loading GH hydrogels (MSC/hydrogels) te fabriceren en hun overleving en proliferatie in driedimensionale (3D) in vitro cultuur te evalueren. Daarnaast demonstreren we een techniek voor intramyocardtransplantatie van MSC/hydrogels bij muizen, waarbij we een chirurgische ingreep beschrijven om myocardinfarct (MI) op te wekken via linker voorste aflopende (LAD) coronaire slagader ligatie en daaropvolgende MSC/hydrogels transplantatie.
Introduction
Cardiale stamceltherapie is ontstaan als een mogelijke benadering voor myocardherstel en regeneratie1,2. Ondanks de recente positieve resultaten in diermodellen en klinische studies, is de toepassing van stamcelgebaseerde therapie voor myocardherstel beperkt als gevolg van lage retentie en slechte overleving van geïnjecteerde cellen in de ingefarcteerde hartweefsels3,4. Als gevolg hiervan is het gebruik van celgebaseerde weefseltechnologie, waaronder injecteerbare biomaterialen5, hartpleisters6en celbladen7, intensief bestudeerd om de celretentie en integratie binnen het gastheer myocardium te verbeteren.
Onder de verschillende mogelijke benaderingen van bio-ingenieur hartweefselherstel zijn injecteerbare hydrogels in combinatie met geschikte celtypen, zoals mesenchymale stamcellen (MSC's), embryonale stamcellen (ECC's) en geïnduceerde pluripotente stamcellen (iPSC's), een aantrekkelijke optie om cellen effectief in myocardiale regio's te leveren8,9. Gelatine, een bekend natuurlijk polymeer, kan worden gebruikt als een injecteerbare matrix vanwege de grote biocompatibiliteit, aanzienlijke biologische afbreekbaarheid en verminderde immunogeniciteit in vergelijking met een breed scala aan biomaterialen die worden gebruikt in biomedische toepassingen. Hoewel gelatine-gebaseerde injecteerbare platforms een groot potentieel hebben, blijft hun toepasbaarheid in vivo beperkt op basis van hun lage mechanische stijfheid en gemakkelijke afbreekbaarheid in de fysiologische omgeving.
Om deze beperkingen te overwinnen, is een nieuw en eenvoudig ontwerp van hydrogels op basis van gelatine, bestaande uit hydroxyfenylpropionzuur, voorgesteld voor in vivo toepassingen. Gelatine-hydroxyfenylpropionzuur (GH) conjugaten kunnen ter plaatse worden gekruist in aanwezigheid van een enzym, mierikswortelperoxidase (HRP), en vervolgens verschillende geneesmiddelen, biomoleculen of cellen in de hydrogel inkapselen, wat wijst op een groot potentieel in weefseltechnologietoepassingen10,11,12,13,14. Daarnaast hebben we onlangs de therapeutische effecten onderzocht van GH-hydrogels die ingekapselde MSC's bevatten en hebben we aangetoond dat ze worden gebruikt bij succesvol hartherstel en regeneratie na MI in een murine model15. In dit protocol beschrijven we een eenvoudige techniek voor de inkapseling en in vitro driedimensionale (3D) proliferatie van MSC's binnen GH-hydrogels. We introduceren ook een chirurgische procedure die is ontworpen om een murine MI-model te genereren via coronaire slagader ligatie en intramyocardtransplantatie van MSC-ladende GH-hydrogels in het ingefarct hart.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle dieronderzoeksprocedures werden verstrekt in overeenstemming met de Wet welzijn proefdieren, de Gids voor de verzorging en het gebruik van proefdieren en de richtlijnen en beleidsregels voor knaagdierexperimenten die werden verstrekt door de Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van de School of Medicine van de Katholieke Universiteit van Korea.
1. Bereiding van MSC's en injecteerbare gelatinehydrogels
- Kweek MSC 's in een kweekschaal van 100 mm bij 37 °C en 5% CO2. Wanneer de groei van de MSC's 80% samenvloeiing bereikt, wast u de schaal tweemaal met DPBS en voegt u 1 ml trypsinevervanger toe bij 37 °C gedurende 3 minuten.
OPMERKING: MSC's werden geïsoleerd uit murine beenmerg na conventionele procedures16, gekweekt in Dulbecco's Modified Eagle's Medium (DMEM) met 10% foetaal runderserum (FBS) en 1% antibioticum−antimycotische oplossing, en gebruikt tussen passage 7\u20129 voor deze studie. - Voeg 9 ml kweekmedium toe en centrifugeer gedurende 3 minuten op 500 x g. Gooi vervolgens het resulterende supernatant weg, resuspendeer de cellen in 1 ml PBS en behoud de celsuspensie op ijs.
- Verdun 10 μL celsuspensie met 10 μL Trypan blauw en verkrijg de celconcentratie met behulp van een geautomatiseerde celteller.
- Resuspend en breng MSC's over naar een buis van 1 ml met een dichtheid van 1 x 107 cellen/ml.
- Bereid een 6,25 wt% GH-conjugaatoplossing in PBS en scheid in 2 flacons. Meng vervolgens de GH-oplossingen met 6 μg/ml HRP (GH-oplossing A) of 0,07 wt% van H2O2 (GH-oplossing B).
OPMERKING: Bereid gelatine-hydroxyfenylpropionzuur (GH) conjugaten volgens gepubliceerde protocollen12,15.- Houd een 9:1 volumetrische verhouding van GH-geconjugeerde oplossing voor HRP (GH-oplossing A) en GH-geconjugeerde oplossing tot respectievelijk H2O2 (GH-oplossing B).
- Voordat u de MSC's mengt met GH-oplossing A, centrifugeert u de celsuspensie kort op 1.000 x g en aspireer u voorzichtig de resulterende supernatant. Meng vervolgens de pellet met MSC's met GH-oplossing A.
2. In situ MSC-laden en driedimensionale in vitro kweek
- Laad GH-oplossing A (met MSC's) en GH-oplossing B in beide zijden van een dubbele spuit. Plaat 300 μL van de gecombineerde GH-oplossingen met MSC's bij een uiteindelijke dichtheid van 5 x 106 cellen/ml op een achtputtenkamerschuif.
- Voeg na in situ hydrogelvorming en daaropvolgende MSC-inkapseling via enzymatische cross-linking 700 μL DMEM toe dat 10% FBS en 1% antibioticum-antimycotische oplossing bevat.
- Incubeer de dia bij 37 °C en 5% CO2 en vervang het kweekmedium elke 2\u20123 dagen.
3. Bevestiging van in vitro proliferatie en overleving van MSC's binnen GH-hydrogels
- Om de levensvatbaarheid van 3D-gekweekte MSC's in GH-hydrogels te bepalen, gebruikt u een levende/dode celkleuringstest na de vooraf bepaalde incubatietijd.
- Na incubatie van de ingekapselde MSC's in GH-hydrogels gedurende 3, 5, 7 of 14 dagen, aspireer het medium en was de put tweemaal met PBS.
- Bereid een kleuroplossing voor die 5 μL calceïne AM en 20 μL ethidiumhomodimeer-1 (EthD-1) bevat in 10 ml DPBS.
- Voeg 200 μL van de kleuringsoplossing toe aan de put en incubeer gedurende 30 minuten in het donker bij kamertemperatuur.
- Aspirateer de kleuroplossing en was de put twee keer met PBS.
- Scheid de kamer voorzichtig van de glijbaan en plaats een volledige afdeklip over de GH-hydrogels. Gebruik een confocale microscopie om de mate van proliferatie en morfologische veranderingen van de ingekapselde MSC's te visualiseren.
OPMERKING: Fluorescerende beelden werden verkregen onder een vergroting van 200x en in beeld gesteld op de excitatie/emissiegolflengten van 470/540 nm voor calceïne en 516/607 nm voor EthD-1.
4. Inductie van myocardinfarct bij muizen
- Verdoof 7 weken oude mannelijke C57BL/6 muizen (20\u201222 g) met intraperitoneale injectie van een mengsel van Zoletil (30 mg/kg) en Rompun (10 mg/kg) in zoutoplossing.
- Ontharingscrème en steriliseer de huid vóór de operatie met jodium.
- Plaats de muis op een operatietafel en intubeer door een katheter in de luchtpijp te steken om extra zuurstof te leveren via mechanische ventilatie.
- Snijd voorzichtig door de huid met een chirurgische schaar en penetreer vervolgens de intercostale spieren door een microschaar. Scheid de 2e en 3e linkerribbetjes met behulp van een 5-0 zijden hechting om een open borstholte te behouden.
- Ligate voorzichtig de linker voorste aflopende (LAD) kransslagader met behulp van een naaldhouder met een 8-0 polypropyleen hechtdraad en snijd de hechtdraad met behulp van elektrocautery.
- Let op een onmiddellijke kleurverandering in de linkerventrikelwand.
5. Intramyocardtransplantatie van MSC-loading GH hydrogels
- Na het induceren van het myocardinfarct door LAD ligatie, injecteert u 10 μL MSC-ladende GH-oplossingen in twee verschillende punten in de infarctgrenszone (totaal: 2 x 105 MSC's/20 μL) met behulp van een dubbele spuit uitgerust met een 26G-naald.
- Volgens dezelfde procedure die in stap 1 wordt beschreven, bereidt u GH-oplossingen voor en brengt u deze over in een dubbele spuit.
OPMERKING: Om de engraftment van MSC-ladende GH-hydrogels in het infarcted gebied te beoordelen, werden MSC's en GH-conjugaten vooraf geëtiketteerd met respectievelijk PHK26 en fluoresceïne-isothiocyanaat (FITC).
- Volgens dezelfde procedure die in stap 1 wordt beschreven, bereidt u GH-oplossingen voor en brengt u deze over in een dubbele spuit.
- Herstel de geopende borstholte en sluit de spieren en huid met behulp van 5-0 hechtingen.
OPMERKING: Verwijder de lucht vóór het sluiten van de borstkas met een katheterspuit. - Verwijder de luchtpijp en plaats de muis tijdens het herstel in een kooi onder een infraroodlamp.
- Voor postoperatieve analgesie dient u subcutane Ketoprofen-injecties (5 mg/kg per dag) toe gedurende ten minste 72 uur. Alle muizen moeten op de juiste tijd nauwlettend worden gecontroleerd om een goed herstel na chirurgische ingrepen en een adequate pijnbehandeling te garanderen.
6. Echocardiografie
- Vier weken na transplantatie, verdoof de muis in eerste instantie met 5% isofluraan en pas vervolgens de isofluraanconcentratie aan tot 1%.
- Ontharingscrème en plaats de muis op een verwarmingskussen. Breng ultrasone transducergel aan op de borst.
- Verkrijg tweedimensionale parasternale korte asweergaven en noteer M-mode tracings op het niveau van de papillaire spier.
OPMERKING: Plaats een lineaire arraytransducer (7\u201215 MHz) in de linker parasternale lijn en bekijk de anatomische structuren. - Meet overeenkomstige lijnen voor LVAW, LVID en LVPW om hartwanddikte, kamerdimensie en fractionele verkorting te verkrijgen.
OPMERKING: Vergelijk de hartfunctie inclusief de ejectiefractie (EF), fractionele verkorting (FS) en het eindstolische volume (ESV) ter hoogte van de papillaire spier om een goede beoordeling op dezelfde anatomische locatie te garanderen.
7. Histologische evaluatie
- Op het vooraf bepaalde tijdstip na transplantatie van MSC-ladende GH-hydrogels in het ingefarct hart, euthanaseer de muis in een CO2-kamer en verzamel het hart voor histologische analyse15.
- Voor hematoxyline en eosine (H&E) en Masson's trichrome (MT) kleuring, fixeer de ontleede hartweefsels in 4% paraformaldehyde (PFA) en embed in paraffine. Snijd vervolgens paraffine-ingebedde hartblokken in seriële secties van 4 μm met behulp van een microtoma en bevlek de secties met MT-vlek volgens standaardprotocollen17.
- Verkrijg afbeeldingen op een diascanner met een vergroting van 20x en bereken de infarctgrootte van de behandelingsgroepen.
Infarctgrootte (%) = totale infarctomtrek / totale LV-omtrek x 100 - Bereken beide omtrek door middellijnlengtemeting. Meet voor LV-middellijnomtrek de lengtes van de middellijn tussen de endocard- en epicardiale oppervlakken. Meet voor middellijns infarctomtrek de lengte van het infarct, met inbegrip van meer dan 50 % van de gehele dikte van myocardium18.
OPMERKING: Alle beeldanalyses zijn uitgevoerd met behulp van ImageJ-software. - Meet de wanddikte van het litteken op papillaire spierniveaus.
- Bereken de fractie van het collageengebied.
Collageengebied (%) = totale oppervlakte interstitiële fibrose/myocytengebied x 100
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Om MSC's effectief aan het infarct myocardium te leveren, werden in dit protocol MSC-loading in situ cross-linkable hydrogels gebruikt die in figuur 1 worden beschreven. Voorafgaand aan in vivo transplantatie werden de proliferatie en overleving van MSC's in GH-hydrogels bevestigd door een 3D in vitro live/dead cell staining assay (levend: groen; dood: rood). Zoals blijkt uit figuur 2,vertoonden representatieve beelden voldoende proliferatie van MSC's, met vertakte netwerken binnen GH-hydrogels. Bovendien werd op dag 14 duidelijk een uitgebreide meercellige 3D-structuur van MSC's waargenomen, wat erop wijst dat GH-hydrogels een goed micromilieu voor de ingekapselde cellen konden bieden.
Na de inductie van MI via LAD-ligatie werden MSC-ladende GH-hydrogels intramyocardiaal getransplanteerd in peri-infarctgebieden (figuur 3A). Zoals blijkt uit figuur 3B, werden de MSC's en gel op passende wijze in het infarctgebied gehandhaafd. MSC's, bevlekt met PHK26 (rood), waren goed geïntegreerd in GH-hydrogels, bevlekt met FITC (groen), met succesvolle engraftment en retentie in de infarcted harten voor in vivo toepassing.
Om de therapeutische effecten van MSC-ladende GH-hydrogels in een murine MI-model te verifiëren, werden de veranderingen in hartfunctie en structuur geëvalueerd door echocardiografie en histologische analyse op dag 28 na transplantatie en vergeleken tussen de verschillende behandelingsgroepen. De representatieve echocardiografie vertoonde verbeterde hartfuncties, waaronder FS, EF en ESV, in de met MSC/gel behandelde groep in vergelijking met de andere groepen (figuur 4). Bovendien vertoonde histologische analyse minder fibrose, dikkere infarctwanden en een kleinere infarctgrootte in de met MSC/gel behandelde groep dan in de andere groepen, wat erop wijst dat dit protocol gunstige effecten heeft bijgedragen door de LV-remodellering aanzienlijk te dempen (figuur 5).
Figuur 1: Schema van het proces voor het verbeteren van stamcelretentie en engraftment met behulp van injecteerbare hydrogels. In situ cross-linkable GH hydrogels met beenmerg-afgeleide MSC's werden bereid en getransplanteerd door intramyocardinjectie in het ingefarcteerde hart. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: In vitro 3D MSC proliferatie binnen GH hydrogels. Representatieve beelden van levende (groene)/dode (rode) MSC's verkregen via een confocale microscopie na levend/dode celkleuring na 3, 5, 7 en 14 dagen incubatie (200x vergroting; schaal = 100 μm). De beelden en video werden gedeeltelijk aangepast met toestemming van Kim et al.15. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: In vivo transplantatie van MSC/Hydrogels. (A) Een schematisch diagram met intramyocardtransplantatie na de inductie van MI. (B) Representatieve afbeeldingen van getransplanteerde MSC's en GH-hydrogels met respectievelijk PKH26 (rood) en FITC (groen). Muizen werden geofferd na 1, 3, 5 of 7 dagen transplantatie en hun hart werd vervolgens verwijderd om de mate van MSC- en GH-hydrogel-engraftment te beoordelen. De verwijderde harten waren cryo-vast, voorbereid in seriële secties, en in beeld gebracht via een confocale microcopie (200x vergroting; schaal = 100 μm). De beelden werden gedeeltelijk aangepast met toestemming van Kim et al.15. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 4: Verbetering van de hartfunctie na MSC/Hydrogels transplantatie. (A) Representatieve video van echocardiografie. (B) Representatieve korte as M-modus afbeelding met metingen, met inbegrip van linker ventriculaire voorwanddikte in diastole (LVAWd) en systole (LVAWs), interne diameter in diastole (LVIDd) en systole (LVIDs), en posterieure wanddikte in diastole (LVPWd) en systole (LVPWs). (C\u2012E) Functionele verbeteringen in de ejectiefractie (EF), fractionele verkorting (FS) en eindsystolisch volume (ESV) na 28 dagen transplantatie van alle behandelingsgroepen. De gegevens werden weergegeven als gemiddelde ± standaarddeviatie (*p < 0,05, **p < 0,001, ***p < 0,0001; n = 9\u201212 per groep). De video's en resultaten werden gedeeltelijk aangepast met toestemming van Kim et al.15. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 5: Verbeteringen in de hartstructuur na MSC/Hydrogels transplantatie. (A) Representatieve beelden van histologische evaluatie. (B\u2012D) Structurele verbeteringen werden waargenomen in de grootte van het infarct, samen met minder infarcted wall thinning en fibrose. Schaal = 1 mm. Gegevens worden weergegeven als de gemiddelde ± standaarddeviatie (*p < 0,05, **p < 0,001, ***p < 0,0001; n = 4\u20127 per groep). De beelden en resultaten werden gedeeltelijk aangepast met toestemming van Kim et al.15. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Injecteerbare GH hydrogels hebben een groot potentieel voor in vivo toepassingen vanwege hun vermogen om verschillende therapeutische middelen homogeen in situ op te nemen. Bovendien kunnen hun fysische en biochemische eigenschappen gemakkelijk worden gemanipuleerd op basis van ziekteafhankelijke vereisten. In dit verband zijn injecteerbare hydrogels voorgesteld om de belangrijkste beperkingen in de huidige hartstamceltherapie aan te pakken die worden belemmerd door een slechte overleving en celretentie (d.w.z. < 10% binnen 24 uur na transplantatie) in het gewonde hart19,20. Om dit slechte resultaat te overwinnen, biedt het hierin beschreven protocol een eenvoudige en haalbare methode om celretentie en overleving te verbeteren met behulp van GH-hydrogels die ter plaatse kunnen worden gekruist na myocardtransplantatie, die gunstige effecten hebben aangetoond op de hartstructuur en -functie in een murine MI-model.
Het belangrijkste voordeel van deze techniek is de brede in vivo toepasbaarheid met elk type cel en biomolecule, die kan worden geladen door eenvoudigweg te mengen met de pregel GH-oplossing voorafgaand aan de injectie. Bovendien kan een eenvoudige etiketteringsbenadering van de GH-geconjugeerden en/of ingekapselde biomoleculen worden aangepast om veranderingen in hun in vivo stabiliteit, hostintegratie en resorptiekinetiek te volgen. Voor onze kennis was het gebruik van injecteerbare hydrogels op basis van gelatine in combinatie met therapeutische stamcellen de eerste die het herstellende potentieel van hartweefsel in vitro en in vivo15valideerde.
In de huidige fase van dit onderzoek werden GH-hydrogels die zijn geladen met MSC's, geïnjecteerd en cross-linked in situ gebruikt als een proof of concept om hun toepasbaarheid in een murine MI-model te beoordelen. Hoewel deze methode de MSC-engraftment en -retentie in de getransplanteerde hartweefsels lijkt te verbeteren, moeten de gedetailleerde omstandigheden tijdens de injectie worden overwogen voor het optimaliseren van de therapeutische werkzaamheid, zoals de locatie van de injectieplaats (d.w.z. peri-infarctzone of infarctzone), volume en aantal injecties en stijfheid van de hydrogel (d.w.z. moeilijk te injecteren of gemakkelijk te lekken).
Tot slot hebben we een protocol aangetoond voor een representatief murine MI-model door LAD ligatie en een praktische methode voor intramyocardtransplantatie van stamcellen met behulp van in situ gekruiste hydrogels om de retentie en engraftment van getransplanteerde MSC's te verbeteren. Deze technieken bieden een effectieve methode voor intramyocardtransplantatie van MSC-ladende injecteerbare hydrogels en benadrukken hun grote potentieel voor toepassing bij grote dieren en klinische vertaling.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben geen belangenconflicten om met dit werk te verklaren.
Acknowledgments
Dit onderzoek wordt ondersteund door het Basic Science Research Program via de National Research Foundation of Korea (NRF) gefinancierd door het Ministerie van Onderwijs (NRF-2018R1D1A1A02049346)
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 4 % paraformaldehyde (PFA) | Intron | IBS-BP031-2 | |
| 5-0 silk suture | AILEE | SK534 | |
| 8-0 polypropylene suture | ETHICON | M8732H | |
| 8-well chamber slide | Nunc LAB-TEK | 154534 | |
| Angiocath Plus (22GA) catheter | BD Angiocath Plus | REF382423 | |
| Antibiotic-antimyocotic | Gibco | 15240-062 | |
| Centrifuge | GYROGEN | 1582MGR | |
| Confocal microscope | Zeiss | LSM 510 | |
| Cover slipe | MARIENFELD | 101242 | |
| Deluxe High Temperature Cautery kit | Bovie | QTY1 | |
| DMEM | Gibco | 11995-065 | |
| DPBS | Gibco | 14040-133 | |
| Dual-syringe | |||
| EOSIN | SIGMA-ALDRICH | HT110116 | |
| Ethanol | EMSURE | K49350783 739 | |
| FBS | Gibco | 16000-044 | |
| Fechtner conjunctiva forceps titanium | WORLD PRECISISON INSTRUMENTS | WP1820 | |
| Fluorescein isothiocyanate isomer I (FITC) | SIGMA-ALDRICH | F7250 | |
| Forcep | HEBU | HB0458 | |
| Hair removal cream | Ildong Pharmaceutical | ||
| Heating pad | Stoelting | 50300 | Homeothermic Blanket System |
| 50301 | Replacement Heating Pad for 50300 (10 X 12.5cm) | ||
| Hematoxylin | SIGMA-ALDRICH | HHS80 | |
| Horseradish peroxide (HRP; 250-330 U/mg) | SIGMA-ALDRICH | P8375 | |
| Hydrogen peroxide (H2O2; 30 wt % in H2O) | SIGMA-ALDRICH | 216763 | |
| Iodine | Green Pharmaceutical | ||
| LIVE/DEAD cell staining kit | Thermo Fisher | R37601 | |
| Mechanical ventilator | Harvard Apparatus | ||
| Micro centrifuge | HANIL | Micro 12 | |
| Micro needle holder | KASCO | 37-1452 | |
| Micro scissor | HEBU | HB7381 | |
| Microscope | OLYMPUS | SZ61 | |
| MT staining kit | SIGMA-ALDRICH | HT1079-1SET | Weigert’s iron hematoxylin solution |
| HT15-1KT | Trichrome Stain (Masson) Kit | ||
| Paraffin | LK LABKOREA | H06-660-107 | |
| PBS buffer | Gibco | 10010-023 | |
| PHK26 staining kit | SIGMA-ALDRICH | MINI26 | |
| Slide scanner | Leica | SCN400 | |
| Surgical scissor | HEBU | HB7454 | |
| Surgical tape | 3M micopore | 1530-1 | |
| Tissue cassette | Scilab Korea | Cas3003 | |
| Transducer gel | SUNGHEUNG | SH102 | |
| Trout-Barraquer needle holder curved | KASCO | 50-3710c | |
| Ultrasound system | Philips | Affiniti 50 | |
| Xylene | JUNSEI | 25175-0430 |
References
- Jhund, P. S., McMurray, J. J. Heart failure after acute myocardial infarction: a lost battle in the war on heart failure. Circulation. 118 (20), 2019-2021 (2008).
- Cahill, T. J., Kharbanda, R. K. Heart failure after myocardial infarction in the era of primary percutaneous coronary intervention: Mechanisms, incidence and identification of patients at risk. World Journal of Cardiology. 9 (5), 407-415 (2017).
- Cambria, E., et al. Translational cardiac stem cell therapy: advancing from first-generation to next-generation cell types. npj Regenerative Medicine. 2, 17 (2017).
- Lemcke, H., Voronina, N., Steinhoff, G., David, R. Recent Progress in Stem Cell Modification for Cardiac Regeneration. Stem Cells International. 2018, 1909346 (2018).
- Alagarsamy, K. N., Yan, W., Srivastava, A., Desiderio, V., Dhingra, S. Application of injectable hydrogels for cardiac stem cell therapy and tissue engineering. Reviews in Cardiovascular Medicine. 20 (4), 221-230 (2019).
- Gaetani, R., et al. Epicardial application of cardiac progenitor cells in a 3D-printed gelatin/hyaluronic acid patch preserves cardiac function after myocardial infarction. Biomaterials. 61, 339-348 (2015).
- Gao, L., et al. Myocardial Tissue Engineering With Cells Derived From Human-Induced Pluripotent Stem Cells and a Native-Like, High-Resolution, 3-Dimensionally Printed Scaffold. Circualtion Research. 120 (8), 1318-1325 (2017).
- Hasan, A., et al. Injectable Hydrogels for Cardiac Tissue Repair after Myocardial Infarction. Advanced Science. 2 (11), 1500122 (2015).
- Wu, R., Hu, X., Wang, J. Concise Review: Optimized Strategies for Stem Cell-Based Therapy in Myocardial Repair: Clinical Translatability and Potential Limitation. Stem Cells. 36 (4), 482-500 (2018).
- Lee, Y., et al. In situ forming gelatin-based tissue adhesives and their phenolic content-driven properties. Journal of Materials Chemistry B. 1 (18), 2407-2414 (2013).
- Lee, Y., Bae, J. W., Lee, J. W., Suh, W., Park, K. D. Enzyme-catalyzed in situ forming gelatin hydrogels as bioactive wound dressings: effects of fibroblast delivery on wound healing efficacy. Journal of Materials Chemistry B. 2 (44), 7712-7718 (2014).
- Lee, S. H., et al. In situ Crosslinkable Gelatin Hydrogels for Vasculogenic Induction and Delivery of Mesenchymal Stem Cells. Advanced Functional Materials. 24 (43), 6771-6781 (2014).
- Jung, B. K., et al. A hydrogel matrix prolongs persistence and promotes specific localization of an oncolytic adenovirus in a tumor by restricting nonspecific shedding and an antiviral immune response. Biomaterials. 147, 26-38 (2017).
- Kim, G., et al. Tonsil-derived mesenchymal stem cell-embedded in situ crosslinkable gelatin hydrogel therapy recovers postmenopausal osteoporosis through bone regeneration. PLoS One. 13 (7), 0200111 (2018).
- Kim, C. W., et al. MSC-Encapsulating in situ Cross-Linkable Gelatin Hydrogels To Promote Myocardial Repair. ACS Applied Bio Materials. 3 (3), 1646-1655 (2020).
- Meirelles Lda, S., Nardi, N. B. Murine marrow-derived mesenchymal stem cell: isolation, in vitro expansion, and characterization. Br J Haematol. 123 (4), 702-711 (2003).
- Ojha, N., et al. Characterization of the structural and functional changes in the myocardium following focal ischemia-reperfusion injury. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 294 (6), 2435-2443 (2008).
- Takagawa, J., et al. Myocardial infarct size measurement in the mouse chronic infarction model: comparison of area- and length-based approaches. Journal of Applied Physiology. 102 (6), 2104-2111 (2007).
- Terrovitis, J., et al. Noninvasive Quantification and Optimization of Acute Cell Retention by In vivo Positron Emission Tomography After Intramyocardial Cardiac-Derived Stem Cell Delivery. Journal of the American College of Cardiology. 54 (17), 1619-1626 (2009).
- Dib, N., Khawaja, H., Varner, S., McCarthy, M., Campbell, A. Cell Therapy for Cardiovascular Disease: A Comparison of Methods of Delivery. Journal of Cardiovascular Translational Research. 4 (2), 177-181 (2011).
