Summary
Терапия на основе стволовых клеток стала эффективной стратегией восстановления поврежденных сердечных тканей после инфаркта миокарда. Мы обеспечиваем оптимальное применение in vivo для трансплантации стволовых клеток с использованием желатиновых гидрогелей, которые могут быть энзиматично взаимосвязаны.
Abstract
Одной из основных проблем, стоящих перед текущей сердечной терапии стволовыми клетками для предотвращения постинфарктной сердечной недостаточности является низкая задержка и выживаемость пересаженных клеток в рамках травмированного миокарда, ограничивая их терапевтическую эффективность. В последнее время использование строительных биоматериалов привлекло внимание к улучшению и максимизации терапии стволовыми клетками. Цель этого протокола заключается в внедрении простого и простого метода трансплантации мезенхимальных стволовых клеток костного мозга (MSCs) с использованием инъекционных гидроксифенилпионовой кислоты (GH) гидрогелов; гидрогели являются благоприятными в качестве платформы доставки клеток для сердечной ткани инженерных приложений из-за их способности быть взаимосвязаны на месте и высокой биосовместимости. Мы представляем простой метод для изготовления MSC-загрузки гидрогели GH (MSC/гидрогели) и оценки их выживания и распространения в трехмерной (3D) культуре in vitro. Кроме того, мы демонстрируем методику внутримиокардной трансплантации MSC/гидрогели у мышей, описывающую хирургическую процедуру для индуцирования инфаркта миокарда (МИ) через перевязку коронарной артерии левой передней части (LAD) и последующую трансплантацию MSC/hydrogels.
Introduction
Терапия стволовыми клетками сердца стала потенциальным подходом к ремонту и регенерации миокарда1,2. Несмотря на недавние положительные результаты в животных моделях и клинических испытаниях, применение терапии на основе стволовых клеток для восстановления миокарда ограничено из-за низкого удержания и плохого выживания инъекционных клеток в инфарктных тканяхсердца 3,4. В результате, использование клеточной инженерии тканей, в том числе инъекционныхбиоматериалов 5,сердечные пятна 6, иклеточные листы 7, был интенсивно изучен для улучшения удержания клеток и интеграции в принимающей миокарда.
Среди различных потенциальных подходов к биоинженерной сердечной ткани ремонт, инъекционные гидрогели в сочетании с соответствующими типами клеток, таких как мезенхимальные стволовые клетки (MSCs), эмбриональных стволовых клеток (ESCs), и индуцированных плюрипотентных стволовых клеток (iPSCs), являются привлекательным вариантом для эффективной доставки клеток в миокардарегионах 8,9. Gelatin, известный натуральный полимер, может быть использован в качестве инъекционной матрицы из-за его большой биосовместимости, значительной биоразлагаемости и снижения иммуногенности по сравнению с широким спектром биоматериалов, используемых в биомедицинских приложениях. Хотя инъекционные платформы на основе желатина имеют большой потенциал, их применимость in vivo остается ограниченной в зависимости от их низкой механической жесткости и легкой деградируемости в физиологической среде.
Для преодоления этих ограничений для применения in vivo была предложена новая и простая конструкция гидрогеля на основе желатина, состоящего из гидроксифенил-пропионовой кислоты. Конъюгирует желатин-гидроксифенил пропионовая кислота (GH) может быть взаимосвязана на месте в присутствии фермента, пероксидазы хрена (HRP), а затем инкапсулировать различные препараты, биомолекулы, или клетки в гидрогеле, предлагая большой потенциал вобласти тканевой инженерии приложений 10,11,12,13,14. Кроме того, мы недавно исследовали терапевтические эффекты гидрогели GH, содержащие инкапсулированные MSCs и продемонстрировали их использование в успешном ремонте сердца и регенерации после MI в моделиmurine 15. В этом протоколе мы описываем простой метод инкапсуляции и трехмерного (3D) распространения ПМС в гидрогелях GH. Мы также вводим хирургическую процедуру, предназначенную для генерации модели murine MI с помощью перевязки коронарных артерий и внутримиокардной трансплантации гидрогеля MSC-загрузки GH в инфарктное сердце.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все процедуры исследования животных были предоставлены в соответствии с Законом о защите лабораторных животных, Руководством по уходу и использованию лабораторных животных и Руководящими принципами и политикой экспериментов на грызунах, предоставленными Комитетом по институциональному уходу за животными и использованию (IACUC) в Медицинской школе Католического университета Кореи.
1. Подготовка MSCs и инъекционных гидрогелей желатина
- Культура MSCs в 100 мм культуры блюдо при 37 градусов по Цельсию и 5% CO2. Когда рост MSCs достигает 80% слияния, мыть блюдо дважды с DPBS и добавить 1 мл трипсина-заменителя при 37 градусов по Цельсию в течение 3 мин.
ПРИМЕЧАНИЕ: MSCs были изолированы от мурин костногомозга после обычных процедур 16, культурных в Dulbecco в модифицированных Eagle's Medium (DMEM), содержащий 10% плода бычьей сыворотки (FBS) и 1% антибиотика антимикотического раствора, и используется между проходом 7'u20129 для этого исследования. - Добавьте 9 мл среды культуры и центрифугу при 500 x g в течение 3 мин. Затем отбросьте полученный супернатант, повторно помеская клетки в 1 мл PBS, и поддерживайте подвеску клетки на льду.
- Разбавить 10 МКЛ клеточной подвески с 10 МКЛ трипан синий и получить концентрацию клеток с помощью автоматизированного счетчика клеток.
- Повторное приостановление и передача MSCs в 1 мл трубки при плотности 1 х 107 клеток / мл.
- Подготовьте 6,25 wt% GH конъюгированных растворов в PBS и разделите на 2 флакона. Далее смешайте решения GH либо с 6 мкг/мл HRP (GH-решение A), либо с 0,07 вт% H2O2 (GH-решение B).
ПРИМЕЧАНИЕ: Подготовка желатин-гидроксифенил пропионовая кислота (GH) конъюгации в соответствиис опубликованными протоколами 12,15.- Держите 9:1 объемное соотношение GH конъюгированных решение HRP (GH решение A) и GH конъюгации решение H2O2 (GH решение B), соответственно.
- Перед смешиванием MSCs с раствором GH A, кратко центрифуга клеточной подвески на 1000 х г и тщательно аспирировать в результате supernatant. Впоследствии смешайте гранулы, содержащие MSCs, с решением A.
2. На месте MSC-загрузка и трехмерная культура in vitro
- Загрузите GH-решение A (содержащее MSC) и GH-решение B в обе стороны двойного шприца. Плита 300 МКЛ комбинированных решений GH с MSCs при конечной плотности 5 х 106 ячеек/мл на восьми-хорошо камерный слайд.
- После формирования гидрогеля на месте и последующей инкапсуляции MSC с помощью энзиматических перекрестных ссылок добавьте 700 МЛ DMEM, содержащий 10% FBS и 1% антибиотико-антимикотический раствор.
- Инкубировать слайд при 37 градусов по Цельсию и 5% CO2 и заменить культуру среды каждые 2'u20123 дней.
3. Подтверждение пролиферации in vitro и выживания MSCs в гидрогелях GH
- Чтобы определить жизнеспособность 3D культурных MSCs в гидрогели GH, используйте живой / мертвой клетки окрашивания анализ после предопределенного времени инкубации.
- После инкубации инкапсулированных MSCs в гидрогелях GH в течение 3, 5, 7 или 14 дней, аспирировать средний и мыть хорошо дважды с PBS.
- Подготовь окрашивающий раствор, содержащий 5 МКЛ кальцеина AM и 20 МКЛ этидийного гомодимера-1 (EthD-1) в 10 мл DPBS.
- Добавьте 200 МКЛ раствора окрашивания в колодец и инкубировать в течение 30 минут в темноте при комнатной температуре.
- Аспирировать окрашивание раствор и мыть хорошо дважды с PBS.
- Аккуратно отделяйте камеру от горки и поместите полную крышку над гидрогелями GH. Используйте конфокаленную микроскопию для визуализации степени пролиферации и морфологических изменений инкапсулированных MSC.
ПРИМЕЧАНИЕ: Флуоресцентные изображения были приобретены под 200x увеличение и изображены на возбуждение / выброс длин волн 470/540 нм для кальцина и 516/607 нм для EthD-1.
4. Индукция инфаркта миокарда у мышей
- Обезболить 7-недельного самца C57BL/6 мышей (20-201222 г) с внутриперитонеальной инъекцией смеси золетил (30 мг/кг) и Ромпуна (10 мг/кг) в солевом растворе.
- Перед операцией, depilate груди мыши с помощью крема для удаления волос и стерилизовать кожу с йодом.
- Поместите мышь на операционный стол и используйте, вставив катетер в трахею, чтобы обеспечить дополнительный кислород через механическую вентиляцию.
- Аккуратно прорезать кожу хирургическими ножницами, а затем проникнуть в межреберные мышцы микро ножницами. Отделяйте 2-е и 3-е левые ребра, используя 5-0 шелковый шов для поддержания открытой грудной полости.
- Тщательно ligate левой передней нисходящей (LAD) коронарной артерии с помощью держателя иглы с 8-0 полипропиленовый шов и вырезать шов с помощью электрокаутерии.
- Наблюдайте немедленное изменение цвета в передней левой желудочковой стенке.
5. Интрамиокарда трансплантации MSC-загрузки GH гидрогели
- После индуцирования инфаркта миокарда по перевязки LAD, ввимите 10 МКЛ растворов MSC-загрузки GH в две разные точки в зоне пересечения границы (всего: 2 x 105 MSCs/20 L) с помощью двойного шприца, оснащенного иглой 26G.
- Следуя той же процедуре, описанной в шаге 1, подготовьте и перенесите решения MSC-loading GH в двойной шприц.
ПРИМЕЧАНИЕ: Для оценки engraftment MSC-загрузки ГХ гидрогели в пределах infarcted области, MSCs и GH конъюгации были предварительно помечены PHK26 и фторсейна изотиоцианат (FITC), соответственно.
- Следуя той же процедуре, описанной в шаге 1, подготовьте и перенесите решения MSC-loading GH в двойной шприц.
- Восстановить открытую полость грудной клетки и закрыть мышцы и кожу с помощью 5-0 швов.
ПРИМЕЧАНИЕ: Перед закрытием грудной клетки удалите воздух с помощью катетерного шприца. - Удалите трахею трубки и поместите мышь в клетку под инфракрасной лампой во время восстановления.
- При послеоперационной анальгезии вводят подкожные инъекции кетопрофена (5 мг/кг в день) не менее 72 ч. Все мыши должны быть тщательно проверены в течение соответствующего времени, чтобы обеспечить надлежащее восстановление после хирургических процедур, а также адекватное лечение боли.
6. Эхокардиография
- Через четыре недели после трансплантации, первоначально анестезировать мышь с 5% изофлюран, а затем настроить концентрацию изофлюрана до 1%.
- Депилировать грудь с помощью крема для удаления волос и поместить мышь на грелку. Нанесите ультразвуковой трансдуцерный гель на грудную клетку.
- Приобретайте двухмерные парастеральные короткие виды оси и записыв трассировки M-режима на уровне папиллярной мышцы.
ПРИМЕЧАНИЕ: Поместите линейный предуцер массива (7'u201215 МГц) в левой парастральной линии и просмотрите анатомические структуры. - Измерьте соответствующие линии для LVAW, LVID и LVPW, чтобы получить толщину сердечной стенки, размер камеры и дробное сокращение.
ПРИМЕЧАНИЕ: Сравните сердечную функцию, включая фракцию выброса (EF), дробное сокращение (FS) и энд-систолический объем (ESV) на уровне папиллярной мышцы, чтобы обеспечить надлежащую оценку в том же анатомичном месте.
7. Гистологическая оценка
- В заранее определенное время после трансплантации MSC-загрузки ГХ гидрогели в infarcted сердце, усытворить мышь в камере CO2 и собрать сердце для гистологического анализа15.
- Для окрашивания гематоксилина и эозин (Н И Е) и трихрома Массона (МТ) зафиксировать расчлененные ткани сердца в 4% параформальдегиде (PFA) и встроить в парафин. Далее, вырезать парафин встроенных блоков сердца на 4 мкм серийных разделов с помощью микротомы и пятно разделов с пятном МТ в соответствии со стандартнымипротоколами 17.
- Приобретайте изображения на сканере слайдов при 20-м увеличении и вычисляйте размер инфаркта групп лечения.
Размер инфаркта (%) - общая окружность инфаркта / общая окружность LV x 100 - Рассчитайте оба окружности путем измерения средней линии длины. Для LV средней окружности, измерить центральную длину между эндокарда и эпикардиальных поверхностей. Для средней линии инфаркта, измерить длину инфаркта, включая более 50% от всей толщины миокарда18.
ПРИМЕЧАНИЕ: Все анализы изображений были проведены с использованием программного обеспечения ImageJ. - Измерьте толщину стенки шрама на уровнях сосоляных мышц.
- Рассчитайте фракцию коллагеновой области.
Область коллагена (%) - общая площадь интерстициального фиброза/миоцитов x 100
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Для эффективной доставки MSC к инфаркту миокарда в этом протоколе использовались кросс-связуемые гидрогели MSC-загрузки на месте. До трансплантации in vivo, распространение и выживание MSCs в гидрогелях GH были подтверждены 3D in vitro живой /мертвой клетки окрашивания анализа (живой: зеленый; мертвый: красный). Как показано на рисунке 2, репрезентативные изображения выставлены достаточное распространение MSCs, показывая разветвленные сети в гидрогелях GH. Кроме того, на 14-й день была четко замечена обширная многоклеточная 3D-структура MSC, что указывает на то, что гидрогели GH могут обеспечить надлежащую микроокноронику инкапсулированных клеток.
После индукции MI через LAD перевязки, MSC-загрузки GH гидрогели были внутримойокардиально пересажены в пери-инфаркт областях (Рисунок 3A). Как показано на рисунке 3B, MSCs и гель были надлежащим образом устойчивы в пределах infarcted области. MSCs, окрашенные с PHK26 (красный), были хорошо интегрированы в GH гидрогели, окрашенные FITC (зеленый), представляя успешное engraftment и удержания в инфаркт сердца для применения in vivo.
Для проверки терапевтического воздействия гидрогели MSC-загрузки GH в модели murine MI изменения в сердечной функции и структуре оценивались с помощью эхокардиографии и гистологического анализа в день 28 после трансплантации и сравнивались между различными группами лечения. Репрезентативная эхокардиография показала улучшение сердечных функций, в том числе FS, EF и ESV, в группе лечения MSC/gel по сравнению с другими группами(рисунок 4). Кроме того, гистологический анализ показал меньше фиброза, толще infarcted стены, и меньший размер инфаркта в MSC / гель обработанных групп, чем в других группах, указывая, что этот протокол способствовал благотворное воздействие путем значительного ослабления LV ремоделирования (Рисунок 5).
Рисунок 1: Схема процесса улучшения удержания стволовых клеток и присвещания с использованием инъекционных гидрогелей. На месте были подготовлены и пересажены интрамиокардами внутримозговой инъекцией в инфаркт сердца гидрогели, содержащие производное от костного мозга MSC. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 2: Распространение in vitro 3D MSC в гидрогелях GH. Репрезентативные изображения живых (зеленых)/мертвых (красных) MSCs, полученных с помощью конфокального микроскопии после окрашивания живых/мертвых клеток после 3, 5, 7 и 14 дней инкубации (увеличение в 200 раз; шкала 100 мкм). Изображения и видео были частично адаптированы с разрешения Ким и др.15. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 3: Трансплантация Виво MSC/Hydrogels. (A)Схематическая диаграмма, показывающая трансплантацию внутримыокарда после индукции MI.(B)Репрезентативные изображения пересаженных MSC и GH гидрогелов, помеченных PKH26 (красный) и FITC (зеленый), соответственно. Мыши были принесены в жертву после 1, 3, 5 или 7 дней трансплантации, и их сердца были затем вырезаны для оценки степени MSC и GH гидрогеля engraftment. Вырезанные сердца были крио-фиксированные, подготовленные в серийные секции, и изображены с помощью конфокаленной микроскопии (200x увеличение; шкала 100 мкм). Изображения были частично адаптированы с разрешения Ким и др.15. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 4: Улучшение сердечной функции после трансплантации MSC/Hydrogels. (A)Представитель видео эхокардиографии. (B) Представитель короткой оси M-режим изображения с измерениями, в том числе левого желудочка передней толщины стены в диастоле (LVAWd) и систороле (LVAWs), внутренний диаметр в диастоле (LVIDd) и систорле (LVIDs), и толщина задней стенки в диастоле (LVPWd) и systole (LVPW). (C'u2012E) Функциональные улучшения фракции выброса (EF), дробного сокращения (FS) и конечного систолического объема (ESV) после 28 дней трансплантации всех групп лечения. Данные были представлены как среднее ± стандартное отклонение(р-л; 0,05, р-л; 0,001, р-л; 0,0001; n No 9-u201212 на группу). Видео и результаты были частично адаптированы с разрешения Ким и др.15. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 5: Улучшение сердечной структуры после трансплантации MSC/Hydrogels. (A)Репрезентативные изображения гистологической оценки. (Бю2012Д) Структурные улучшения наблюдались в размерах инфаркта, наряду с меньшим истончением стенок и фиброзом. Шкала 1 мм. Данные представлены в качестве среднего ± стандартного отклонения(р-л; 0,05, р-л; 0,001, р-л; 0,0001; n 4'u20127 за группу). Изображения и результаты были частично адаптированы с разрешения Ким и др.15. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Инъекционные гидрогели GH имеют большой потенциал для in vivo приложений из-за их способности однородно включать различные терапевтические агенты на месте. Кроме того, их физическими и биохимическими свойствами можно легко манипулировать на основе потребностей, зависящих от болезней. В этой связи, инъекционные гидрогели были предложены для решения основных ограничений в текущей сердечной терапии стволовыми клетками препятствует плохое выживание и удержание клеток (т.е. Lt; 10% в течение 24 ч после трансплантации) втравмированном сердце 19,20. Чтобы преодолеть этот плохой результат, протокол, описанный в настоящем содержит простой и осуществимый метод для улучшения удержания клеток и выживания с помощью гидрогели GH, которые могут быть взаимосвязаны на месте после трансплантации миокарда, которые продемонстрировали благоприятное влияние на сердечную структуру и функции в модели murine MI.
Основным преимуществом этой техники является ее широкое применимое использование с любым типом клеток и биомолекулы, которые могут быть загружены путем простого смешивания с раствором pregel GH до инъекции. Кроме того, для получения всеобъемлющего понимания взаимодействий между донорами и принимающей стороной можно адаптировать простой подход к маркировке конъюгированных и/или инкапсулированных биомолекул GH для отслеживания изменений в их стабильности in vivo, интеграции хоста и кинетики ресорбции. К нашим знаниям, использование инъекционных гидрогелей на основе желатина в сочетании с терапевтическими стволовыми клетками было первым для проверки восстановительного потенциала сердечной ткани in vitro и in vivo15.
На нынешнем этапе этого исследования, GH гидрогели, которые загружаются с MSCs, вводили, и кросс-связанных на месте были использованы в качестве доказательства концепции для оценки их применимости в модели MURine MI. Хотя этот метод, казалось бы, улучшение МСЗ engraftment и удержания в пересаженной ткани сердца, подробные условия во время инъекции должны быть рассмотрены для оптимизации терапевтической эффективности, таких как расположение места инъекции (т.е., пери-инфаркт зоны или зоны инфаркта), объем и количество инъекций, и жесткость гидрогеля (т.е., трудно вводить или легко утечки).
В заключение мы продемонстрировали протокол для репрезентативной модели MURine MI по перевязи LAD и практический метод внутримиокарда трансплантации стволовых клеток с использованием на месте перекрестных гидрогелей для улучшения удержания и присвоения пересаженных MSCs. Эти методы обеспечивают эффективный метод интрамиокардиальной трансплантации инъекционных гидрогелей, загружаемых MSC, и подчеркивают их большой потенциал для применения у крупных животных и клинического перевода.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
У авторов нет конфликта интересов, чтобы заявить об этой работе.
Acknowledgments
Это исследование поддерживается Программой фундаментальных научных исследований через Национальный исследовательский фонд Кореи (NRF), финансируемый Министерством образования (NRF-2018R1D1A1A02049346)
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 4 % paraformaldehyde (PFA) | Intron | IBS-BP031-2 | |
| 5-0 silk suture | AILEE | SK534 | |
| 8-0 polypropylene suture | ETHICON | M8732H | |
| 8-well chamber slide | Nunc LAB-TEK | 154534 | |
| Angiocath Plus (22GA) catheter | BD Angiocath Plus | REF382423 | |
| Antibiotic-antimyocotic | Gibco | 15240-062 | |
| Centrifuge | GYROGEN | 1582MGR | |
| Confocal microscope | Zeiss | LSM 510 | |
| Cover slipe | MARIENFELD | 101242 | |
| Deluxe High Temperature Cautery kit | Bovie | QTY1 | |
| DMEM | Gibco | 11995-065 | |
| DPBS | Gibco | 14040-133 | |
| Dual-syringe | |||
| EOSIN | SIGMA-ALDRICH | HT110116 | |
| Ethanol | EMSURE | K49350783 739 | |
| FBS | Gibco | 16000-044 | |
| Fechtner conjunctiva forceps titanium | WORLD PRECISISON INSTRUMENTS | WP1820 | |
| Fluorescein isothiocyanate isomer I (FITC) | SIGMA-ALDRICH | F7250 | |
| Forcep | HEBU | HB0458 | |
| Hair removal cream | Ildong Pharmaceutical | ||
| Heating pad | Stoelting | 50300 | Homeothermic Blanket System |
| 50301 | Replacement Heating Pad for 50300 (10 X 12.5cm) | ||
| Hematoxylin | SIGMA-ALDRICH | HHS80 | |
| Horseradish peroxide (HRP; 250-330 U/mg) | SIGMA-ALDRICH | P8375 | |
| Hydrogen peroxide (H2O2; 30 wt % in H2O) | SIGMA-ALDRICH | 216763 | |
| Iodine | Green Pharmaceutical | ||
| LIVE/DEAD cell staining kit | Thermo Fisher | R37601 | |
| Mechanical ventilator | Harvard Apparatus | ||
| Micro centrifuge | HANIL | Micro 12 | |
| Micro needle holder | KASCO | 37-1452 | |
| Micro scissor | HEBU | HB7381 | |
| Microscope | OLYMPUS | SZ61 | |
| MT staining kit | SIGMA-ALDRICH | HT1079-1SET | Weigert’s iron hematoxylin solution |
| HT15-1KT | Trichrome Stain (Masson) Kit | ||
| Paraffin | LK LABKOREA | H06-660-107 | |
| PBS buffer | Gibco | 10010-023 | |
| PHK26 staining kit | SIGMA-ALDRICH | MINI26 | |
| Slide scanner | Leica | SCN400 | |
| Surgical scissor | HEBU | HB7454 | |
| Surgical tape | 3M micopore | 1530-1 | |
| Tissue cassette | Scilab Korea | Cas3003 | |
| Transducer gel | SUNGHEUNG | SH102 | |
| Trout-Barraquer needle holder curved | KASCO | 50-3710c | |
| Ultrasound system | Philips | Affiniti 50 | |
| Xylene | JUNSEI | 25175-0430 |
References
- Jhund, P. S., McMurray, J. J. Heart failure after acute myocardial infarction: a lost battle in the war on heart failure. Circulation. 118 (20), 2019-2021 (2008).
- Cahill, T. J., Kharbanda, R. K. Heart failure after myocardial infarction in the era of primary percutaneous coronary intervention: Mechanisms, incidence and identification of patients at risk. World Journal of Cardiology. 9 (5), 407-415 (2017).
- Cambria, E., et al. Translational cardiac stem cell therapy: advancing from first-generation to next-generation cell types. npj Regenerative Medicine. 2, 17 (2017).
- Lemcke, H., Voronina, N., Steinhoff, G., David, R. Recent Progress in Stem Cell Modification for Cardiac Regeneration. Stem Cells International. 2018, 1909346 (2018).
- Alagarsamy, K. N., Yan, W., Srivastava, A., Desiderio, V., Dhingra, S. Application of injectable hydrogels for cardiac stem cell therapy and tissue engineering. Reviews in Cardiovascular Medicine. 20 (4), 221-230 (2019).
- Gaetani, R., et al. Epicardial application of cardiac progenitor cells in a 3D-printed gelatin/hyaluronic acid patch preserves cardiac function after myocardial infarction. Biomaterials. 61, 339-348 (2015).
- Gao, L., et al. Myocardial Tissue Engineering With Cells Derived From Human-Induced Pluripotent Stem Cells and a Native-Like, High-Resolution, 3-Dimensionally Printed Scaffold. Circualtion Research. 120 (8), 1318-1325 (2017).
- Hasan, A., et al. Injectable Hydrogels for Cardiac Tissue Repair after Myocardial Infarction. Advanced Science. 2 (11), 1500122 (2015).
- Wu, R., Hu, X., Wang, J. Concise Review: Optimized Strategies for Stem Cell-Based Therapy in Myocardial Repair: Clinical Translatability and Potential Limitation. Stem Cells. 36 (4), 482-500 (2018).
- Lee, Y., et al. In situ forming gelatin-based tissue adhesives and their phenolic content-driven properties. Journal of Materials Chemistry B. 1 (18), 2407-2414 (2013).
- Lee, Y., Bae, J. W., Lee, J. W., Suh, W., Park, K. D. Enzyme-catalyzed in situ forming gelatin hydrogels as bioactive wound dressings: effects of fibroblast delivery on wound healing efficacy. Journal of Materials Chemistry B. 2 (44), 7712-7718 (2014).
- Lee, S. H., et al. In situ Crosslinkable Gelatin Hydrogels for Vasculogenic Induction and Delivery of Mesenchymal Stem Cells. Advanced Functional Materials. 24 (43), 6771-6781 (2014).
- Jung, B. K., et al. A hydrogel matrix prolongs persistence and promotes specific localization of an oncolytic adenovirus in a tumor by restricting nonspecific shedding and an antiviral immune response. Biomaterials. 147, 26-38 (2017).
- Kim, G., et al. Tonsil-derived mesenchymal stem cell-embedded in situ crosslinkable gelatin hydrogel therapy recovers postmenopausal osteoporosis through bone regeneration. PLoS One. 13 (7), 0200111 (2018).
- Kim, C. W., et al. MSC-Encapsulating in situ Cross-Linkable Gelatin Hydrogels To Promote Myocardial Repair. ACS Applied Bio Materials. 3 (3), 1646-1655 (2020).
- Meirelles Lda, S., Nardi, N. B. Murine marrow-derived mesenchymal stem cell: isolation, in vitro expansion, and characterization. Br J Haematol. 123 (4), 702-711 (2003).
- Ojha, N., et al. Characterization of the structural and functional changes in the myocardium following focal ischemia-reperfusion injury. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 294 (6), 2435-2443 (2008).
- Takagawa, J., et al. Myocardial infarct size measurement in the mouse chronic infarction model: comparison of area- and length-based approaches. Journal of Applied Physiology. 102 (6), 2104-2111 (2007).
- Terrovitis, J., et al. Noninvasive Quantification and Optimization of Acute Cell Retention by In vivo Positron Emission Tomography After Intramyocardial Cardiac-Derived Stem Cell Delivery. Journal of the American College of Cardiology. 54 (17), 1619-1626 (2009).
- Dib, N., Khawaja, H., Varner, S., McCarthy, M., Campbell, A. Cell Therapy for Cardiovascular Disease: A Comparison of Methods of Delivery. Journal of Cardiovascular Translational Research. 4 (2), 177-181 (2011).
