Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Immunology and Infection
Click here for the English version

Immunology and Infection

Avaliação Terapêutica do Transplante de Microbiota Fecal em um Modelo de Camundongo deficiente interleucina

Published: April 6, 2022 doi: 10.3791/63350
Automatic Translation
1,2, 1, 2, 1
1Division of Gastroenterology, Department of Internal Medicine, University of Texas Medical Branch at Galveston, 2Department of Gastroenterology, Xiangya Hospital of Central South University

Summary

A interação da suscetibilidade genética, imunidade mucosa e ambiente microecológico intestinal está envolvida na patogênese da doença inflamatória intestinal (DII). Neste estudo, aplicamos o transplante de microbiota fecal em camundongos deficientes de IL-10 e investigamos seu impacto na inflamação cólon e na função cardíaca.

Abstract

Com o desenvolvimento da microecologia nos últimos anos, a relação entre bactérias intestinais e doença inflamatória intestinal (DIB) tem atraído considerável atenção. O acúmulo de evidências sugere que a microbiota disbiótica desempenha um papel ativo no desencadeamento ou agravamento do processo inflamatório no DIB e que o transplante de microbiota fecal (FMT) é uma estratégia terapêutica atraente, uma vez que a transferência de uma microbiota saudável para o paciente com IBD poderia restaurar a comunicação hospedeira-microbiota adequada. No entanto, os mecanismos moleculares não são claros, e a eficácia da FMT não foi muito bem estabelecida. Assim, são necessários estudos posteriores em modelos animais de DII. Neste método, aplicamos FMT de camundongos C57BL/6J do tipo selvagem em camundongos deficientes il-10, um modelo de colite de camundongos amplamente utilizado. O estudo elabora sobre a coleta de pelotas fecais dos camundongos doadores, fazendo a solução/suspensão fecal, administrando a solução fecal e monitorando a doença. Descobrimos que a FMT atenuou significativamente o comprometimento cardíaco em camundongos eliminatórios IL-10, sublinhando seu potencial terapêutico para o manejo do IBD.

Introduction

O microsistema intestinal humano é extremamente complexo, com mais de 1000 espécies de bactérias no intestino de uma pessoa saudável1. A flora intestinal está envolvida na manutenção das funções fisiológicas normais do intestino e da resposta imune e tem uma relação inseparável com o corpo humano. O acúmulo de evidências sugere que o microbioma intestinal constitui o último órgão humano, que faz parte do corpo humano, não apenas um grupo de parasitas2. Uma relação simbiótica "saudável" entre a microbiota intestinal, seus metabólitos e o sistema imunológico hospedeiro estabelecido no início da vida é fundamental para manter a homeostase intestinal. Em algumas condições anormais, como inflamação crônica, alterações no ambiente interno e externo do corpo interrompem seriamente a homeostase intestinal, resultando em um persistente desequilíbrio da comunidade microbiana do intestino, chamada disbiose3. De fato, a exposição a múltiplos fatores ambientais, incluindo dieta, drogas e patógenos, pode levar a mudanças na microbiota.

A disbiose está associada à patogênese de uma variedade de doenças intestinais, como doença inflamatória intestinal (DII), síndrome do intestino irritável (IBS) e enterite pseudomembrana, bem como uma lista crescente de distúrbios extra-intestinais, incluindo doenças cardiovasculares, obesidade e alergia4. O perfil da microbiota revelou que os pacientes com DIB têm uma redução drástica na diversidade bacteriana, bem como alterações acentuadas nas populações de algumas cepas bacterianas específicas 5,6. Esses estudos demonstraram menos Lachnospiraceae e Bacteroidetes, mas mais Proteobacterias e Actinobacterias em pacientes com IBD. Acredita-se que a patogênese do DII está relacionada a vários fatores patogênicos, incluindo flora intestinal anormal, resposta imune desregulada, desafios ambientais e variantes genéticas7. Evidências abundantes sugerem que as bactérias intestinais desempenham um papel nas fases de iniciação e aplicação do IBD 8,9, indicando que a correção da disbiose intestinal pode representar uma nova abordagem para a terapia e/ou tratamento de manutenção do DII.

O protótipo do transplante de microbiota fecal (FMT) começou na Chinaantiga 10. Em 1958, o Dr. Eiseman e seus colegas trataram com sucesso quatro casos de enterite pseudomembana grave com matéria fecal de doadores saudáveis via enema, abrindo um novo capítulo na medicina ocidental moderna usando fezes humanas para tratar doenças humanas11. A infecção por clostridium difficile (CDI) tem sido a principal causa de enterite pseudomembrana12 e a FMT é altamente eficaz no tratamento do CDI. Nos últimos oito anos, a FMT tornou-se uma terapia padrão de cuidado para o tratamento do CDI13 recorrente, o que levou a novos estudos que investigam o papel da TF em outros transtornos, como o DII. Nos últimos vinte anos, inúmeros relatos de casos e estudos de coorte documentaram o uso de FMT em pacientes com IBD14. Uma metanálise, incluindo 12 ensaios, mostrou que 62% dos pacientes com a doença de Crohn (CD) alcançaram remissão clínica após a FMT, e 69% dos pacientes com CD tiveram resposta clínica15. Apesar desses achados encorajadores, o papel da FMT na gestão do DIB permanece incerto, e os mecanismos pelos quais a FMT ameniza a inflamação intestinal são mal compreendidos. Novas investigações são necessárias para que a FMT possa se juntar ao armamento atual das opções de tratamento para o IBD nas clínicas.

Neste protocolo, aplicamos FMT em camundongos IL-10-/- que desenvolvem colite espontaneamente após o desmamar e serviram como padrão-ouro para espelhar a natureza multifatorial do IBD 16,17,18. Os camundongos IL-10−/− têm sido amplamente utilizados para dissecar a etiologia do IBD porque apresentam características moleculares e histológicas semelhantes aos pacientes com IBD, e, como pacientes, a doença pode ser amenizar com a terapia anti-TNFα16. Camundongos il10−−− envelhecidos (>9 meses de idade) têm um aumento do tamanho do coração e função cardíaca prejudicada em comparação com camundongos do tipo selvagemde 19 anos, tornando-se um excelente modelo para estudar doenças cardíacas induzidas pela colite. No entanto, outros modelos de colite murina, como o modelo de sulfato de sódio dextran e o modelo de colite induzida por células T, também podem ser usados. Administramos suspensão fecal via gavage oral, comprovadamente um caminho eficaz e melhor do que o enema em humanos20.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Todos os procedimentos realizados em animais foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais da Filial Médica da Universidade do Texas em Galveston (Protocolo nº 1512071A).

1. Coleção de pelotas fecais frescas

  1. Prepare toalhas de papel estéreis, fórceps de ponta sem corte e tubos cônicos de 50 mL.
    1. Coloque algumas toalhas de papel e fórceps em sacos automáticos separados e autoclave-os a 180 °C em fogo seco por 30 minutos. Use tubos cônicos estéreis também. Pesar os tubos cônicos e anotar seu peso nos tubos.
  2. Ligue o armário de biossegurança na sala dos animais.
  3. Pegue uma gaiola de rato limpa autoclaved sem qualquer roupa de cama e coloque-a no armário de biossegurança. Retire a tampa e o rack de alimentos e coloque-os dentro do armário.
  4. Coloque algumas toalhas de papel estéreis na parte inferior da gaiola e coloque o rack de metal de volta no topo da gaiola.
  5. Identifique doadores fecais compatíveis com a idade e coloque a gaiola do rato no armário de biossegurança. Abra a gaiola e pegue delicadamente um rato doador (C57BL/6J) pela cauda e coloque-o no rack de metal em cima da gaiola limpa.
  6. Coloque a tampa da gaiola em cima do rack e espere que os animais defequem.
    NOTA: Coloque alguns companheiros de lixo no rack simultaneamente.
  7. Recolhe as pelotas fecais e as coloca em um tubo cônico estéril de 50 mL. Acumule as pelotas por sexo. Não misture pelotas fecais coletadas de machos e fêmeas.
  8. Pondere novamente o tubo e calcule o peso das pelotas fecais.

2. Preparação de suspensão fecal

  1. Prepare uma solução estéril (10% de glicerol em solução salina normal).
  2. Adicione 10 mL de 10% de glicerol/soro fisiológico normal ao tubo cônico para cada grama de pelotas fecais.
    NOTA: Aumente o volume da solução para 20 mL, se necessário. Este estudo utilizou 1 mL de solução para cada pelota (5-10 mgs) também.
  3. Homogeneize a mistura em baixa velocidade com um homogeneizador de bancada ou um liquidificador dentro de um capô de fumaça para resuspensar as fezes (3 X 30 s).
  4. Filtre a suspensão fecal através de 2 camadas de gaze de algodão estéril (10,2 cm x 10,2 cm). Armazene o filtrado temporariamente em uma geladeira por até 6 h ou embale-o em frascos criogênicos estéreis e guarde-o em um congelador de -80 °C.
  5. Limpe completamente o homogeneizador ou o liquidificador seguindo um procedimento padrão.

3. Administração de suspensão fecal por gavage oral

  1. Descongele a suspensão fecal congelada no gelo se usar amostras congeladas. Misture a suspensão fecal descongelada por vórtice.
  2. Transfira a suspensão fecal fresca ou descongelada para seringas de 1 mL.
    NOTA: Cada rato receberá um total de 200 μL de suspensão fecal, e cada rato IL-10-/- no grupo controle receberá 200 μL de 10% de glicerol/soro fisiológico normal17.
  3. Pesar os ratos e escolher o tamanho certo da agulha de gavage e o volume máximo de dosagem.
    NOTA: Para camundongos com peso corporal entre 20-25 gramas, use uma agulha de gavage curva de 20 G 3,81 cm com uma bola de 2,25 mm. Por favor, verifique gavageneedle.com para obter mais informações.
  4. Teste a agulha de gavage medindo o comprimento da ponta do nariz do mouse até o processo xiphoide (fundo do esterno). Encha a seringa com 10% de glicerol/suspensão salina ou fecal e remova bolhas de ar dentro da seringa e da agulha.
    NOTA: Se a agulha for maior que o comprimento, coloque uma marca no eixo/tubo da agulha ao nível do nariz. Não passe a agulha/tubo através do animal por esse ponto para evitar perfuração gástrica.
  5. Coloque uma gaiola de rato no armário de biossegurança, remova a tampa da gaiola de plástico e deixe o rack de metal no lugar.
  6. Pegue um rato pela cauda e coloque-o no rack de metal. Segure o rato pela cauda com uma mão e use o polegar e os dedos médios de outra mão para conter o animal, agarrando a pele sobre os ombros. Dessa forma, as pernas dianteiras são estendidas para o lado, o que evitará que os pés da frente empurrem a agulha para fora. Estenda suavemente a cabeça do animal para trás e segure a cabeça no lugar com uma mão.
    NOTA: Pratique o manuseio do mouse até que o experimentador tenha total confiança antes de prosseguir para o experimento.
  7. Coloque a agulha de gavage em cima da língua dentro da boca. Avance suavemente ao longo do paladar superior até que a agulha atinja o esôfago. Passe a agulha suavemente em um movimento. Não force a agulha se alguma resistência for sentida. Tire a agulha e tente de novo.
  8. Uma vez que a agulha esteja bem colocada e verificada, administre lentamente o material empurrando a seringa presa à agulha. Não gire a agulha ou empurre a agulha para a frente, que pode romper o esôfago. Depois de dosar, puxe suavemente a agulha para fora.
  9. Devolva o rato para sua gaiola. Monitore o animal por 5-10 min procurando sinais de respiração ou angústia. Monitore os ratos novamente entre 12-24 h após o FMT.

4. Monitoramento de doenças e eutanásia

  1. Monitore os camundongos longitudinalmente para o início do IBD por sangue fecal oculto e/ou colonoscopia21. Avalie a função cardíaca por ecocardiografia trans-torácica22,23.
  2. Eutanize os animais por decapitação sob um plano profundo de anestesia com isoflurano (1%-4%).
  3. Colete o sangue em tubos de microcentrifuge com anticoagulante e centrífuga a 1000-2000 x g por 10 min em uma centrífuga refrigerada (4 °C). Salve o plasma supernante, designado em um congelador de -80°C.
  4. Após a eutanásia, prepare o cólon do rato usando a técnica de rolo suíço24 para análise histopatológica (mancha H&E)25.
  5. Meça peptídeo natriurético tipo B (BNP) no plasma usando um kit de imunoensaio enzimático (EIA)23.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Realizamos doador saudável FMT 3 vezes (uma vez por mês durante 3 meses) em camundongos C57BL/6J de 2 meses de idade (WT) e il-10 knockout mice. Os camundongos C57BL/6J compatíveis com a idade (a diferença de idade deve ser de <2 meses) serviram como doadores fecais e pelotas fecais frescas foram usadas cada vez. Os ensaios do EIA revelaram que o BNP foi significativamente elevado no plasma de camundongos com deficiência de IL-10 e que o doador saudável FMT atenuou significativamente o aumento dos níveis de BNP (Figura 1A, n = 5, p < 0,05). A ecocardiografia detectou uma diminuição significativa na fração de ejeção do ventrículo esquerdo (LVEF) nos camundongos IL-10-/- em comparação com os camundongos WT; a redução foi significativamente revogada pela FMT (Figura 1B, n = 5, p < 0,05). Esses achados sugerem que o doador saudável FMT atenuou o comprometimento cardíaco induzido pela colite.

Figure 1
Figura 1. A regulação do BNP e a regulação da LVEF foram mitigadas pelo transplante de microbiota fecal (FMT) em camundongos eliminatórios IL-10. (A) Concentração de Plasma BNP (pg/mL) em camundongos do tipo selvagem (WT) e IL-10 knockout (KO) tratados com veículo (Veh) ou FMT. (B) LVEF de camundongos KO WT e IL-10 tratados com/sem FMT. Os resultados foram apresentados como média ± SD (n = 5). * p < 0,05 vs. WT ratos tratados com veículo (Veh). # p < 0,05 vs. IL-10 KO mouses tratados com Veh. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Como um tratamento investigativo inovador, a FMT tornou-se um tema quente no tratamento de diversos transtornos nos últimos anos, uma vez que a disbiose da microbiota commensal está implicada na patogênese de múltiplas doenças humanas, incluindo DII, obesidade, diabetes mellitus, autismo, doenças cardíacas e câncer26. Embora o mecanismo não tenha sido determinado, acredita-se que a FMT funcione construindo uma nova flora biológica e prevenindo a perda de bactérias residuais. O método aqui apresentado adotou o gavage oral como rota de entrega, que tem sido comprovadamente efetiva27. Escolhemos a via oral porque a administração oral é a mais conveniente e econômica e é preferida pela maioria dos pacientes. Além disso, a FMT por cápsulas orais tem sido uma abordagem eficaz para o tratamento do CDI recorrente nos ensaios clínicos28. Outras rotas comuns de entrega de GI superior são sonda nasogástrica, tubo nasojejunal, tubo de jejunostomia e esofáguagastrodudenoscopia. As rotas comuns de entrega de GI inferior incluem colonoscopia, tubo enteral transendoscópico colonico (TET) e enema retal. No entanto, a rota ideal da FMT permanece incerta20. Atualmente, a administração superior do GI é considerada amais adequada 29, mas não há uma rota ideal que atenda a todos os pacientes.

As ferramentas e recipientes utilizados na coleta de pelotas fecais devem ser estéreis para evitar qualquer contaminação cruzada. As pelotas fecais coletadas de machos e fêmeas não devem ser misturadas devido a diferenças sexuais na imunidade. Em modelos animais e humanos, há diferenças na microbiota entre os sexos30. Essas diferenças sexuais muitas vezes resultam em alterações dependentes do sexo na inflamação do GI local, imunidade do hospedeiro e suscetibilidade a uma série de distúrbios inflamatórios31. As pelotas fecais podem ser homogeneizadas em soro fisiológico estéril ou 10-50% de glicerol/soro normal, e 10% de glicerol foi amplamente adotado29. Neste estudo, foram utilizados 10%, 20% e 50% de glicerol/soro fisiológico, e todos ofereceram boa preservação bacteriana em condições de congelamento. A homogeneização deve ser feita com baixa velocidade e dentro de um capô de fumaça para minimizar a exposição a aerossóis respiratórios produzidos neste processo. A suspensão fecal deve ser filtrada através de duas camadas de gaze estéril ou um filtro de nylon de 20 μm para se livrar de grandes partículas que poderiam bloquear agulhas de gavage. A suspensão fecal filtrada para uso imediato deve ser colocada em uma geladeira, e o restante pode ser aliquotado e armazenado em um congelador de -80 °C. O congelamento é particularmente necessário se a matéria fecal for obtida de doadores humanos. A metanálise constatou que a FMT congelada é tão eficaz quanto a FMT fresca em pacientes com CDIrecorrente 32,33,34. No entanto, Cui et al. também observaram que, aos 6 meses após a FMT, a taxa de resposta foi 26,7% maior em pacientes com CD no grupo de bactérias fecais frescas do que no grupo de bactérias fecaiscongeladas 35, sugerindo que a FMT fresca é uma escolha melhor do que a FMT congelada em alguns casos.

A dose ideal e a frequência da infusão de FMT permanecem desconhecidas nesta fase. Estudos descobriram que a duração da resposta clínica ao tratamento único de FMT é passageira e insuficiente para induzir mudanças fundamentais na flora intestinal do receptor, e a terapia sequencial de FMT é necessária para manter a remissão do CD36,37. Realizamos FMT uma vez por mês por 3 meses consecutivos, e nossos dados mostraram boa eficácia terapêutica. Em um estudo em andamento, estamos realizando FMT mensal em um grupo de camundongos deficientes de IL-10 por 12 meses e avaliaremos a microbiota intestinal, inflamação intestinal e função cardíaca no final do estudo. Esperamos que a FMT sequencial mostre melhor eficácia terapêutica do que a fmt única.

Embora a FMT ofereça um enorme potencial para consertar microbiota intestinal perturbada e os dados de segurança estão surgindo38,39, ainda faltam evidências médicas sobre a segurança, modo de administração, dose bacteriana, frequência de administração e prognóstico de longo prazo da FMT para o tratamento de doenças humanas. Em 12 de março de 2020, a FDA emitiu um alerta de segurança de que a FMT está associada a um risco potencial de infecções graves ou fatais40. As infecções foram causadas por E. coli e Shiga que produzem toxinas E. coli, e o produto FMT foi fornecido por uma empresa de banco de fezes com sede nos Estados Unidos. Assim, estudos mecanísticos e observações de longo prazo em animais ainda são necessários para compreender verdadeiramente o uso da FMT como modalidade de tratamento em pacientes. A FMT em roedores continuará sendo uma ferramenta poderosa na pesquisa de microbioma, o que poderia eventualmente tornar o procedimento FMT um tratamento de fácil acesso com menor toxicidade do que outras drogas sintéticas.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Os autores declaram que não têm interesses concorrentes.

Acknowledgments

Este trabalho foi apoiado, em parte, por subsídios dos Institutos Nacionais de Saúde (R01 HL152683 e R21 AI126097 a Q. Li) e pela American Heart Association Grant-in-Aid 17GRNT33460395 (para Q. Li) (heart.org).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
BD Syringe, 1 mL Fisher Scientific 14-829-10F
Blunt end forceps Knipex 926443
Brain natriuretic peptide EIA kit Sigma RAB0386
C57BL/6J mice Jackson Lab 000664
Centrifuge Eppendorf 5415R
Conical tubes ThermoFisher 339650
Curved feeding Needles Kent Scientific FNC-20-1.5-2
GLH-115 homogenizer Omni International GLH-115
Glycerol MilliporeSigma G5516
IL-10 knockout mice Jackson Lab 004366
Isoflurane Piramal Critical care NDC66794-017-10
USP normal saline Grainger 6280
Vaporizer Euthanex Corp. EZ-108SA

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. D'Argenio, V., Salvatore, F. The role of the gut microbiome in the healthy adult status. Clinica Chimica Acta. 451, Pt A 97-102 (2015).
  2. Baquero, F., Nombela, C. The microbiome as a human organ. Clinical Microbiology and Infection. 18, Suppl 4 2-4 (2012).
  3. Hawrelak, J. A., Myers, S. P. The causes of intestinal dysbiosis: a review. Alternative Medcine Review. 9 (2), 180-197 (2004).
  4. Carding, S., Verbeke, K., Vipond, D. T., Corfe, B. M., Owen, L. J. Dysbiosis of the gut microbiota in disease. Microbial Ecology in Health and Disease. 26 (1), 26191 (2015).
  5. Ma, H. Q., Yu, T. T., Zhao, X. J., Zhang, Y., Zhang, H. J. Fecal microbial dysbiosis in Chinese patients with inflammatory bowel disease. World Journal of Gastroenterology. 24 (13), 1464-1477 (2018).
  6. Chu, Y., et al. Specific changes of enteric mycobiota and virome in inflammatory bowel disease. Journal of Digestive Diseases. 19 (1), 2-7 (2018).
  7. Manichanh, C., Borruel, N., Casellas, F., Guarner, F. The gut microbiota in IBD. Nature reviews Gastroenterology and Hepatology. 9 (10), 599-608 (2012).
  8. Podolsky, D. K. Inflammatory bowel disease. The New England Journal of Medicine. 347 (6), 417-429 (2002).
  9. Tamboli, C. P., Neut, C., Desreumaux, P., Colombel, J. F. Dysbiosis in inflammatory bowel disease. Gut. 53 (1), 1-4 (2004).
  10. Shi, Y. C., Yang, Y. S. Fecal microbiota transplantation: Current status and challenges in China. JGH Open: An Open Access Journal of Gastroenterology and Hepatology. 2 (4), 114-116 (2018).
  11. Markley, J. C., Carson, R. P., Holzer, C. E. Pseudomembranous enterocolitis: A clinico pathologic study of fourteen cases with a common etiologic factor. AMA Archives of Surgery. 77 (3), 452-461 (1958).
  12. Wilcox, M. H. Clostridium difficile infection and pseudomembranous colitis. Best Practice and Research Clinical Gastroenterology. 17 (3), 475-493 (2003).
  13. Kelly, C. R., de Leon, L., Jasutkar, N. Fecal microbiota transplantation for relapsing Clostridium difficile infection in 26 patients: methodology and results. Journal of Clinical Gastroenterology. 46 (2), 145-149 (2012).
  14. Borody, T. J., Warren, E. F., Leis, S., Surace, R., Ashman, O. Treatment of ulcerative colitis using fecal bacteriotherapy. Journal of Clinical Gastroenterology. 37 (1), 42-47 (2003).
  15. Cheng, F., Huang, Z., Wei, W., Li, Z. Fecal microbiota transplantation for Crohn's disease: a systematic review and meta-analysis. Techniques in Coloproctology. 25 (5), 495-504 (2021).
  16. Scheinin, T., Butler, D. M., Salway, F., Scallon, B., Feldmann, M. Validation of the interleukin-10 knockout mouse model of colitis: antitumour necrosis factor-antibodies suppress the progression of colitis. Clinical and Experimental Immunology. 133 (1), 38-43 (2003).
  17. Keubler, L. M., Buettner, M., Hager, C., Bleich, A. A multihit model: Colitis lessons from the interleukin-10-deficient mouse. Inflammatory Bowel Diseases. 21 (8), 1967-1975 (2015).
  18. Kiesler, P., Fuss, I. J., Strober, W. Experimental models of inflammatory bowel diseases. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 1 (2), 154-170 (2015).
  19. Sikka, G., et al. Interleukin 10 knockout frail mice develop cardiac and vascular dysfunction with increased age. Experimental Gerontology. 48 (2), 128-135 (2013).
  20. Fecal microbiota transplantation-standardization study group. Nanjing consensus on methodology of washed microbiota transplantation. Chinese Medical Journal (Engl). 133 (19), 2330-2332 (2020).
  21. Kodani, T., et al. Flexible colonoscopy in mice to evaluate the severity of colitis and colorectal tumors using a validated endoscopic scoring system). Journal of Visualized Experiments: JoVE. (80), e50843 (2013).
  22. Cheng, H. -W., et al. Assessment of right ventricular structure and function in mouse model of pulmonary artery constriction by transthoracic echocardiography. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (84), e51041 (2014).
  23. Tang, Y., et al. Chronic colitis upregulates microRNAs suppressing brain-derived neurotrophic factor in the adult heart. PLoS One. 16 (9), 0257280 (2021).
  24. Orner, G. A., et al. Suppression of tumorigenesis in the Apc(min) mouse: down-regulation of beta-catenin signaling by a combination of tea plus sulindac. Carcinogenesis. 24 (2), 263-267 (2003).
  25. Kline, K. T., et al. Neonatal injury increases gut permeability by epigenetically suppressing E-Cadherin in adulthood. The Journal of Immunology. 204 (4), 980-989 (2020).
  26. DeGruttola, A. K., Low, D., Mizoguchi, A., Mizoguchi, E. Current understanding of dysbiosis in disease in human and animal models. Inflammatory Bowel Diseases. 22 (5), 1137-1150 (2016).
  27. Chevalier, G., et al. Effect of gut microbiota on depressive-like behaviors in mice is mediated by the endocannabinoid system. Nature Communications. 11 (1), 6363 (2020).
  28. Kao, D., et al. Effect of oral capsule- vs colonoscopy-delivered fecal microbiota transplantation on recurrent clostridium difficile infection: A randomized clinical trial. JAMA. 318 (20), 1985-1993 (2017).
  29. Cammarota, G., et al. International consensus conference on stool banking for faecal microbiota transplantation in clinical practice. Gut. 68 (12), 2111-2121 (2019).
  30. Vemuri, R., et al. The microgenderome revealed: sex differences in bidirectional interactions between the microbiota, hormones, immunity and disease susceptibility. Seminar Immunopathology. 41 (2), 265-275 (2019).
  31. Wilkinson, N. M., Chen, H. -C., Lechner, M. G., Su, M. A. Sex differences in immunity. Annual Review of Immunology. , (2022).
  32. Lee, C. H., et al. Frozen vs fresh fecal microbiota transplantation and clinical resolution of diarrhea in patients with recurrent clostridium difficile infection: A randomized clinical trial. JAMA. 315 (2), 142-149 (2016).
  33. Hamilton, M. J., Weingarden, A. R., Sadowsky, M. J., Khoruts, A. Standardized frozen preparation for transplantation of fecal microbiota for recurrent clostridium difficile infection. American Journal of Gastroenterology. 107 (5), 761-767 (2012).
  34. Tang, G., Yin, W., Liu, W. Is frozen fecal microbiota transplantation as effective as fresh fecal microbiota transplantation in patients with recurrent or refractory Clostridium difficile infection: A meta-analysis. Diagnostic Microbiology and Infectious Disease. 88 (4), 322-329 (2017).
  35. Cui, B., et al. Fecal microbiota transplantation through mid-gut for refractory Crohn's disease: safety, feasibility, and efficacy trial results. Journal of Gastroenterology and Hepatology. 30 (1), 51-58 (2015).
  36. Li, P., et al. Timing for the second fecal microbiota transplantation to maintain the long-term benefit from the first treatment for Crohn's disease. Applied Microbiology and Biotechnology. 103 (1), 349-360 (2019).
  37. Moayyedi, P. Update on fecal microbiota transplantation in patients with inflammatory bowel disease. Gastroenterology and Hepatology. 14 (5), 319 (2018).
  38. Saha, S., Mara, K., Pardi, D. S., Khanna, S. Long-term safety of fecal microbiota transplantation for recurrent clostridioides difficile infection. Gastroenterology. 160 (6), 1961-1969 (2021).
  39. Perler, B. K., et al. Long-term efficacy and safety of fecal microbiota transplantation for treatment of recurrent clostridioides difficile infection. Journal of Clinical Gastroenterology. 54 (8), 701-706 (2020).
  40. Safety alert regarding use of fecal microbiota for transplantation and risk of serious adverse events likely due to transmission of pathogenic organisms. FDA. , Available from: https://www.fda.gov/vaccines-blood-biologics/safety-availability-biologics/safety-alert-regarding-use-fecal-microbiota-tramsplantation-and-risk-serious-adverse-events-likely (2020).

Tags

Imunologia e Infecção Problema 182 doença inflamatória intestinal transplante de microbiota fecal colite ulcerativa doença de Crohn disbiose interleucina 10
Avaliação Terapêutica do Transplante de Microbiota Fecal em um Modelo de Camundongo deficiente interleucina
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Xiao, Y., Zhong, X. S., Liu, X., Li, … More

Xiao, Y., Zhong, X. S., Liu, X., Li, Q. Therapeutic Evaluation of Fecal Microbiota Transplantation in an Interleukin 10-Deficient Mouse Model. J. Vis. Exp. (182), e63350, doi:10.3791/63350 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter