Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Immunology and Infection
Click here for the English version

Immunology and Infection

Терапевтическая оценка трансплантации фекальной микробиоты в мышиной модели с дефицитом интерлейкина 10

Published: April 6, 2022 doi: 10.3791/63350
Automatic Translation
1,2, 1, 2, 1
1Division of Gastroenterology, Department of Internal Medicine, University of Texas Medical Branch at Galveston, 2Department of Gastroenterology, Xiangya Hospital of Central South University

Summary

Взаимодействие генетической предрасположенности, иммунитета слизистой оболочки и микроэкологической среды кишечника участвует в патогенезе воспалительных заболеваний кишечника (ВЗК). В этом исследовании мы применили трансплантацию фекальной микробиоты мышам с дефицитом IL-10 и исследовали ее влияние на воспаление толстой кишки и функцию сердца.

Abstract

С развитием микроэкологии в последние годы связь между кишечными бактериями и воспалительным заболеванием кишечника (ВЗК) привлекла значительное внимание. Накопленные данные свидетельствуют о том, что дисбиотическая микробиота играет активную роль в запуске или ухудшении воспалительного процесса при ВЗК и что трансплантация фекальной микробиоты (FMT) является привлекательной терапевтической стратегией, поскольку передача здоровой микробиоты пациенту с ВЗК может восстановить соответствующую связь между хозяином и микробиотой. Тем не менее, молекулярные механизмы неясны, и эффективность FMT не была очень хорошо установлена. Таким образом, необходимы дальнейшие исследования на животных моделях ВЗК. В этом методе мы применили FMT от мышей дикого типа C57BL / 6J к мышам с дефицитом IL-10, широко используемой мышиной модели колита. Исследование подробно описывает сбор фекальных гранул у мышей-доноров, изготовление фекального раствора / суспензии, введение фекального раствора и мониторинг заболевания. Мы обнаружили, что FMT значительно смягчает сердечные нарушения у нокаутирующих мышей IL-10, подчеркивая его терапевтический потенциал для лечения ВЗК.

Introduction

Микроэкосистема кишечника человека чрезвычайно сложна, с более чем 1000 видами бактерий в кишечнике здорового человека1. Кишечная флора участвует в поддержании нормальных физиологических функций кишечника и иммунного ответа и имеет неразрывные отношения с организмом человека. Накопленные данные свидетельствуют о том, что кишечный микробиом представляет собой последний орган человека, который является частью человеческого тела, а не просто группу паразитов2. «Здоровые» симбиотические отношения между кишечной микробиотой, их метаболитами и иммунной системой хозяина, установленные в раннем возрасте, имеют решающее значение для поддержания гомеостаза кишечника. При некоторых аномальных состояниях, таких как хроническое воспаление, изменения во внутренней и внешней среде организма серьезно нарушают гомеостаз кишечника, что приводит к постоянному дисбалансу микробного сообщества кишечника, называемому дисбактериозом3. Фактически, воздействие нескольких факторов окружающей среды, включая диету, лекарства и патогены, может привести к изменениям в микробиоте.

Дисбактериоз связан с патогенезом различных кишечных заболеваний, таких как воспалительное заболевание кишечника (ВЗК), синдром раздраженного кишечника (СРК) и псевдомембранозный энтерит, а также с растущим списком внекишечных расстройств, включая сердечно-сосудистые заболевания, ожирение и аллергию4. Профилирование микробиоты показало, что у пациентов с ВЗК наблюдается резкое снижение бактериального разнообразия, а также заметные изменения в популяциях некоторых специфических бактериальных штаммов 5,6. Эти исследования продемонстрировали меньше Lachnospiraceae и Bacteroidetes, но больше протеобактерий и актинобактерий у пациентов с ВЗК. Считается, что патогенез ВЗК связан с различными патогенными факторами, включая аномальную кишечную флору, дисрегулируемый иммунный ответ, экологические проблемы и генетические варианты7. Многочисленные данные свидетельствуют о том, что кишечные бактерии играют роль в фазах инициации и применения ВЗК 8,9, что указывает на то, что коррекция дисбактериоза кишечника может представлять собой новый подход к терапии и / или поддерживающему лечению ВЗК.

Прототип трансплантации фекальной микробиоты (FMT) начался в древнем Китае10. В 1958 году доктор Эйсман и его коллеги успешно лечили четыре случая тяжелого псевдомембранозного энтерита фекалиями от здоровых доноров с помощью клизмы, открыв новую главу в современной западной медицине с использованием человеческих фекалий для лечения заболеваний человека11. Было обнаружено, что инфекция Clostridium difficile (CDI) является основной причиной псевдомембранозного энтерита12 , и FMT очень эффективен при лечении CDI. За последние восемь лет FMT стал стандартом терапии для лечения рецидивирующего CDI13, что побудило к дальнейшим исследованиям, изучающим роль FMT в других расстройствах, таких как IBD. За последние двадцать лет многочисленные отчеты о случаях заболевания и когортные исследования документировали использование FMT у пациентов с IBD14. Мета-анализ, включающий 12 испытаний, показал, что 62% пациентов с болезнью Крона (БК) достигли клинической ремиссии после ТФМ, а 69% пациентов с БК имели клинический ответ15. Несмотря на эти обнадеживающие выводы, роль FMT в лечении ВЗК остается неопределенной, а механизмы, с помощью которых FMT улучшает воспаление кишечника, плохо изучены. Необходимо провести дальнейшее исследование, прежде чем FMT сможет присоединиться к нынешнему арсеналу вариантов лечения ВЗК в клиниках.

В этом протоколе мы применили FMT на мышах IL-10-/-, у которых колит развивается спонтанно после отъема и которые служили золотым стандартом для отражения многофакторной природы IBD 16,17,18. Мыши IL-10−/− широко использовались для препарирования этиологии ВЗК, поскольку они имеют сходные молекулярные и гистологические особенности с пациентами с ВЗК, и, как и пациенты, заболевание может быть улучшено с помощью анти-TNFα терапии16. Стареющие мыши IL10−/− (>9 месяцев) имеют увеличенный размер сердца и нарушенную сердечную функцию по сравнению с соответствующими возрасту мышами дикого типа19, что делает его отличной моделью для изучения сердечных заболеваний, вызванных колитом. Тем не менее, другие мышиные модели колита, такие как модель декстрана сульфата натрия и модель Т-клеточного колита, также могут быть использованы. Мы вводили фекальную суспензию через пероральный прием, что оказалось эффективным и лучшим способом, чем клизма у людей20.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Все процедуры, выполненные на животных, были одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию Медицинского отделения Техасского университета в Галвестоне (Протокол No 1512071A).

1. Сбор свежих фекальных гранул

  1. Приготовьте стерильные бумажные полотенца, тупые щипцы и конические трубки объемом 50 мл.
    1. Поместите несколько бумажных полотенец и щипцов в отдельные автоклавные пакеты и автоклавируйте их при 180 °C в сухом огне в течение 30 минут. Используйте также стерильные конические трубки. Взвесьте конические трубки и запишите их вес на трубках.
  2. Включите шкаф биобезопасности в комнате для животных.
  3. Возьмите автоклавную чистую клетку для мыши без подстилки и поместите ее в шкаф биобезопасности. Снимите крышку и стойку для еды и поместите их внутрь шкафа.
  4. Поместите несколько стерильных бумажных полотенец на дно клетки и поместите металлическую стойку обратно поверх клетки.
  5. Определите доноров фекалий, соответствующих возрасту, и поместите клетку мыши в кабинет биобезопасности. Откройте клетку и осторожно возьмите донорскую мышь (C57BL/6J) за хвост и поместите ее на металлическую стойку поверх чистой клетки.
  6. Поместите крышку клетки на верхнюю часть стойки и подождите, пока животное (животные) испражняется.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Поместите несколько мышечных однопометников на стойку одновременно.
  7. Соберите фекальные гранулы и поместите их в стерильную коническую трубку объемом 50 мл. Объединяйте гранулы по полу. Не смешивайте фекальные гранулы, собранные у самцов и самок.
  8. Снова взвесьте трубку и рассчитайте вес фекальных гранул.

2. Приготовление фекальной суспензии

  1. Готовят стерильный раствор (10% глицерин в обычном физиологическом растворе).
  2. Добавьте 10 мл 10% глицерина / обычного физиологического раствора в коническую трубку для каждого грамма фекальных гранул.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При необходимости увеличьте объем раствора до 20 мл. В этом исследовании также использовали 1 мл раствора на каждую гранулу (5-10 мг).
  3. Гомогенизируйте смесь на низкой скорости с помощью настольного гомогенизатора или блендера внутри вытяжного шкафа для повторного суспендирования кала (3 X 30 с).
  4. Процедить фекальную суспензию через 2 слоя стерильной хлопчатобумажной марли (10,2 см х 10,2 см). Храните фильтрат временно в холодильнике до 6 ч или упаковывайте его в стерильные криогенные флаконы и храните в морозильной камере при температуре -80 °C.
  5. Тщательно очистите гомогенизатор или блендер в соответствии со стандартной процедурой.

3. Введение фекальной суспензии пероральным приемом

  1. Разморозьте замороженную фекальную суспензию на льду при использовании замороженных образцов. Смешайте размороженную фекальную суспензию путем вихря.
  2. Переложить свежую или размороженную фекальную суспензию на шприцы по 1 мл.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Каждая мышь получит в общей сложности 200 мкл фекальной суспензии, а каждая мышь IL-10-/- в контрольной группе получит 200 мкл 10% глицерина / нормальный физиологический раствор17.
  3. Взвесьте мышей и выберите правильный размер иглы и максимальный объем дозировки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для мышей с массой тела от 20 до 25 граммов используйте изогнутую иглу 20 г 3,81 см с шариком 2,25 мм. Пожалуйста, проверьте gavageneedle.com для получения дополнительной информации.
  4. Проверьте иглу, измерив длину от кончика носа мыши до мечевидного отростка (дно грудины). Наполните шприц 10% глицериновой/солевой или фекальной суспензией и удалите пузырьки воздуха внутри шприца и иглы.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если игла длиннее длины, поставьте отметку на стволе иглы / трубке на уровне носа. Не пропускайте иглу / трубку через животное мимо этой точки, чтобы предотвратить перфорацию желудка.
  5. Поместите одну клетку для мыши в шкаф для биобезопасности, снимите пластиковую крышку клетки и оставьте металлическую стойку на месте.
  6. Возьмите одну мышь за хвост и положите ее на металлическую стойку. Держите мышь за хвост одной рукой и используйте большой и средний пальцы другой руки, чтобы сдерживать животное, захватывая кожу через плечи. Таким образом, передние ноги вытягиваются в сторону, что не позволит передним ногам вытолкнуть иглу. Осторожно вытяните голову животного назад и одной рукой держите голову на месте.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Практикуйте работу с мышью до тех пор, пока экспериментатор не получит полную уверенность, прежде чем приступить к эксперименту.
  7. Поместите иглу на верхнюю часть языка внутри рта. Осторожно продвигайтесь вдоль верхнего неба, пока игла не достигнет пищевода. Проведите иглу плавно одним движением. Не форсируйте иглу, если чувствуется какое-либо сопротивление. Выньте иглу и повторите попытку.
  8. Как только игла будет правильно помещена и проверена, медленно вводите материал, толкая шприц, прикрепленный к игле. Не вращайте иглу и не толкайте иглу вперед, что может разорвать пищевод. После дозирования аккуратно вытащите иглу наружу.
  9. Верните мышь в ее домашнюю клетку. Наблюдайте за животным в течение 5-10 минут, ища признаки затрудненного дыхания или дистресса. Снова наблюдайте за мышами через 12-24 часа после FMT.

4. Мониторинг заболеваний и эвтаназия

  1. Мониторинг мышей продольно на предмет начала ВЗК с помощью скрытой фекальной крови и/или колоноскопии21. Оцените функцию сердца с помощью трансторакальной эхокардиографии22,23.
  2. Усыпляют животных путем обезглавливания под глубокой плоскостью анестезии изофлураном (1%-4%).
  3. Соберите кровь в микроцентрифужные пробирки с антикоагулянтом и центрифугой при 1000-2000 х г в течение 10 мин в охлажденную центрифугу (4 °C). Сохраните супернатант, назначенную плазму, в морозильной камере -80°C.
  4. После эвтаназии подготовьте толстую кишку мыши с помощью швейцарской ролловой техники24 для гистопатологического анализа (окрашивание H&E)25.
  5. Измерьте натрийуретический пептид B-типа (BNP) в плазме с помощью набора23 для иммуноферментного анализа (EIA).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Мы проводили здоровый донорский FMT 3 раза (один раз в месяц в течение 3 месяцев) на 2-месячных мышах C57BL/6J дикого типа (WT) и IL-10. Соответствующие возрасту мыши C57BL/6J (разница в возрасте должна составлять <2 месяца) служили донорами фекалий, и каждый раз использовались свежие фекальные гранулы. Анализы EIA показали, что BNP был заметно повышен в плазме мышей с дефицитом IL-10 и что здоровый донор FMT значительно смягчал увеличение уровней BNP (рисунок 1A, n = 5, p < 0,05). Эхокардиография обнаружила значительное снижение фракции выброса левого желудочка (LVEF) у мышей IL-10-/- по сравнению с мышами WT; снижение было значительно отменено ДРМ (рисунок 1B, n = 5, p < 0,05). Эти результаты свидетельствуют о том, что здоровый донор FMT смягчал сердечные нарушения, вызванные колитом.

Figure 1
Рисунок 1. Повышение регуляции BNP и понижение регуляции LVEF были смягчены трансплантацией фекальной микробиоты (FMT) у нокаутирующих мышей IL-10. (A) Концентрация BNP в плазме (pg/mL) у мышей дикого типа (WT) и нокаута IL-10 (KO), обработанных транспортным средством (Veh) или FMT. (B) LVEF мышей WT и IL-10 KO, получавших FMT/без него. Результаты были представлены в виде среднего ± УР (n = 5). * p < 0,05 по сравнению с мышами WT, обработанными транспортным средством (Veh). # p < 0,05 по сравнению с мышами IL-10 KO, получавшими Veh. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Как инновационное исследовательское лечение, FMT стал горячей темой в лечении различных расстройств в последние годы, поскольку дисбактериоз комменсальной микробиоты участвует в патогенезе множественных заболеваний человека, включая ВЗК, ожирение, сахарный диабет, аутизм, болезни сердца и рак26. Хотя механизм не был определен, считается, что FMT работает, создавая новую биологическую флору и предотвращая потерю остаточных бактерий. Способ, представленный в настоящем описании, принимал пероральный прием в качестве пути доставки, эффективность которого доказаласвою эффективность 27. Мы выбрали пероральный путь, потому что пероральный прием является наиболее удобным и экономичным и предпочитается большинством пациентов. Кроме того, было обнаружено, что FMT пероральными капсулами является эффективным подходом к лечению рецидивирующего CDI в клинических испытаниях28. Другими распространенными путями доставки верхних отделов ЖКТ являются назогастральный зонд, назоеджунальный зонд, еюностомическая трубка и эзофагогастродуоденоскопия. Общие пути доставки нижнего желудочно-кишечного тракта включают колоноскопию, кочечную трансэндоскопическую энтеральную трубку (ТЕТ) и ректальную клизму. Однако оптимальный маршрут FMT остается неопределенным20. В настоящее время верхний ЖКТ считается наиболее подходящим29, но не существует идеального пути, который подходит всем пациентам.

Инструменты и контейнеры, используемые при сборе фекальных гранул, должны быть стерильными для предотвращения перекрестного загрязнения. Фекальные гранулы, собранные у самцов и самок, не следует смешивать из-за половых различий в иммунитете. У животных моделей и людей существуют различия в микробиоте между полами30. Эти половые различия часто приводят к гендерно-зависимым изменениям в местном воспалении ЖКТ, иммунитете хозяина и восприимчивости к серии воспалительных расстройств31. Фекальные гранулы могут быть гомогенизированы в стерильном фосфатно-буферном физиологическом растворе или 10-50% глицерине / обычном физиологическом растворе, а 10% глицерин был широко принят29. В этом исследовании использовались 10%, 20% и 50% глицерина / физиологического раствора, и все они обеспечивали хорошую бактериальную сохранность в условиях замораживания. Гомогенизация должна проводиться с низкой скоростью и внутри вытяжного шкафа, чтобы свести к минимуму воздействие вдыхаемых аэрозолей, образующихся в этом процессе. Фекальная суспензия должна быть отфильтрована через два слоя стерильной марли или 20-мкм нейлоновый фильтр, чтобы избавиться от крупных частиц, которые могут блокировать хвои. Отфильтрованную фекальную суспензию для немедленного использования следует поместить в холодильник, а остальное можно аликвотировать и хранить в морозильной камере -80 °C. Замораживание особенно необходимо, если фекалии получены от доноров-людей. Мета-анализ показал, что замороженный FMT так же эффективен, как и свежий FMT у пациентов с рецидивирующим CDI 32,33,34. Тем не менее, Cui et al. также отметили, что через 6 месяцев после FMT частота ответа была на 26,7% выше у пациентов с БК в группе свежих фекальных бактерий, чем в группе замороженных фекальных бактерий35, предполагая, что свежий FMT является лучшим выбором, чем замороженный FMT в некоторых случаях.

Оптимальная доза и частота инфузии ФМТ на данном этапе остаются неизвестными. Исследования показали, что продолжительность клинического ответа на однократное лечение ТФМ является преходящей и недостаточной для того, чтобы вызвать фундаментальные изменения в кишечной флоре реципиента, а последовательная терапия ДМТ необходима для поддержания ремиссии БК36,37. Мы проводили FMT один раз в месяц в течение 3 месяцев подряд, и наши данные показали хорошую терапевтическую эффективность. В продолжающемся исследовании мы проводим ежемесячный FMT в группе мышей с дефицитом IL-10 в течение 12 месяцев и будем оценивать микробиоту кишечника, воспаление кишечника и функцию сердца в конце исследования. Мы ожидаем, что последовательный FMT покажет лучшую терапевтическую эффективность, чем одиночный FMT.

В то время как FMT предлагает огромный потенциал для исправления нарушенной микробиоты кишечника, а данные о безопасности появляются 38,39, по-прежнему отсутствуют медицинские данные о безопасности, способе введения, дозе бактерий, частоте введения и долгосрочном прогнозе FMT для лечения заболеваний человека. 12 марта 2020 года FDA выпустило предупреждение о безопасности о том, что FMT связан с потенциальным риском серьезных или опасных для жизни инфекций40. Инфекции были вызваны энтеропатогенной кишечной палочкой и кишечной палочкой, продуцирующей токсин Шига, а продукт FMT был поставлен компанией банка стула, базирующейся в Соединенных Штатах. Таким образом, дальнейшие механистические исследования и долгосрочные наблюдения на животных по-прежнему необходимы, чтобы по-настоящему понять использование ДРМ в качестве метода лечения у пациентов. FMT у грызунов останется мощным инструментом в исследованиях микробиома, что в конечном итоге может сделать процедуру FMT легкодоступным лечением с более низкой токсичностью, чем другие синтетические наркотики.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Авторы заявляют, что у них нет конкурирующих интересов.

Acknowledgments

Эта работа была поддержана, в частности, грантами Национальных институтов здравоохранения (R01 HL152683 и R21 AI126097 для Q. Li) и грантом Американской кардиологической ассоциации 17GRNT33460395 (для Q. Li) (heart.org).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
BD Syringe, 1 mL Fisher Scientific 14-829-10F
Blunt end forceps Knipex 926443
Brain natriuretic peptide EIA kit Sigma RAB0386
C57BL/6J mice Jackson Lab 000664
Centrifuge Eppendorf 5415R
Conical tubes ThermoFisher 339650
Curved feeding Needles Kent Scientific FNC-20-1.5-2
GLH-115 homogenizer Omni International GLH-115
Glycerol MilliporeSigma G5516
IL-10 knockout mice Jackson Lab 004366
Isoflurane Piramal Critical care NDC66794-017-10
USP normal saline Grainger 6280
Vaporizer Euthanex Corp. EZ-108SA

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. D'Argenio, V., Salvatore, F. The role of the gut microbiome in the healthy adult status. Clinica Chimica Acta. 451, Pt A 97-102 (2015).
  2. Baquero, F., Nombela, C. The microbiome as a human organ. Clinical Microbiology and Infection. 18, Suppl 4 2-4 (2012).
  3. Hawrelak, J. A., Myers, S. P. The causes of intestinal dysbiosis: a review. Alternative Medcine Review. 9 (2), 180-197 (2004).
  4. Carding, S., Verbeke, K., Vipond, D. T., Corfe, B. M., Owen, L. J. Dysbiosis of the gut microbiota in disease. Microbial Ecology in Health and Disease. 26 (1), 26191 (2015).
  5. Ma, H. Q., Yu, T. T., Zhao, X. J., Zhang, Y., Zhang, H. J. Fecal microbial dysbiosis in Chinese patients with inflammatory bowel disease. World Journal of Gastroenterology. 24 (13), 1464-1477 (2018).
  6. Chu, Y., et al. Specific changes of enteric mycobiota and virome in inflammatory bowel disease. Journal of Digestive Diseases. 19 (1), 2-7 (2018).
  7. Manichanh, C., Borruel, N., Casellas, F., Guarner, F. The gut microbiota in IBD. Nature reviews Gastroenterology and Hepatology. 9 (10), 599-608 (2012).
  8. Podolsky, D. K. Inflammatory bowel disease. The New England Journal of Medicine. 347 (6), 417-429 (2002).
  9. Tamboli, C. P., Neut, C., Desreumaux, P., Colombel, J. F. Dysbiosis in inflammatory bowel disease. Gut. 53 (1), 1-4 (2004).
  10. Shi, Y. C., Yang, Y. S. Fecal microbiota transplantation: Current status and challenges in China. JGH Open: An Open Access Journal of Gastroenterology and Hepatology. 2 (4), 114-116 (2018).
  11. Markley, J. C., Carson, R. P., Holzer, C. E. Pseudomembranous enterocolitis: A clinico pathologic study of fourteen cases with a common etiologic factor. AMA Archives of Surgery. 77 (3), 452-461 (1958).
  12. Wilcox, M. H. Clostridium difficile infection and pseudomembranous colitis. Best Practice and Research Clinical Gastroenterology. 17 (3), 475-493 (2003).
  13. Kelly, C. R., de Leon, L., Jasutkar, N. Fecal microbiota transplantation for relapsing Clostridium difficile infection in 26 patients: methodology and results. Journal of Clinical Gastroenterology. 46 (2), 145-149 (2012).
  14. Borody, T. J., Warren, E. F., Leis, S., Surace, R., Ashman, O. Treatment of ulcerative colitis using fecal bacteriotherapy. Journal of Clinical Gastroenterology. 37 (1), 42-47 (2003).
  15. Cheng, F., Huang, Z., Wei, W., Li, Z. Fecal microbiota transplantation for Crohn's disease: a systematic review and meta-analysis. Techniques in Coloproctology. 25 (5), 495-504 (2021).
  16. Scheinin, T., Butler, D. M., Salway, F., Scallon, B., Feldmann, M. Validation of the interleukin-10 knockout mouse model of colitis: antitumour necrosis factor-antibodies suppress the progression of colitis. Clinical and Experimental Immunology. 133 (1), 38-43 (2003).
  17. Keubler, L. M., Buettner, M., Hager, C., Bleich, A. A multihit model: Colitis lessons from the interleukin-10-deficient mouse. Inflammatory Bowel Diseases. 21 (8), 1967-1975 (2015).
  18. Kiesler, P., Fuss, I. J., Strober, W. Experimental models of inflammatory bowel diseases. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 1 (2), 154-170 (2015).
  19. Sikka, G., et al. Interleukin 10 knockout frail mice develop cardiac and vascular dysfunction with increased age. Experimental Gerontology. 48 (2), 128-135 (2013).
  20. Fecal microbiota transplantation-standardization study group. Nanjing consensus on methodology of washed microbiota transplantation. Chinese Medical Journal (Engl). 133 (19), 2330-2332 (2020).
  21. Kodani, T., et al. Flexible colonoscopy in mice to evaluate the severity of colitis and colorectal tumors using a validated endoscopic scoring system). Journal of Visualized Experiments: JoVE. (80), e50843 (2013).
  22. Cheng, H. -W., et al. Assessment of right ventricular structure and function in mouse model of pulmonary artery constriction by transthoracic echocardiography. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (84), e51041 (2014).
  23. Tang, Y., et al. Chronic colitis upregulates microRNAs suppressing brain-derived neurotrophic factor in the adult heart. PLoS One. 16 (9), 0257280 (2021).
  24. Orner, G. A., et al. Suppression of tumorigenesis in the Apc(min) mouse: down-regulation of beta-catenin signaling by a combination of tea plus sulindac. Carcinogenesis. 24 (2), 263-267 (2003).
  25. Kline, K. T., et al. Neonatal injury increases gut permeability by epigenetically suppressing E-Cadherin in adulthood. The Journal of Immunology. 204 (4), 980-989 (2020).
  26. DeGruttola, A. K., Low, D., Mizoguchi, A., Mizoguchi, E. Current understanding of dysbiosis in disease in human and animal models. Inflammatory Bowel Diseases. 22 (5), 1137-1150 (2016).
  27. Chevalier, G., et al. Effect of gut microbiota on depressive-like behaviors in mice is mediated by the endocannabinoid system. Nature Communications. 11 (1), 6363 (2020).
  28. Kao, D., et al. Effect of oral capsule- vs colonoscopy-delivered fecal microbiota transplantation on recurrent clostridium difficile infection: A randomized clinical trial. JAMA. 318 (20), 1985-1993 (2017).
  29. Cammarota, G., et al. International consensus conference on stool banking for faecal microbiota transplantation in clinical practice. Gut. 68 (12), 2111-2121 (2019).
  30. Vemuri, R., et al. The microgenderome revealed: sex differences in bidirectional interactions between the microbiota, hormones, immunity and disease susceptibility. Seminar Immunopathology. 41 (2), 265-275 (2019).
  31. Wilkinson, N. M., Chen, H. -C., Lechner, M. G., Su, M. A. Sex differences in immunity. Annual Review of Immunology. , (2022).
  32. Lee, C. H., et al. Frozen vs fresh fecal microbiota transplantation and clinical resolution of diarrhea in patients with recurrent clostridium difficile infection: A randomized clinical trial. JAMA. 315 (2), 142-149 (2016).
  33. Hamilton, M. J., Weingarden, A. R., Sadowsky, M. J., Khoruts, A. Standardized frozen preparation for transplantation of fecal microbiota for recurrent clostridium difficile infection. American Journal of Gastroenterology. 107 (5), 761-767 (2012).
  34. Tang, G., Yin, W., Liu, W. Is frozen fecal microbiota transplantation as effective as fresh fecal microbiota transplantation in patients with recurrent or refractory Clostridium difficile infection: A meta-analysis. Diagnostic Microbiology and Infectious Disease. 88 (4), 322-329 (2017).
  35. Cui, B., et al. Fecal microbiota transplantation through mid-gut for refractory Crohn's disease: safety, feasibility, and efficacy trial results. Journal of Gastroenterology and Hepatology. 30 (1), 51-58 (2015).
  36. Li, P., et al. Timing for the second fecal microbiota transplantation to maintain the long-term benefit from the first treatment for Crohn's disease. Applied Microbiology and Biotechnology. 103 (1), 349-360 (2019).
  37. Moayyedi, P. Update on fecal microbiota transplantation in patients with inflammatory bowel disease. Gastroenterology and Hepatology. 14 (5), 319 (2018).
  38. Saha, S., Mara, K., Pardi, D. S., Khanna, S. Long-term safety of fecal microbiota transplantation for recurrent clostridioides difficile infection. Gastroenterology. 160 (6), 1961-1969 (2021).
  39. Perler, B. K., et al. Long-term efficacy and safety of fecal microbiota transplantation for treatment of recurrent clostridioides difficile infection. Journal of Clinical Gastroenterology. 54 (8), 701-706 (2020).
  40. Safety alert regarding use of fecal microbiota for transplantation and risk of serious adverse events likely due to transmission of pathogenic organisms. FDA. , Available from: https://www.fda.gov/vaccines-blood-biologics/safety-availability-biologics/safety-alert-regarding-use-fecal-microbiota-tramsplantation-and-risk-serious-adverse-events-likely (2020).

Tags

Иммунология и инфекции выпуск 182 воспалительные заболевания кишечника трансплантация фекальной микробиоты язвенный колит болезнь Крона дисбактериоз интерлейкин 10
Терапевтическая оценка трансплантации фекальной микробиоты в мышиной модели с дефицитом интерлейкина 10
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Xiao, Y., Zhong, X. S., Liu, X., Li, … More

Xiao, Y., Zhong, X. S., Liu, X., Li, Q. Therapeutic Evaluation of Fecal Microbiota Transplantation in an Interleukin 10-Deficient Mouse Model. J. Vis. Exp. (182), e63350, doi:10.3791/63350 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter