Summary

フローサイトメトリーによる肺および肺リンパ節の分析とマウスの非外科的気管内注入

Published: May 02, 2011
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Summary

我々は気管を経由して麻酔したマウスの肺に試験物質の非外科的配信を示しています。このメソッドは、肺の細菌やウイルス性病原体への曝露、サイトカイン、抗体、ビーズ、化学物質、または染料を許可します。我々は、さらにフローサイトメトリーのために肺および肺リンパ節(LDLNs)の収穫と処理を説明します。

Abstract

このような肺胞マクロファージや肺樹状細胞(後発開発途上国)などの貪食細胞が継続的に肺の肺胞腔からの抗原をサンプリング。後発開発途上国(LDCs)は、特に、肺所属リンパ節(LDLNs)彼らは免疫原1,2の様々な適切な免疫応答を開始するT細胞に吸入抗原を提示場所。に移行することが知られていますマウスの肺と空気中の抗原との間のモデルの相互作用に、抗原は気管内に5またはエアロゾル6など、鼻腔内に1,3,4に投与することができる。それぞれの経路による配送は別個の技術的スキルと実験を設計する前に考慮する必要があるの制限を伴います。例えば、鼻腔とエアロゾルの暴露は、肺や上気道の両方に抗原を提供します。したがって、抗原は、潜在的に結果の解釈を複雑にして、鼻関連リンパ組織(NALT)7にアクセスできます。さらに、嚥下、くしゃみやマウスの呼吸数も納入線量の不整合が生じる可能性があります。上気道の関与がいくつかの研究のために好まれるかもしれませんが、それは特に肺に開始されたイベントを中心に実験を複雑にすることができます。それは直接肺に試験材料を提供し、NALTをバイパスするため、この設定では、気管内(IT)ルートが望ましい。多くのIT注入プロトコルでは、口腔や肺にアクセスするために気管の外科的暴露による気管のどちらかのブラインド挿管を伴う。ここで、我々はそれを点眼するためのシンプルで一貫性のある、非外科的方法を説明します。気管の開口部は、喉頭鏡を用いて可視化されており、曲げ胃管針は、innoculumを提供するために気管に直接挿入されます。我々はまた、フローサイトメトリーにより抗原の人身売買の分析のためにLDLNsと肺の収穫と処理を行うための手順について説明します。

Protocol

1。プロセスの前に、以下の項目を準備して収集する手順の実行中にマウスを抑制するために木製のプラットフォームを構築するための)は図1aの画像)と1bを参照してください。 リンパ節のための消化ミックス – HBSS + 1.25mg/mlコラゲナーゼTypeIVまたは2.5 mg / mlのコラゲナーゼD 肺のための消化ミックス – HBSS + 1 mg / mlのコラゲナーゼ LDLNsを可視化するために腹腔内注?…

Discussion

我々は、肺からLDLNsに炭疽菌の胞子の人身売買を研究するためにこのプロトコルを利用してきた。同様のアプリケーションの場合は、肺に送達粒子の数を慎重に注入材をフローサイトメトリーによってLDLNsで検出することができるように選択する必要があります。我々はまた、正常細胞と蛍光標識抗体を使用して、特定の肺の細胞集団のラベリングの養子移入のためにこのメソッドを使…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Materials

Name of the reagent Company Catalogue number Comments (optional)
70μm Cell stariner BD    
Aniline Blue Fisher A967-25  
Animal Feeding needle Popper and Sons Inc 7920  
Collagenase Sigma C2139  
Collagenase TypeIV Worthington    
Collagenase D Roche 11088974103  
DPBS Invitrogen 14190  
Fluoresbrite YG Microspheres (0.5μm) Polysciences, Inc 17152  
HBSS without Calcium chloride and magnesium chloride Invitrogen 14170  
Ketamine HCl  (100mg/ml) Hospira Inc    
Laryngoscope Blade PennCentury, Inc For Model LS-1 Refer to www.penncentury.com
Lightweight Fiber Optic Laryngoscope WelchAllyn 80814  
Red Fluorescent Beads (0.5μm) Invitrogen F8812 For i.p injection
Xylazine (100mg/ml) Lloyd Laboratories    

References

  1. Grayson, M. H. Controls for lung dendritic cell maturation and migration during respiratory viral infection. J Immunol. 179, 1438-1438 (2007).
  2. GeurtsvanKessel, C. H., Lambrecht, B. N. Division of labor between dendritic cell subsets of the lung. Mucosal Immunol. 1, 442-442 (2008).
  3. Bar-Haim, E. Interrelationship between dendritic cell trafficking and Francisella tularensis dissemination following airway infection. PLoS Pathog. 4, e1000211-e1000211 (2008).
  4. Kim, T. S., Braciale, T. J. Respiratory dendritic cell subsets differ in their capacity to support the induction of virus-specific cytotoxic CD8+ T cell responses. PLoS One. 4, e4204-e4204 (2009).
  5. Bakocevic, N., Worbs, T., Davalos-Misslitz, A., Forster, R. T cell-dendritic cell interaction dynamics during the induction of respiratory tolerance and immunity. J Immunol. 184, 1317-1317 (2010).
  6. Thomas, R. J. Influence of particle size on the pathology and efficacy of vaccination in a murine model of inhalational anthrax. J Med Microbiol. , (2010).
  7. Kiyono, H., Fukuyama, S. NALT- versus Peyer’s-patch-mediated mucosal immunity. Nat Rev Immunol. 4, 699-699 (2004).
  8. Parungo, C. P. Lymphatic drainage of the peritoneal space: a pattern dependent on bowel lymphatics. Ann Surg Oncol. 14, 286-286 (2007).
  9. Jakubzick, C., Helft, J., Kaplan, T. J., Randolph, G. J. Optimization of methods to study pulmonary dendritic cell migration reveals distinct capacities of DC subsets to acquire soluble versus particulate antigen. J Immunol Methods. 337, 121-121 (2008).
  10. Higgins, D. M. Relative levels of M-CSF and GM-CSF influence the specific generation of macrophage populations during infection with Mycobacterium tuberculosis. J Immunol. 180, 4892-4892 (2008).
  11. Kool, M. Alum adjuvant boosts adaptive immunity by inducing uric acid and activating inflammatory dendritic cells. J Exp Med. 205, 869-869 (2008).
  12. Costa, D. L., Lehmann, J. R., Harold, W. M., Drew, R. T. Transoral tracheal intubation of rodents using a fiberoptic laryngoscope. Lab Anim Sci. 36, 256-256 (1986).
  13. Takahashi, S., Patrick, G. Patterns of lymphatic drainage to individual thoracic and cervical lymph nodes in the rat. Lab Anim. 21, 31-31 (1987).
  14. Broeck, W. V. a. n. d. e. n., Derore, A., Simoens, P. Anatomy and nomenclature of murine lymph nodes: Descriptive study and nomenclatory standardization in BALB/cAnNCrl mice. J Immunol Methods. 312, 12-12 (2006).

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Cite This Article
Rayamajhi, M., Redente, E. F., Condon, T. V., Gonzalez-Juarrero, M., Riches, D. W., Lenz, L. L. Non-surgical Intratracheal Instillation of Mice with Analysis of Lungs and Lung Draining Lymph Nodes by Flow Cytometry. J. Vis. Exp. (51), e2702, doi:10.3791/2702 (2011).

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