Summary
Stamcellen worden voortdurend onderzocht als mogelijke behandelingen voor personen met myocardiale schade, maar hun verminderde levensvatbaarheid en retentie in gewond weefsel kan hun werkzaamheid op lange termijn beïnvloeden. In dit manuscript beschrijven we een alternatieve methode voor stamcellevering in een murinemodel van ischemie reperfusieletsel.
Abstract
Er is aanzienlijke belangstelling voor het gebruik van stamcellen (SC's) voor het herstel van de hartfunctie bij personen met myocardiale verwondingen. Meestal wordt cardiale stamceltherapie bestudeerd door scs gelijktijdig te leveren met de inductie van myocardiaal letsel. Deze aanpak bevat echter twee belangrijke beperkingen: de vroege vijandige pro-inflammatoire ischemische omgeving kan de overleving van getransplanteerde SC's beïnvloeden, en het vertegenwoordigt niet het subacute infarct scenario waar SC's waarschijnlijk zullen worden gebruikt. Hier beschrijven we een tweedelige reeks chirurgische ingrepen voor de inductie van ischemie-reperfusieletsel en de levering van mesenchymale stamcellen (MSCs). Deze methode van stamcel toediening kan zorgen voor de langere levensvatbaarheid en retentie rond beschadigd weefsel door het omzeilen van de eerste immuunrespons. Een model van ischemie reperfusie letsel werd geïnduceerd bij muizen vergezeld van de levering van mesenchymale stamcellen (3.0 x 105), stabiel uitdrukken van de verslaggever gen firefly luciferase onder de constitutief uitgedrukte CMV promotor, intramyocardially 7 dagen later. De dieren werden afgebeeld via echografie en bioluminescente beeldvorming voor de bevestiging van letsel en injectie van cellen, respectievelijk. Belangrijk is dat er geen extra complicatiepercentage was bij het uitvoeren van deze twee-procedure benadering voor SC-levering. Deze methode van stamcel toediening, gezamenlijk met het gebruik van state-of-the-art reporter genen, kan zorgen voor de in vivo studie van levensvatbaarheid en retentie van getransplanteerde SCs in een situatie van chronische ischemie vaak klinisch gezien, terwijl ook het omzeilen van de eerste pro-inflammatoire reactie. Samengevat hebben we een protocol opgesteld voor de vertraagde levering van stamcellen in het myocardium, dat kan worden gebruikt als een potentiële nieuwe aanpak bij het bevorderen van regeneratie van het beschadigde weefsel.
Introduction
Hart- en vaatziekten blijven wereldwijd de meest voorkomende oorzaak van morbiditeit en mortaliteit. Cardiale ischemische gebeurtenissen zijn gevonden om schadelijk te zijn voor de algehele functie van het myocardium en de omliggende cellen1. Slechts ̴0,45-1,0% van de cardiomyocyten zal elk jaar regenereren na myocardiale schade optreedt2. Ondanks de groeiende vraag en de inherente focus op het ontwikkelen van behandelingen, therapieën die helpen bij de regeneratie van gewond weefsel zijn moeilijk vast te stellen en nog steeds verdere optimalisatie3,4,5. Stamceltherapieën zijn geïntroduceerd als een alternatief pad om beschadigd weefsel te verjongen na een ischemische gebeurtenis; echter, de vooruitgang van deze therapieën is uitgedaagd door de beperkte overleving en het behoud van de cellen naar een gewond gebied6.
De micro-omgeving van het hart na een ischemische gebeurtenis kan worden gekarakteriseerd als hypoxische, pro-oxidant en pro-inflammatoire, met vijandige omstandigheden voor therapeutische stamcellen om zich aan te passen aan overleving7,8. Als een immuunrespons wordt geactiveerd na letsel, naïeve lymfocyten, macrofagen, neutrofielen en mastcellen proberen om de schade te herstellen door het verwijderen van stervende cellen en moduleren van het proces voor weefsel remodelleren9,10,11. Binnen de eerste 3 dagen na ischemie is ontsteking op zijn hoogtepunt met het vrijkomen van pro-inflammatoire cytokinen met een groot aantal neutrofielen en monocyten in het gebied10,12. Na 7 dagen is een groot deel van de ontsteking verdwenen en begint de overgang naar herstellende cellen, die doorgaan tot de herinrichtingscascade is voltooid, ongeveer 14 dagen bij muizen13. Onze chirurgische methode is een mogelijke alternatieve benadering van de introductie van biologische in het myocardium om de piek aangeboren immuunrespons na ischemie reperfusieletsel te omzeilen. Tegelijkertijd zal het mogelijk maken voor de studie van eventuele behandelingen in een toestand van subacute / chronische ischemie waar er verschillende variabelen te overwegen in vergelijking met acute hartinfarct.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
De experimenten werden uitgevoerd op vrouwelijke C57BL/6 muizen, leeftijd 10-12 weken en 20-25 g lichaamsgewicht. Alle dierprocedures voldeden aan de normen die zijn vermeld in de Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (Institute of Laboratory Animal Resources, National Academy of Sciences, Bethesda, MD, USA) en werden goedgekeurd door het Mayo Clinic College of Medicine Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC).
1. Voorbereiding en intubatie
- Autoclave alle chirurgische instrumenten voor de operatie. Als meerdere operaties in één sessie moeten worden uitgevoerd, reinigt u de instrumenten na elk dier en steriliseert u opnieuw met een hete kraalsteriliator.
- Verdoven de muizen met 3,5-4% isoflurane op 1 L/min O2 in een inductiekamer.
- Beheer Buprenorfine SR 1 mg/kg (pijnstillend) onderhuids, weeg het dier en voer het gewicht in de beademing.
- Scheer de linkerkant van de borst van het borstbeen tot het niveau van de schouder en breng ontharingscrème aan om overtollige vacht te verwijderen.
- Voor de ischemie reperfusie procedure handhaven van de positieve eind-expiratoire druk (PEEP) op de ventilator op 2 cmH2O. Voor de vertraagde injectie van cellen procedure verander de PEEP tot 3 cmH2O om longinstorting te voorkomen.
- Intuberen het dier met behulp van een 20 G endotracheale buis, over te brengen naar een gecontroleerde verwarming pad om een lichaamstemperatuur van 35-37 °C te handhaven.
- Plaats de muis op een ventilator in laterale recumbency met craniale uiteinde aan de linkerkant en caudal einde aan de rechterkant.
- Houd anesthesie op 2-2,5% isoflurane op 1 L/min O2 voor de rest van de procedure.
- Scrub het chirurgische gebied afwisselend povidone-jodium en alcohol swabs drie keer en van toepassing oogheelkundige zalf op beide ogen.
2. Reperfusieletsel van ischemie
- Met behulp van een #10 blad scalpel maken een verticale incisie 2,5 mm naar rechts van de meest linkse tepel in het gezichtsveld.
- Met behulp van een schaar gesneden door de oppervlakkige spierlagen tot de intercostale spieren en ribben zichtbaar zijn.
- Tijdens het tillen van de ribben en het omliggende weefsel, snijd door de intercostale ruimte tussen de 4e en 5e ribben, dan steek het ooglid oprolmechanisme in de open ruimte.
- Trek het pericardium in met gebogen tangen, en beweeg de long omhoog en uit het zicht.
- Visualiseer LAD slagader en, met behulp van een 9-0 nylon hechting, door het myocardium onder de slagader 2,5 mm distaal aan de linker oorschelp en bind een losse vierkante knoop.
- Snijd 1 cm polyethyleen buizen en plaats het in de losse knoop.
- Zet de hechting rond de slang vast, bevestig ischemie en laat na 35 minuten los.
OPMERKING: Bevestig ischemie door bleekheid en ventriculaire aritmie. - Na het loslaten van de ligatie en het verwijderen van de slang, wacht 5 minuten om reperfusie van het myocardium te bevestigen.
- Plaats een 24 G IN-katheterbuis in de borstholte een intercostale ruimte rechts van de opening.
- Sluit de intercostale incisie met een 6-0 absorbeerbare hechting in een eenvoudig onderbroken patroon.
- Sluit de spierlaag met een 6-0 opneembare hechting in een continu hechtingspatroon.
- Na het sluiten van de oppervlakkige spierlaag, verwijder de borstbuis terwijl het terugtrekken van de lucht uit thoracale holte met behulp van een 1 mL tuberculine spuit.
- Sluit de huidincisie met een 6-0 opneembare hechting in een continu horizontaal matraspatroon
LET OP: Nylon hechtingen en een discontinu hechtingspatroon kunnen ook worden gebruikt voor de huidlaag. - Toedien 1,5 mL warme zoutoplossing onderhuids en breng triple-antibiotica zalf toe op de incisieplaats om infectie te voorkomen.
- Zet isoflurane uit en laat het dier door de ventilator op 100% O2 ademen totdat het continu kan ademen zonder hulp.
- Breng de muis naar een beddenvrije kooi of een kooi met bedekt beddengoed (papieren handdoek of laken) op een warm pad met een temperatuur van 35-37 °C tot volledig hersteld.
3. Muis mesenchymale stamcellevering
OPMERKING: De stam van muizen die voor de procedure worden gebruikt, is een inteeltlijn en wordt als genetisch identiek beschouwd. De mesenchymale stamcellen werden verkregen uit dieren van dezelfde stam en, door protocol ontwerp, immunosuppressie werd niet geïnduceerd1.
- Voltooi de voorbereidings- en intubatiestappen zoals eerder gedaan voor de eerste procedure.
- Verwijder de hechting van de huidlaag met een schaar en tang.
- Met een #10 scalpel, maak een incisie op dezelfde locatie als de vorige operatie.
- Blijf de scalpel gebruiken om littekenweefsel door te snijden totdat de hechting van de spierlaag zichtbaar is
- Met behulp van de schaar en tang verwijder de hechting en snijd de spierlaag open.
- Visualiseer en verwijder de hechtingen die de ribben bij elkaar houden en blijf de intercostale spier van de vorige incisie doorsnijden.
OPMERKING: De longen kunnen zich aan de borstwand hebben vastgehangen, als dit gebeurt, gebruik dan stompe of gebogen tangen om ze zorgvuldig te scheiden en los te laten. - Plaats het ooglid retractor in de intercostale ruimte en zoek het gebied van de vorige ligatie.
- Laad de mesenchymale stamcellen (3,0 x 105), opgehangen in 20 μL PBS, in een insulinespuit van 30 G, buig de naald lichtjes als dat nodig is voor de juiste hoek om te injecteren.
OPMERKING: Mesenchymale stamcellen (MSCs) werden geïsoleerd uit het vetweefsel van 4-6 weken oude C56BL/6 muizen. Vroege passagecellen (p3) werden getransduceerd met een vector die het vuurvliegende luciferase-gen onder de CMV-promotor uitdrukte om in vivo cel levensvatbaarheidsmonitoring mogelijk te maken. Adipose-afgeleide muis MSC werden gekenmerkt door flow cytometrie en de cellen waren positief voor CD44, CD29, CD90 en CD105, maar negatief voor de hematopoietische marker CD4514. Voorafgaand aan de injectie werden MSC's gekweekt voor ten minste één passage om het verlies van cellen uit het ontdooiproces te voorkomen. - Bewegen in de richting van de top naar de basis van het hart steek de spuit in het peri-infarct gebied totdat de naald opening is volledig in het myocard.
- Eenmaal binnen langzaam injecteren van de cellen in het myocard, wacht 3 s, verwijder dan de naald.
- Observeer het hart gedurende 3 minuten goed om zeker te zijn van geen abnormale reacties op de cellen, zoals ventriculaire fibrillatie.
- Plaats een 24 G IV katheterbuis in de borstholte een intercostale ruimte aan de rechterkant van de opening.
- Sluit de intercostale, spier- en huidlagen en verwijder de borstbuis op dezelfde manier als de eerste procedure.
- Toedien 1,5 mL warme zoutoplossing onderhuids en breng triple-antibiotica zalf toe op de incisieplaats om infectie te voorkomen.
- Zet isoflurane uit en laat het dier door de ventilator op 100% O2 ademen totdat het continu kan ademen zonder hulp.
- Breng de muis naar een beddenvrije kooi of een kooi met bedekt beddengoed (papieren handdoek of laken) op een warm pad met een temperatuur van 35-37 °C tot volledig hersteld.
4. Postoperatieve zorg na beide procedures
- Observeer het dier continu totdat spontane ademhaling, sternale recumbency en normale beweging is vastgesteld.
- Blijf observatie elke 15-30 min voor ten minste 3 uur op de dag van de operatie.
- Controleer de muizen op wonddehiscence of abnormale pijn eenmaal per dag gedurende 5 dagen, dan 2-3 keer per week.
- Als het dier na 72 uur na de operatie tekenen van pijn vertoont (d.w.z. gebogen rug, minimale beweging, grimacing of smerige vacht) na 72 uur, geef dan een extra dosis buprenorfine SR pijnstillend.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Ischemie reperfusie letsel werd geïnduceerd in muizen op dag 0, gevolgd door een postoperatieve echocardiogram en elektrocardiogram op de dag voorafgaand aan de implantatie van stamcellen. Echografie en elektrocardiogram analyse bevestigd infarct en verminderde ventriculaire contractielfunctie (Figuur 1A-D). Verder onderzoek van de gegevens toonde aan dat de uitwerpfractie en fractionele verkorting werden verminderd bij muizen die ischemische schade opliepen, terwijl de einddiastolische en systolische volumes toenamen (tabel 1). Vergeleken met een normaal muishart(figuur 2A),Masson Trichrome kleuring van myocardweefsel 7 dagen na de verwonding (Figuur 2B) toonde verhoogde collageen afzetting en dunner worden van de linker ventriculaire wand. De tweede procedure werd uitgevoerd 7 dagen na de schade; muizen kregen een intramyocardiale injectie van mesenchymale stamcellen (3,0 x 105 in 20 μL PBS) die de reporter gene firefly luciferase stabiel uitdrukte onder de constitutief uitgedrukte CMV promotor. In vivo werd bioluminescente beeldvorming (BLI) van deze muizen de dag na de implantatie van de stamcel voltooid voor bevestiging van een succesvolle injectie. De succesvolle levering van MSC's wordt geïllustreerd door het BLI-signaal, vergeleken met muizen die ischemie reperfusieletsel hadden veroorzaakt, maar geen MSC's kregen (figuren 3A,B). Deze dubbele interventieprocedure had een uitputtingspercentage van 22%, vergelijkbaar met die bij dieren die in het acute scenario MSC's kregen.
Figuur 1: Beeldvorming van muizen hartfunctie. Echografie analyse van de muis bij baseline (A) toont een uniforme samentrekking van linker ventrikel myocardium in vergelijking met een muis na ischemie reperfusie letsel(B), die verminderde ventriculaire beweging toont. In vergelijking met het baseline elektrocardiogram van een normale muis(C),zijn er significante verschuivingen in het ST-segment van een muis met ischemie reperfusieletsel(D),wat wijst op een afname van de ventriculaire functie. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
| EF% | FS% | EDV (μl) | ESV (μl) | SV (μl) | |
| Basislijn | 74,19±1,2 | 44,67±2 | 23,8±3,6 | 6,14±0,98 | 17,68±2,7 |
| Post-IR | 43,9±3,8 | 30,65±3,8 | 33,88±4,4 | 18,11±1,4 | 15,74±3,2 |
Tabel 1: Echocardiografieanalyse. Variabelen worden uitgedrukt als Gemiddelde ± Standaardfout van het gemiddelde. EF: Ejection Fraction, FS: Fractional Shortening, EDV: End-Diastolisch Volume, ESV: End-Systolisch Volume, SV: Stroke Volume.
Figuur 2: Histologische kleuring van hartweefsel. Masson's Trichrome kleuring van het myocardium bij normale muis(A)toont geen letsel aan het hartweefsel, terwijl de muis met ischemie reperfusieletsel(B)verhoogde collageenafzetting en dunner wordt in het myocardium van de linker ventrikel, wat de bepaling van een succesvol infarct ondersteunt. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Figuur 3: In vivo bioluminescente beeldvorming. Een muis met ischemie reperfusieletsel die geen intramyocardiale injectie van stamcellen kreeg, vertoonde geen bioluminescent signaal(A). Een muis met ischemie reperfusieletsel die een vertraagde injectie van mesenchymale stamcellen (CMV-FLUC) kreeg, vertoonde een aanzienlijke hoeveelheid signaal(B). Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Meer dan 85 miljoen mensen wereldwijd worden getroffen door hart- en vaatziekten3. De hoge prevalentie van deze ischemische gebeurtenissen rechtvaardigt verdere ontwikkeling en uitbreiding van alternatieve therapieën voor het bevorderen van de regeneratie van beschadigd weefsel. Traditionele methoden maken gebruik van de ischemie reperfusie procedure in een acute omgeving met latere toediening van therapeutica1. Ontstekingsreacties zijn op zijn hoogtepunt tussen 3-4 dagen na het plaatsen van een cardiale ischemische gebeurtenis, met infiltratie van neutrofielen, macrofagen en verhoogde cytokine signalering10,12. Na deze periode van dode celderegulering begint de primaire immuunrespons te verdwijnen en overgang te gaan naar remodelleringsfase13. Verder is het belangrijk dat behandelingen worden onderzocht binnen hetzelfde scenario als in de klinische setting. In dit manuscript tonen we representatieve resultaten van ischemische muizen om de haalbaarheid en de veiligheid van de dubbele chirurgische ingreep aan te tonen, met vertraagde injectie van MSCs. Wij geloven dat deze aanpak niet alleen kan worden gebruikt voor myocardiale ischemiediermodellen, maar ook voor diermodellen waar ontstekingen een cruciale rol kunnen spelen, waardoor het succes van therapeutische strategieën die biologische strategieën omvatten, zoals cel- of medicijntherapieën, veranderen.
Daarom beschrijven we in dit manuscript een chirurgische methode voor het leveren van stamcellen in een subacute infarct, 7-10 dagen na het opwekken van ischemie reperfusieletsel bij muizen. Deze techniek zal nuttig zijn bij het bestuderen van stamcel levensvatbaarheid en biologie in verband met verschillende stadia van de immuunrespons en in de subacute / chronische fase van de ischemische ziekte proces. Murine modellen zijn ideale onderwerpen voor deze methode van studie in termen van reproduceerbaarheid en gemak, maar ze kunnen een aantal nadelen dragen. De grootte van het dier garandeert een zekere mate van chirurgische vaardigheid, hoewel, met de praktijk, deze procedures met succes kunnen worden voltooid.
Om de procedures in dit manuscript uit te voeren, is het belangrijk om enkele belangrijke stappen en observaties op te merken die essentieel zijn voor de succesvolle voltooiing van deze operaties. Een kritieke stap van de eerste procedure is de ligatie van de linker voorste dalende kransslagader (LAD) en plaatsing van polyethyleenbuizen om tijdelijke ischemie van het myocardium te bereiken. Gebruik van steriele taps toelopende punt wattenstaafjes om druk te leggen op het hartweefsel distale naar het atrium zorgt voor verbeterde afbakening van de LAD. Zodra de slang op zijn plaats is en de hechting goed is vastgezet, is observatie van hartritmestoornissen en bleekheid van het weefsel essentieel voor het bepalen van een succesvolle inductie van ischemie. De periode van ischemie en de daaropvolgende reperfusie, zodra de hechting is vrijgegeven, is belangrijk voor de consistentie van het letsel bij meerdere dieren. Bovendien moet tijdens de tweede beschreven procedure de injectie van mesenchymale stamcellen worden uitgevoerd met horizontale bewegingen in de distale tot proximale richting. Als gevolg van de resulterende fibrose van de eerste procedure, is aanzienlijke maar gestage druk nodig om de naald in te voegen, gevolgd door een langzame consistente injectie van de cellen om schokken te voorkomen. Ten slotte, het verstrekken van continue warmte en aanvullende onderhuidse vloeistoffen voor het wekken van muizen van anesthesie, zal voorkomen dat warmteverlies en steun bij de vervanging van bloed verloren tijdens de procedures, evenals het hele herstel van het dier.
In dit manuscript bieden we een protocol voor het voltooien van meerdere procedures als een methode voor het toedienen van stamcellen als een therapeutische behandeling in een murinemodel van chronische ischemie reperfusieletsel. Het gebruik van deze chirurgische procedures biedt een nieuwe aanpak voor de levering van stamcellen in de vijandige ischemische omgeving na letsel om hun levensvatbaarheid na verloop van tijd te verbeteren. Het gebruik van deze aanpak voor de studie van stamceltherapie zal een aanzienlijke aanvulling vormen op andere studies die gericht zijn op het gebruik van SC's in de acute omgeving. Tot slot is het beschreven protocol succesvol in het opwekken van ischemische schade en de daaruit voortvloeiende vertraagde implantatie van stamcellen voor gebruik als model in preklinische studies.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
Geen.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% NaCl Irrigation, USP | Baxter | 0338-0048-04 | |
| 11x12" Press n' Seal surgical drape, autoclavable | SAI Infusion Technologies | PSS-SD | |
| 24G 3/4" IV catheter tube | Jelco | 4053 | |
| 28G x 1/2" 1mL allergy syringe | BD | 305500 | Injection of analgesic |
| 30G x 1/2" 3/10cc insulin syringe | Ulticare | 08222.0933.56 | Injection of stem cells |
| 6-0 S-29, 12" Vicryl suture | Ethicon | J556G | Intercostal, superficial muscle and skin layer incision closure |
| 9-0 BV100-4, 5" Ethilon suture | Ethicon | 2829G | Ligation of the LAD artery |
| Absorbent underpad | Thermo Fischer Scientific | 14-206-64 | For underneath the animal |
| Alcohol prep pads, 2 ply, medium | Coviden | 6818 | |
| Anti-fog face mask | Halyard | 49235 | |
| Bonn Strabismus scissors, curved, blunt | Fine Science Tools | 14085-09 | |
| Buprenorphine HCL SR LAB 1mg/ml, 5 ml | ZooPharm Pharmacy | Buprenorphine narcotic analgesic formulated in a polymer that slows absorption extending duration of action (72 hours duration of activity). | |
| Castroviejo needle holders, curved | Fine Science Tools | 12061-01 | |
| Curity sterile gauze sponges | Coviden | 397310 | |
| Delicate suture tying forceps, 45 angle bent | Fine Science Tools | 11063-07 | |
| Electric Razor | Wahl | Fur removal | |
| Isoflurane 100 ml | Cardinal Health | PI23238 | Anesthetic |
| Lab coat | |||
| Monoject 1 mL hypodermic syringe | Coviden | 8881501400 | |
| Moria iris forceps, curved, serrated (x2) | Fine Science Tools | 11370-31 | |
| Moria speculum retractor | Fine Science Tools | 17370-53 | |
| Mouse endotracheal intubation kit | Kent Scientific | ||
| Nair depilatory cream | Johnson & Johnson | Fur removal | |
| Optixcare eye lube plus | Aventix | Sterile ocular lubricant | |
| Physiosuite ventilator | Kent Scientific | ||
| PolyE Polyethylene tubing | Harvard Apparatus | 72-0191 | Temporary compression of LAD artery |
| Povidone-iodine swabs | PDI | S41125 | |
| Scalpel, 10-blade | Bard-Parker | 371610 | |
| Sterile 3" cotton tipped applicators | Cardinal Health | C15055-003 | |
| Sterile 6" tapered cotton tip applicators | Puritan | 25-826-5WC | |
| Sterile gloves | Cardinal Health | N8830 | |
| Sterilization pouches | Medline | MPP100525GS | |
| Surgery cap | |||
| Surgical Microscope | Leica | M125 | |
| Suture tying forceps, straight (x2) | Fine Science Tools | 10825-10 | |
| Transpore surgical tape | 3M | 1527-1 | |
| Triple antibiotic ointment | G&W Laboratories | 11-2683ILNC2 | Topical application to prevent infection |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors, curved | Fine Science Tools | 15004-08 | |
| Vetflo vaporizer | Kent Scientific |
References
- Franchi, F., et al. The Myocardial Microenvironment Modulates the Biology of Transplanted Mesenchymal Stem Cells. Molecular Imaging Biology. , (2020).
- Bergmann, O., et al. Evidence for cardiomyocyte renewal in humans. Science. 324 (5923), 98-102 (2009).
- Writing Group, M., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2016 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 133 (4), 38 (2016).
- Gersh, B. J., Simari, R. D., Behfar, A., Terzic, C. M., Terzic, A. Cardiac cell repair therapy: a clinical perspective. Mayo Clinic Protocol. 84 (10), 876-892 (2009).
- Terzic, A., Behfar, A. Regenerative heart failure therapy headed for optimization. European Heart Journal. 35 (19), 1231-1234 (2014).
- Beegle, J., et al. Hypoxic preconditioning of mesenchymal stromal cells induces metabolic changes, enhances survival, and promotes cell retention in vivo. Stem Cells. 33 (6), 1818-1828 (2015).
- Kubli, D. A., Gustafsson, A. B. Mitochondria and mitophagy: the yin and yang of cell death control. Circulation Research. 111 (9), 1208-1221 (2012).
- Psaltis, P. J., et al. Noninvasive monitoring of oxidative stress in transplanted mesenchymal stromal cells. JACC Cardiovascular Imaging. 6 (7), 795-802 (2013).
- Peet, C., Ivetic, A., Bromage, D. I., Shah, A. M. Cardiac monocytes and macrophages after myocardial infarction. Cardiovasc Research. 16 (6), 1101-1112 (2020).
- Swirski, F. K., Nahrendorf, M. Cardioimmunology: the immune system in cardiac homeostasis and disease. Nature Reviews Immunology. 18 (12), 733-744 (2018).
- Zhang, Z., et al. Mesenchymal Stem Cells Promote the Resolution of Cardiac Inflammation After Ischemia Reperfusion Via Enhancing Efferocytosis of Neutrophils. Journal of the American Heart Association. 9 (5), 014397 (2020).
- Saxena, A., Russo, I., Frangogiannis, N. G. Inflammation as a therapeutic target in myocardial infarction: learning from past failures to meet future challenges. Translational Research. 167 (1), 152-166 (2016).
- Prabhu, S. D., Frangogiannis, N. G. The Biological Basis for Cardiac Repair After Myocardial Infarction: From Inflammation to Fibrosis. Circulation Research. 119 (1), 91-112 (2016).
- Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
