Summary
Denna artikel presenterar ett strömlinjeformat protokoll för att etablera en pulpitmodell i möss med hjälp av en innovativ mungag, följt av efterföljande histologisk analys.
Abstract
Pulpit, en vanlig orsak till naturlig tandförlust, leder till nekros och förlust av bioaktivitet i den inflammerade tandpulpan. Att reda ut mekanismerna bakom pulpit och dess effektiva behandling är ett ständigt fokus för endodontisk forskning. Därför är det viktigt att förstå den inflammatoriska processen i tandpulpan för att förbättra pulpans bevarande. Jämfört med andra in vitro-experiment erbjuder en murin pulpitmodell ett mer autentiskt och genetiskt mångsidigt sammanhang för att observera den patologiska progressionen av pulpit. Att använda möss, trots deras kostnadseffektivitet och tillgänglighet, innebär dock svårigheter på grund av deras lilla storlek, dåliga koordination och låga tolerans, vilket komplicerar intraorala och dentala procedurer. Detta protokoll introducerar en ny design och tillämpning av en mungag för att exponera musmassa, vilket underlättar effektivare intraorala procedurer. Mungagen, som består av en tandbåge som är lättillgänglig för de flesta tandläkare och kan avsevärt påskynda kirurgisk förberedelse, även för förstagångsingrepp. Micro-CT, hematoxylin-eosin (HE) färgning och immunofluorescensfärgning användes för att identifiera förändringar i morfologi och celluttryck. Syftet med denna artikel är att hjälpa forskare att etablera en mer reproducerbar och mindre krävande procedur för att skapa en modell för pulpainflammation med hjälp av denna nya mungag.
Introduction
Tandpulpan, en integrerad del av tanden, är ansvarig för flera viktiga funktioner såsom näringstillförsel, dentinbildning, sensorisk funktion och försvarsreaktioner1. Ändå är tandpulpan, omgiven av hård vävnad, känslig för skador och skador från djup karies, pulpit, trauma eller efterföljande terapier 2,3. Frånvaron av funktionell tandpulpa ökar risken för sköra tänder4. Dessutom kan förlusten av pulpans vitalitet i unga permanenta tänder påverka tandmognaden negativt, och nuvarande protestekniker misslyckas med att återställa den neurala återkoppling som erbjuds av frisk pulpa4. Denna situation har lett till att forskare har undersökt alternativa lösningar för att hantera inflammerad massa utöver enbart avlägsnande.
År 2007 inledde Murray et al. tillämpningen av vävnadsteknik inom regenerativ endodonti, vilket ledde till ett ökat intresse för bevarande ochregenerering av massa. Inflammerad pulpavävnad utgör dock en utmaning eftersom cellerna frigör inflammatoriska faktorer som IL-6, som rekryterar inflammatoriska celler och resulterar i cellnekros, förlust av pulpans vitalitet och komplikationer i funktionell återhämtning 6,7. Att förstå inflammation och den associerade celldöden är därför avgörande för framsteg i bevarandet av livsviktig pulpa. Det finns ett antal experiment som har utförts för att utforska molekylärbiologin hos den inflammerade massan in vivo eller in vitro 8,9. Även om in vitro-experiment som 2D- eller 3D-cellkulturer har utvecklats i åratal och håller på att mogna och används i stor utsträckning för att testa reaktioner hos pulpaceller på inflammatoriska faktorer, kan dessa experiment inte återspegla interaktionen mellan pulpavävnad och det systemiska immunsystemet10. Om det fenomen som studeras härrör från celler med annat vävnadsursprung som immun-, kärl- och nervsystemet, kommer ren fruktköttscellodling att leda till en återvändsgränd. Därför är in vivo-experiment mycket nödvändiga och refererande.
Möss har i allt högre grad blivit ett vanligt val inom inflammationsforskning in vivo på grund av deras kostnadseffektivitet, höga fertilitet och vitalitet. Det saknas dock för närvarande ett heltäckande protokoll för mössens pulpitmodell, som kan fungera som referens. Mössens ringa storlek och deras känslighet för stimulering utgör betydande utmaningar under experimentella procedurer. Att observera de små tänderna som är gömda djupt inne i musens mun kräver ofta användning av ett fribärande mikroskop, trots den vanligare förekomsten av skrivbordsmikroskop i laboratorier. Frånvaron av en munöppnare kräver hjälp från andra. För att ta itu med detta har gruppen utarbetat ett munskämt med hjälp av lättillgängliga material som syftar till att tillhandahålla ett standardiserat och reproducerbart protokoll för att konstruera mössens predikstolsmodell. Den här artikeln beskriver proceduren och täcker preoperativ förberedelse, immobilisering, kirurgi för pulpaexponering och provtagning på C57-möss. Detta protokoll rekommenderar användning av mungag, vilket ger information om dess struktur, produktion och tillämpning för att underlätta för andra forskare att replikera proceduren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
De experimentella procedurerna i denna studie godkändes av den etiska kommittén vid West China School of Stomatology, Sichuan University (WCHSIRB-D-2021-125). Vuxna C57BL/6-möss erhölls från Gempharmatech Experimental Animals Company, Chengdu, Kina. Hela kronan på den första kindtanden i överkäken bryter ut 21 dagar efter födseln. Möss för operation bör vara äldre än 21 dagar med normal vitalitet11. Här användes 6 till 8 veckor gamla möss för modellering. Figur 1 är ett flödesschema som visar det protokoll som används.
1. Preoperativ förberedelse (Figur 2)
- Skaffa följande instrument: Stereoskopiskt mikroskop, fixeringsplatta, medicinsk tejp, mungag, minimalt invasiv tandborr med en diameter på 0,6 mm, dentalt höghastighets tandstycke, 8# C+ fil, värmedyna, 1 ml spruta, steril bomullstuss, ögonpincett.
- Skaffa följande läkemedel: anestesiblandning, veterinärsalva.
2. Förberedelse av munkavlen
- Väg och bedöva musen genom intraperitoneal injektion av anestesiblandningslösning (10 % ketaminhydroklorid + 5 % xylazin + 85 % steril isoton koksaltlösning) vid 0,007 ml/g kroppsvikt och bekräfta korrekt bedövning genom tånypmetoden. Applicera oftalmisk smörjsalva på ögonen för att förhindra ögonskador på grund av uttorkning under drift.
OBS: Medicinska hattar, masker, handskar och overaller och annat grundläggande skydd är nödvändigt. Se till att både operationsmiljön och muskammaren är rena och säkra. En värmedyna för termiskt stöd under hela proceduren är nödvändig. - Förbered munkavlen enligt beskrivningen nedan (Figur 3).
- Skaffa följande material: Ortodontisk bågtråd med en diameter på 8 μm, ung ögleböjningstång, tung trådskärare, markörpenna, gummilock med en längd på 3 mm och en tvärsnittsdiameter på 1 mm.
- Räta först ut bågtråden med vänster hand för fixering och tummen, pekfingret på höger hand böjs något mot trådens båge. Upprepa denna åtgärd flera gånger, det kommer att underlätta böjningen till rätt tredimensionell vinkel.
- Använd Yong ögleböjtång för att böja den övre kanten (Figur 3G, a-i) på trapetsen (Figur 3C, a-l-k-b) ca 8 mm lång vid mittpunkten av bågtråden. Se till att punkt a (Figur 3) är på kanten av tångnäbben.
- Håll i tången med vänster hand, clamp den fria änden av bågtråden med höger tumme och pekfinger och böj bågtråden från punkt a för att göra en vinkel på cirka 120°. Upprepa den tidigare åtgärden vid punkt i (figur 3G). Kontrollera om bågtråden är på ett plan genom att lägga den på ett horisontellt bord utan att bända.
- Lämna ca 9 mm längd på varje sida (Figur 3D, a-b, l-k) och böj den fria änden till en 75° vinkel genom att använda samma färdighet som i steg 2.2.4, samtidigt som du ser till att varje kant är på ett plan. Böj denna spetsiga vinkel med spetsen på tångnäbben.
- Hitta punkt c ca 5 mm från punkt b. Följ samma färdighet för att böja en 105° vinkel på punkt c. Böj ytterligare 105° vinkel vid punkt d 5 mm från punkt c. Lämna ca 4,5 mm från punkten d och hitta punkten e. Böj den fria änden vid punkt e för att bilda en vinkel på cirka 100 -105° (Figur 3E).
OBS: De 6-8 veckor gamla C57-mössen vi använde vägde ca 20 g. Avståndet på 5 mm kunde inte bara klämma fast mössens över- och underkäkar utan att röra sig, utan skulle inte heller trycka på mössens hud och orsaka obehag. Om andra arter eller åldrar av möss används, justera längden på cd- och i-h-delarna enligt den faktiska situationen (Figur 3E,G). - Böj en extra tungdepressor för underkäksdelen (Figur 3G, j-i-h-g).
- Duplicera böjningssteg av a-b-c-delen på l-k-j-delen. Kläm fast i-k och kj delar samtidigt och böj den fria änden vid punkten j för att göra den vertikal till i-kj planet. Klämpunkt i som är 5 mm från punkten j, böj den fria änden för att göra den parallell med både i-k-j-planet och cd-delen (Figur 3H).
- Lämna 5 mm längd från punkten i, vid punkten h, böj bågen vertikalt till i-h-delen och parallellt med j-i-h-planet. Hitta punkt g 5 mm från punkt h. Kläm fast j-i-h-g-planet och böj den fria änden symmetriskt till kj-delen. Då ska den fria änden efter punkten f vara symmetrisk mot den e-fria änden (Figur 3H).
- Sätt gummilock på den fria änden (Figur 3F).
3. Immobilisering
- Fäst musen på rygg på fixeringsplattan med lemmar säkrade med hudtejp. Komprimera de fria ändarna av mungagen med tummen och pekfingret.
- Fäst musens främre framtänder i det trapetsformade spåret på två armar. Se till att armen med tungdepressor är för mandibula. Justera mungagen för att se till att musens tunga är immobiliserad men inte ischemisk.
4. Bedömning av tänder
- Se till att den överkäkens första kindtand för operation ska vara fri från karies, trauma och odontogenes. Se till att det inte finns någon rodnad, svullnad eller fistel på det omgivande tandköttet. Se till att de motsatta tänderna är friska och tillgängliga för att fungera som den friska kontrollgruppen.
5. Exponering för fruktkött
- Använd dentalt malverk för att borra på den ocklusala sidan av överkäkens första molar med en hastighet av 20 000 rpm. Se till att emaljen tas bort. Fortsätt arbetet med dentalhandstycket endast i ett grunt dentinskikt för att förhindra överdriven värmestimulering på pulpavävnaden12.
- Förhindra samtidigt överhettning genom att använda en spruta för att droppa normal koksaltlösning på tanden var 3:e minut under operationen.
- Sätt en 8# eller 10# C+ file på den lägsta positionen av den borrade gropen och stick igenom det sista dentinet för att exponera fruktköttkammaren. Det kommer att vara en uppenbar känsla av att falla när det lokala dentinet tas bort ordentligt. Borra inte för djupt, annars kan tandpulpavävnad föras ut ur pulpakammaren.
- Rengör fragmenten runt tanden. Ta bort munkavlen; Operationen är avslutad. Använd den motsatta överkäken först som kontroll utan att använda den.
6. Postoperativ vård
- Efter operationen administreras karprofen (5 mg/kg) subkutant och musen placeras på den kemotermiska värmedynan i bukläge tills du återhämtat dig från anestesi. Mata mössen och se till att de får dricksvatten. Återhämtningsprocessen bör övervakas. Inga andra djur får vistas i samma kammare förrän musen är helt återställd.
7. Provtagning och förvaring
- Avliva musen med cervikal luxation under djup bedövning 24 timmar efter operationen eller någon annan tidpunkt enligt experiment9. Klipp skelettmusklerna som är fästa vid överkäken och zygomet med en ögonsax. Ta bort skelett, pannben och mjukvävnad och ta ut lamina gnathostegite med maxillära molarer.
OBS: Enligt He et al. rekommenderas att pulpitprov bör samlas in mindre än 72 timmar efter operationen för att undvika omfattande nekros i tandpulpavävnad13. - Dela gnathostegiten på mitten och förvara vävnaden i 4 % paraformaldehyd i PBS, pH 7,4, vid 4 °C för 24-timmars fixering.
8. Histologisk analys
- Tvätta vävnaderna med fosfatbuffrad koksaltlösning (PBS) och avkalka dem i en dagligen ändrad avkalkningslösning av 5 % EDTA och 4 % sackaros i PBS, pH 7,4, vid 4 °C i 2-4 veckor10.
- Bädda in 1/2 gnathostegiten i paraffin och se till att det sagittala ansiktet utan tänder är i botten av vävnadskassetterna.
- Skär paraffinblocket till 5 μm tjocka skivor med en paraffinmikrotom. Justera vinkeln på paraffinblocket enligt det proximala, distala, övre och nedre förhållandet som observeras under mikroskopet för att säkerställa att hela kronmassan och perforeringen av den första molaren kan skäras.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Proceduren som beskrivs ovan utfördes på den högra maxillära första kindtanden hos 3, 6-8 veckor gamla C57BL/6-möss, medan de vänstra maxillära första molarerna bevarades som kontroll. Histologi och immunofluorescensresultat från blankkontroll, 12 timmars pulpit och 24 timmars pulpitprover användes för demonstration.
Enligt protokoll för CT-analys från Goldman et al.15 bekräftades exponering för massa genom mikro-CT och rekonstruktionsmodellering i figur 4 A-C. Sagittala skivor av de överkäkens första kindtänder, både från kontroll- och kirurgisidan, genomgick HE-färgning (Figur 5). Pulpavävnadsnekros och cellmorfologisk sönderdelning vid sårkanten visades. Nekrosen var huvudsakligen koncentrerad till pulpavävnaden nära perforeringen, och formen på pulpavävnaden på den oöppnade sidan var normal. Vid 24 timmar var de flesta av pulpavävnaderna, inklusive rotfruktan, morfologiskt intakta. (Figur 5).
Uttrycket av IL-614 var lågt i kontroll, och en liten mängd IL-6 kunde observeras runt såret efter 12 timmar, medan uttrycket av IL-6 var signifikant ökat efter 24 timmar. Dessutom var uttrycket av IL-6 huvudsakligen koncentrerat till sårkanten och det mellersta pulpethornet (Figur 6). I figur 6 D,E ökar antalet IL-6+ dentala pulpaceller och förhållandet mellan IL-6+-celler och totala dentala pulpaceller över tiden i tre tidpunkter. Det kan anses att området gradvis utvecklar inflammation och förvärras efter exponering för pulpa.
Vi bjöd in 5 kollegor som aldrig har opererat överkäkständer hos C57-möss för att beräkna den tid som behövs för att immobilisera över- och underkäken på musen (steg 1) och exponera musens överkäke första kindtand (steg 2) enligt den traditionella proceduren med två gummiband med hänvisning till protokollet publicerat av Goldman et al. eller vårt protokoll med mungag15. Tid för att placera borren korrekt på musens maxillära första molar under mikroskop beräknades också för analys. Resultaten i Figur 3 J,K tyder på att tiden för munfixering och att hitta mössens maxillära första kindtand med mungagen var signifikant förkortad jämfört med det traditionella sättet (P<0,05). Användningen av mungag kan förbättra driftseffektiviteten och minska driftsvårigheten.
Figur 1: Flödesschema över förfarandet för exponering av fruktkötta. (A) Efter fixering med mungag ska den överkäkiga första kindtanden på musen vara helt exponerad under mikroskopet. (B) Använd ett höghastighets dentalt handstycke med minimalt invasiv dentalgrad för att avlägsna ocklusal emalj och ytligt dentin från den första kindtanden, men var försiktig så att du inte penetrerar dentinet direkt för att undvika överdriven påverkan på pulpan orsakad av överhettning. (C) Använd 8# C+ fil för att penetrera det återstående dentinet och exponera pulpan. (D) Prover samlades in 24 timmar efter operationen. HE och immunofluorescensfärgning visade att en pulpitmodell kunde etableras vid denna tidpunkt. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Utrustning för behandling av pulpaexponering. (A) Stereoskopiskt mikroskop och motor i dentalt höghastighets dentalt handstycke. (B) 8# C+ file, minimalt invasiv tandborr, mungag, pincett och dentalt höghastighets dentalt handstycke. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 3: Att göra mungagen. (A) Böj tråden för att göra två arbetsarmar av munkavlen. (B-C) Steg av böjning av tungspatel för underkäke. (D-E) Ingen tungspatel för överkäken. (F, H) Gummilock eller böjda ändar behövs för att skydda skador från att stickas. (G) Tre vyer av mungagen som referens. (I) Klinisk användning av mungag. (J) Den genomsnittliga tiden för nybörjare att fixa över- och underkäken (steg 1) med hjälp av traditionell fixeringsmetod respektive mungag. (K) Den genomsnittliga tiden för nybörjare att tydligt hitta den överkäkstidiga kindtanden (steg 2) med traditionell fixeringsmetod respektive mungag. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 4: Mikro-CT-analys av opererad knytnävsmolar med perforering markerad med röd prickad linje. (A) Sagittalt tandplan, se till att det inte finns någon perforering på pulpakammarens golv. (B) Koronaplan. Motsvarande perforeringen i (A) kan fullständig penetration av emaljdentinet omgiven av röd prickad linje observeras. (C) Ocklusalt plan för CT-rekonstruktionsmodell. Perforeringens placering inringad med en röd streckad linje bekräftas på ett mer intuitivt sätt och golvet i fruktköttskammaren kan observeras genom perforering. (D-G) Intraoperativa bilder av behandlingen. (D) Kontrollera den överkäkiga första kindtanden på musen för att säkerställa att det inte finns några håligheter eller missbildningar. (E) Använd en minimalt invasiv grad för att avlägsna emalj och grunt dentin. Som kan ses på bilden kan en grop (inringad med streckad vit linje) observeras på tandens ocklusala yta utan perforering. (F) Använd 8# C+ fil för att penetrera det återstående dentinet, filen kan fastna i tanden utan handstöd. (G) När filen tas bort har tanden en rosa perforering, vilket indikerar framgångsrik pulpaexponering. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 5: Hematoxylin-eosinfärgning. (A) Helhetssyn på obehandlad första molar för kontroll. (A-1,2,3) Högförstoringssiffror motsvarande 1, 2, 3 i panel (A). Formen på tandpulpavävnaden på 3 positioner var intakt, och odontoblasterna var i ett ordnat arrangemang. (B) Helhetssyn på tänderna 12 timmar efter operationen. (B-1,2,3) Högförstoringssiffror motsvarande 1, 2, 3 i panel (B). Formen på tandpulpavävnaden vid position 1 och 2 var i allmänhet intakt. Nekros kunde observeras nära perforeringen. (C) Helhetssyn på tänder 24 timmar efter operationen. (C-1,2,3) Högförstoringssiffror motsvarande 1, 2, 3 i panel (C). Nekros sträcker sig från ett enda pulpahorn till närliggande pulpavävnad. Men de flesta av pulpans vävnader, inklusive rotmassan, är morfologiskt intakta. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 6: Immunofluorescensfärgning. (A) Helhetssyn på obehandlad första molar för kontroll. (A-1,2,3) Högförstoringssiffror motsvarande 1, 2, 3 i panel (A). Nästan inget uttryck av IL-6 kunde observeras. (B) Helhetssyn på tänderna 12 timmar efter operationen. (B-1, 2, 3) Högförstoringssiffror motsvarande 1, 2, 3 i panel (B). Ökande IL-6 koncentrerat i vävnad nära perforationen som visas i B-3. Inga uppenbara förändringar observerades i B-1,2. (C) Helhetssyn på tänder 24 timmar efter operationen. (C-1, 2, 3) Högförstoringssiffror motsvarande 1, 2, 3 i panel (C). Uttrycket av IL-6 var signifikant ökat i C-2,3. (D) Total mängd IL-6+ dentala pulpaceller i kontroll, 12 timmars exponering för pulpa, 24 timmars exponering för pulpa, immunofluorescensfärgningsresultat. (E) Förhållandet mellan IL-6+-celler och den totala mängden tandpulpaceller i kontroll, 12 timmars pulpaexponering, 24 timmars pulpaexponering immunofluorescensfärgningsresultat. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Som den ensamma mjukvävnaden i tänderna fyller tandpulpan en avgörande roll för att upprätthålla tandens bioaktivitet men är fortfarande mycket känslig. Bevarandet av denna vitala pulpa har blivit det föredragna initiala tillvägagångssättet i nyare endodontiska behandlingar, vilket kräver en omfattande förståelse för de inflammatoriska mekanismerna hos tandpulpa16. Den spatiotemporala fluktuationen i den inflammatoriska mikromiljön och interaktioner mellan inhemska celltyper i pulpit komplicerar dess undersökning genom in vitro-studier 11. Istället erbjuder in vivo-studier fördelar genom att replikera den fysiologiska miljön som finns hos människor. Att använda experimentella möss, särskilt de med överuttryckta eller nedslagna gener, ger ett effektivt instrument för hypotesvalidering. De ofta använda C57-mössen i laboratorier utgör dock utmaningar på grund av deras ringa storlek och brist på koordination, vilket gör appliceringen av stimuli på deras tänder problematisk17. För att ta itu med detta problem behövs en omfattande förklaring av den nya mungagen för att hjälpa forskare att utföra procedurer i munhålorna hos möss. Dessutom beskriver denna artikel protokollet för att etablera en pulpitmodell genom pulpexponering på mössens första kindtand med hjälp av mungag, vilket ger en värdefull vägledning för efterföljande forskning.
Efter många iterationer designades framgångsrikt en skalbar mungag som är enkel att konstruera. Måtten och en tre-view schematisk av mungagen finns i figur 3. Protokollet förenklade trådbockningsprocessen avsevärt genom att anta en trapetsformad design i stället för en båge. Mungagen använder en ortodontisk bågtråd med en diameter på 0,8 mm, vilket balanserar behovet av att förhindra glidning från musens mun och ger tillräcklig öppningskraft. Dessutom skyddar den ortodontiska bågtrådens elasticitet mössens käkled. Mungagen är kompakt, motståndskraftig mot korrosion och kan förvaras i ett 50 ml centrifugrör med alkohol för upprepad användning. Trots musens bitande tryck förblir munkavlen stabil i munnen, vilket gör det möjligt för forskare att arbeta utan hjälp under ett mikroskop. Det bör noteras att mungagens storlek kan justeras för att passa olika storlekar på muskroppar. Om munnen sträcks ut bortom musens gräns ska munkavlen omedelbart tas bort för att undvika skador på käkleden (TMD) eller käkmusklerna.
He et al.'s rapport indikerar att nekros kan upptäckas 24 timmar efter pulpaexponering, och att majoriteten av pulpavävnaden blir nekrotisk efter 72 timmar18. Därför är det viktigt att samla in pulpavävnaden inom detta 72-timmarsfönster för att undvika ogiltiga experimentella slutsatser på grund av för många döda celler. När du sätter in C+-filen i pulpakammaren måste upprepad rotation och djup tryckning undvikas för att förhindra överdriven skada på pulpavävnaden. Om kraftiga blödningar uppstår under ingreppet rekommenderas att försiktigt avlägsna blodet med en liten bomullstuss för att förhindra hosta. Operationen bör endast utföras på ena sidan av musens överkäke på grund av den potentiella negativa inverkan på modellens noggrannhet från samtidig modellering på båda sidor, vilket kan orsaka komplikationer vid kostintag. Efter operationen rekommenderas det att inte administrera antiinflammatoriska läkemedel eller antibiotika till mössen.
Mungagen, även om den är effektiv för att hålla musens mun öppen, har begränsningar när det gäller operationsstället. Underkäkens bakre tänder, som skyddas av tungan som pressas med en tungdepressor, är ofta inte tydligt synliga. Därför är ingreppet endast lämpligt för operationer på överkäkens tänder eller underkäkens främre tänder. Om operationen överstiger 20 minuter rekommenderas det att ge musen en paus var 10:e minut eftersom mungagens stabilitet beror på att man motverkar mössens ocklusala kraft. C57-möss, som valts ut för sin snabba reproduktion och tillgänglighet, är känsliga för olika stimuli; Därför kan en lätt överdos av droger eller stimuli vara dödlig. Dessutom kräver deras tänders lilla storlek en högre färdighetsnivå för vävnadsskivning.
Sammanfattningsvis utgör pulpainflammation och nekros akuta utmaningar vid pulperegenerering. Denna studie erbjuder en omfattande demonstration av att skapa en pulpitmodell i möss, med immunofluorescensresultat som verifierar de inflammatoriska faktorerna. Den här artikeln föreslår en ny, bekväm mungag-design, som ger operatören fri sikt genom att hålla musens mun öppen utan att tungan störs. Operationer på underkäkens bakre tänder är dock fortfarande en utmaning. Med tanke på fördelarna med att använda experimentella möss är endodontisk modellering på möss mycket lovande, och det är planerat att förutse ytterligare sänkningar av den tekniska tröskeln.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna deklarerar att de inte är jäviga.
Acknowledgments
Denna studie finansierades av bidrag från National Natural Science Foundation of China U21A20368 (L. Y.), 82101000 (H. W.) och 82100982 (FL), och av Sichuan Science and Technology Program 2023NSFSC1499 (H. W.). Alla originaldata och bilder ingår i detta dokument.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Animal | |||
| C57/B6J mice | Gempharmatech Experimental Animals Company | C57/B6J | For the establishment of pulp exposure |
| Equipment | |||
| 1 mL syringe | Chengdu Xinjin Shifeng Medical Apparatus & Instruments Co. LTD. | SB1-074(IV) | Apply in drug injection. |
| 8# C+ file | Readysteel | 0010047 | Apply in exposing the roof of pulp chamber. |
| Anesthesia Mix solution | 10% ketamine hydrochloride+ 5% xylazine + 85% sterile isotonic saline. | ||
| DAPI Staining Solution | Beyotime | C1005 | Apply in immunofluorescence staining for counter-staining of nucleus. |
| Dental high-speed dental handpiece | Jing yuan electronic commerce technology | WJ-422 | Apply in pulp exposure. |
| Heavy wire cutter | Jirui Medical Instrument Co., Ltd. | none | Apply inarc cutting. |
| Hematoxylin and Eosin Stain kit | Biosharp | BL700B | For the histological analysis of the slides. |
| IL-6 antibody | Novus | NBP2-89149 | Apply in immunofluorescence staining to detect the inflammation of the dental pulp. |
| Ketamine(Ketamine hydrochloride) | Vet One, Boise, Idaho, USA | C3N VT1 | 100mg/kg, IP. Apply in nesthetization. |
| Medical tap | 3M | 1530 | Apply in mice immobilization. |
| Orthodontic arch wire | Shanghai Wei Rong Medical Apparatus Co. LTD. | K417 | Diameter of 8µm |
| Round dental burr (0.6 mm) | Shofu global | 072208 | Apply in removing enamel and shallow layer of dentin. |
| Young loop bending plier | Jirui Medical Instrument Co., Ltd. | none | Apply in arc bending. |
References
- Kleinert, A., Kleinert, L., Ozimirska, M., Chałas, R. Endodontium - together or separately. Folia Morphol. 77 (3), 409-415 (2018).
- Dhillon, H., Kaushik, M., Sharma, R.
- Prati, C., Pirani, C., Zamparini, F., Gatto, M. R., Gandolfi, M. G. A 20-year historical prospective cohort study of root canal treatments. A Multilevel analysis. Int Endod J. 51 (9), 955-968 (2018).
- Su, Y., Wang, C., Ye, L. Healing rate and post-obturation pain of single- versus multiple-visit endodontic treatment for infected root canals: a systematic review. J Endod. 37 (2), 125-132 (2011).
- Murray, P. E., Garcia-Godoy, F., Hargreaves, K. M. Regenerative endodontics: a review of current status and a call for action. J Endod. 33 (4), 377-390 (2007).
- Arora, S., et al. Potential application of immunotherapy for modulation of pulp inflammation: opportunities for vital pulp treatment. Int Endod J. 54 (8), 1263-1274 (2021).
- Eramo, S., Natali, A., Pinna, R., Milia, E. Dental pulp regeneration via cell homing. Int Endod J. 51 (4), 405-419 (2018).
- Hasan, A., et al. Expression of Toll-like receptor 2, Dectin-1, and Osteopontin in murine model of pulpitis. Clin Oral Investig. 27 (3), 1177-1192 (2023).
- Wang, Y., et al. DDIT3 aggravates pulpitis by modulating M1 polarization through EGR1 in macrophages. Int Immunopharmacol. 120, 110328 (2023).
- Richert, R., et al. A critical analysis of research methods and experimental models to study pulpitis. Int Endod J. 55 (Suppl 1), 14-36 (2022).
- Huang, X. F., Zhao, Y. B., Zhang, F. M., Han, P. Y. Comparative study of gene expression during tooth eruption and orthodontic tooth movement in mice. Oral Dis. 15 (8), 573-579 (2009).
- Kwon, S. J., et al. Thermal irritation of teeth during dental treatment procedures. Restor Dent Endod. 38 (3), 105-112 (2013).
- He, Y., et al. Pulpal tissue inflammatory reactions after experimental pulpal exposure in mice. J Endod. 43 (1), 90-95 (2017).
- Karrar, R. N., et al. Molecular biomarkers for objective assessment of symptomatic pulpitis: A systematic review and meta-analysis. Int Endod J. 56 (10), 1160-1177 (2023).
- Goldman, E., Reich, E., Abramovitz, I., Klutstein, M.
- Duncan, H. F. Present status and future directions-Vital pulp treatment and pulp preservation strategies. Int Endod J. 55 (Suppl 3), 497-511 (2022).
- Shi, X., Li, Z., He, Y., Jiang, Q., Yang, X. Effect of different dental burs for experimental induction of pulpitis in mice. Arch Oral Biol. 83, 252-257 (2017).
- Du, W., et al. Indigenous microbiota protects development of medication-related osteonecrosis induced by periapical disease in mice. Int J Oral Sci. 14 (1), 16 (2022).
