Summary

Üç-boyutlu Tam Kalınlığı Deri Üretimi Eşdeğer ve Otomatik Yaralama

Published: February 26, 2015
doi:

Summary

The goal of this protocol is to build up a three-dimensional full thickness skin equivalent, which resembles natural skin. With a specifically constructed automated wounding device, precise and reproducible wounds can be generated under maintenance of sterility.

Abstract

In vitro models are a cost effective and ethical alternative to study cutaneous wound healing processes. Moreover, by using human cells, these models reflect the human wound situation better than animal models. Although two-dimensional models are widely used to investigate processes such as cellular migration and proliferation, models that are more complex are required to gain a deeper knowledge about wound healing. Besides a suitable model system, the generation of precise and reproducible wounds is crucial to ensure comparable results between different test runs. In this study, the generation of a three-dimensional full thickness skin equivalent to study wound healing is shown. The dermal part of the models is comprised of human dermal fibroblast embedded in a rat-tail collagen type I hydrogel. Following the inoculation with human epidermal keratinocytes and consequent culture at the air-liquid interface, a multilayered epidermis is formed on top of the models. To study the wound healing process, we additionally developed an automated wounding device, which generates standardized wounds in a sterile atmosphere.

Introduction

Deri vücudun en büyük organıdır. Bu dış çevre ve iç organlar arasında bir bariyer oluşturur. Ayrıca, cilt sıvı kaybı, çevresel etkilere, yaralanma ve enfeksiyonlara karşı vücudu korur ve vücut ısısını 1 düzenlemeye yardımcı olur. Nedeniyle açıkta bir konumda, cilt genellikle mekanik, termal veya kimyasal travma etkilenir. Cilt kendini tamir genellikle yetenekli olmasına rağmen, böyle bir enfeksiyon, oksijenlenme ve venöz yeterlilik gibi birden fazla yerel faktörler bozulmuş yara iyileşmesi yol açabilir. Yara iyileşmesi de obezite, alkolizm, sigara, ilaç, beslenme ve diyabet gibi hastalıklar gibi sistemik faktörler tarafından müdahale edilebilir. 2

(i) iltihaplı faz, (ii) proliferatif ve (iii) yeniden modelleme aşaması: yara iyileşmesi süreci 3 evreye ayrılabilir. Cilde hasar üzerine, karmaşık bir sinyal kademeli yara kapanmasına neden başlar. 3Yaralanma sonrası yara kanama ve bir kan pıhtısı meydana gelir. Fibroblastlar kan pıhtısı içine taşımak ve daha sonra yılda yenilenmiş yeni doku ile değiştirin.

Biyolojik süreçler altta yatan deri onarım mevcut anlayış sınırlıdır. Küçük hayvan ve domuz modelleri yara iyileşmesini incelemek için kullanılmıştır. Bununla birlikte, bu sonuçlar, doğrudan türe özgü farklılıklar nedeniyle insanlarda transfer edilemez. Bu in vivo modellerde ek olarak, yara iyileşmesi bazı yönlerini 4 Bu çizilmeye modeller oldukça standardize edilir. Ölümsüzleştirdi hücre hatları veya primer hücrelerde dayalı in vitro tek tabaka kültürlerinin çizilmemesi yoluyla bir yara durumu taklit ederek ele alınabilir, ancak yeterince yansıtmıyor kompleks in vivo olarak fizyoloji. 5, iki-boyutlu bir model yanı sıra, üç-boyutlu bir insan derisi eşdeğer dermatolojik araştırmaları için geliştirilmiştir. Bu modellerin dermal kısmı ge vardırnerated decellularized dermis, 6 kollajen hidrojeller, 7,8 glikosaminoglikanlar 9 veya sentetik malzemelerden dahil olmak üzere çeşitli iskele kullanarak. 10 bu deri eşdeğerleri istihdam, epitelyal-mezenkimal etkileşimleri 11 rolünü yeniden epitelizasyon, fibroblast ve keratinositler arasındaki hücresel karışma Farklı büyüme faktörlerinin etkisi incelenebilir. Ayrıca, bu modeller fibroblastlar yaralı bölgeye göç ve nasıl kemotaktik faktörler doku yenilenmesini nasıl etkilediği hakkında yeni bilgiler elde etmek için yararlıdır. 12

Yara iyileşmesi modelinin kendisinde değil, sadece üretim zor olmakla birlikte, aynı zamanda, bir modelde yüksek ölçüde standardize edilmiş yara sorunludur kurmak. Ortak teknikler yaralar çizik testleri, 13 yanıklara, 14 teyp aşınma, 15 termal yaralanma, 16 emme kabarcıklar, 17 sıvı azot, 18 lazerler, 19 olan oluşturmak için </sup> neşter, 18 meshers 6 ve biyopsi yumruklar. Bu yöntemlerin çoğu 20 aynı tuzaklar var. Elle uygulanan yaralanmalar standartlaştırmak ve çoklu testler arasında yeniden zordur. Boyut, şekil ve yaranın derinliği çalışmalar arasında değişir ve böylece araştırma verilerinin kalitesini bozar. tanımlı cilt yaralanması için lazer kullanımı nispeten kolay standardize ancak yanık yaraları taklit bir duruma yol açar edilebilir. Lazer tarafından uygulanan ısı nekrotik dokunun yol açabilir protein denatürasyonu, trombosit agregasyonu veya damarların daralmasına neden olabilir.

Alternatif bir yaklaşımda, bize steril koşullar altında tanımlanmış ve hassas deri yaraları oluşturmak için izin veren bir otomatik yaralama cihazı (AWD) geliştirdi. Derinlik ve hız penetrasyonu olarak matkap ucu devir gibi yaralanması parametreleri ayarlanabilir. Bu çalışmada, biz evde geliştirilen tam kalınlıkta deri eşdeğerleri ile AWD kombine (ftGangatirkar ve arkadaşları tarafından yayınlanmış bir protokol ile karşılaştırılabilir SE). 8 deri eşdeğerinde dermal katman, hidrojel bir kollajen gömülü, insan dermal fibroblastları (HDF), oluşmaktadır. Dermal katmanda, insan epidermal keratinositler (HEK) numaralı seribaşı bulunmaktadır. Hava-sıvı arayüzü iki hafta içinde HEK birçok hayati hücre katmanları ve stratum corneum oluşan bir epidermis kurmak. Bu modelin oluşturmasının yanı sıra, bu çalışma FTSE tanımlanmış ve hassas yaralar oluşturmak üzere AWD kullanımını göstermektedir.

Protocol

NOT: protokol 24 tam kalınlıkta deri eşdeğerleri üretimi için tasarlanmıştır. Dermal fibroblastlar ve epidermal keratinositler İnsan 21,22 Aydınlatılmış onam önceden elde edildi. Daha önce yayınlanmış protokole göre deri biyopsi izole edilmiş ve çalışma Julius-Maximilians-Üniversitesi Würzburg insan araştırma kurumsal etik komitesi tarafından onaylanmıştır (182 oy / 10). Dermal Bileşeni 1. Üretimi 6 mg / ml'lik nihai bir konsantrasy…

Representative Results

izole edilmiş bir HDF ve HEK morfolojisinde ve tipik markerlerin ekspresyonu bakımından farklılık gösterir. Hek morfolojisi bir Arnavut kaldırımı morfolojisi ile tarif edilebilir ise Hdf, tipik mil-şekil morfolojisi gösterdi. Hücreler FTSE için bunları kullanmadan önce immünohistokimyasal boyama (Şekil 1) ile karakterize edilmiştir. Hdf vimentin (Şekil 1A), fibroblastlar için bir marker için olumludur. İlköğretim Hek derece erken farklılaşma proteini sitokerati…

Discussion

Nitro hücrelerde genellikle hücreler plastik yüzeylere yapışan iki boyutlu hücre kültürlerinde, yayılır. Bununla birlikte, bu kültür koşulları hücrelerinin in vivo büyümek olan fizyolojik üç boyutlu koşulları yansıtmamaktadır. Üç boyutlu koşulları altında, hücreler, doğal hücre-hücre ve hücre-matris bağlanmalarının ve üç boyutlu olarak yer değiştirmektedir. Hücre göçü ve matriks üretimi yara iyileşmesinin temel unsurları olarak özellikle in vivo

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors thank the Fraunhofer ISC for the collaboration concerning the construction of the automated wounding device. The project was founded by Fraunhofer internal project “Märkte von Übermorgen” (SkinHeal).

Materials

Name of Material/ Equipment Company Catalog Number Comments/Description
Trypsin EDTA (1:250) 0.5 % in DPBS  PAA L11-003 0.05%
Dulbecco’s Phosphate Buffered Saline Sigma D8537
Collagen (6 mg/ml in 0,1 % acetic acid) Produced in house
Fibronectin Human Protein, Plasma (50 µg/ml) Life Technologies 33016-015
Inserts Nunc 140627
6 well plate  Nunc 140685
24 well plate Nunc 142485
Microscope slides R. Langenbrinck 03-0070
Fibroblasts culturing (500 ml):
DMEM, high glucose Life Technologies 11965-092 89% (445 ml)
Fetal bovine serum Bio & Sell FCS.ADD.0500 10% (50 ml)
Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL) Life Technologies 15140-122 1% (5 ml)
Keratinozyten culture medium (500 ml): 
Keratinocyte Growth Medium 2 Promocell  C-20111 89% (445 ml)
Keratinocyte Growth Medium 2 SupplementPack Promocell  C-39011
Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL) Life Technologies 15140-122 1% (5 ml)
Gel neutralization solution (250 ml):
Dulbecco’s Modified Eagle Medium, high Glucose Powder with L-Glutamine PAA G0001,3010 93% (232,5 ml)
Chondroitin sulfate sodium salt from shark cartilage Sigma C4384-1g 1% (2,5 ml)
Fetal bovine serum Bio & Sell FCS.ADD.0500 3% (7,5 ml)
HEPES Sigma  H3375-1kg 3% (7,5 ml)
Skin model submers medium (500ml): 
Keratinocyte Growth Medium 2 Promocell  C-20111
Keratinocyte Growth Medium 2 SupplementPack Promocell  C-39011
Fetal calf serum Bio & Sell FCS.ADD.0500 5%-2% (25 ml-10 ml) 
Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL) Life Technologies 15140-122 1% (5 ml)
Skin model air-liquid interface medium (500 ml): 
Keratinocyte Growth Medium 2
Keratinocyte Growth Medium 2 Supplement Pack Promocell  C-39011 adding only supplements: Insulin, Hydrocortisone, Epinephrine, Transferrin, CaCl2
Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL) Life Technologies 15140-122 1% (5 ml)
CaCl2 (300 mM) Sigma  C7902-500g  0,62% (3,1 ml)
Histology:
IHC-Kit DCS SuperVision 2 HRP DCS PD000KIT
Vimentin antibody Abcam ab92547
CK14 antibody Sigma  HPA023040-100µl
CK10 antibody Dako M7002
Filaggrin antibody Abcam ab81468
H&E staining
Mayer´s Haemalaun AppliChem A0884,2500
Xylol Sigma Aldrich 296325-4X2L
Ethanol Sigma Aldrich 32205-4X2.5L
HCl Sigma Aldrich H1758-500ML
Eosin Sigma Aldrich E4009-5G
2-Propanolol Sigma Aldrich I9516-500ML
Mounting Medium Sigma Aldrich M1289-10ML

References

  1. Proksch, E., Brandner, J. M., Jensen, J. M. The skin: an indispensable barrier. Exp Dermatol. 17, 1063-1072 (2008).
  2. Guo, S., Dipietro, L. A. Factors affecting wound healing. J Dent Res. 89, 219-229 (2010).
  3. Kirsner, R. S., Eaglstein, W. H. The wound healing process. Dermatol Clin. 11, 629-640 (1993).
  4. Cory, G. Scratch-wound assay. Methods Mol Biol. 769, 25-30 (2011).
  5. Sun, T., Jackson, S., Haycock, J. W., MacNeil, S. Culture of skin cells in 3D rather than 2D improves their ability to survive exposure to cytotoxic agents. J Biotechnol. 122 (3), 372-381 (2006).
  6. Harrison, C. A., Heaton, M. J., Layton, C. M., Mac Neil, S. Use of an in vitro model of tissue-engineered human skin to study keratinocyte attachment and migration in the process of reepithelialization. Wound Repair Regen. 14 (2), 203-209 (2006).
  7. Wilkins, L. M., Watson, S. R., Prosky, S. J., Meunier, S. F., Parenteau, N. L. Development of a bilayered living skin construct for clinical applications. Biotechnol Bioeng. 43 (8), 747-756 (1994).
  8. Gangatirkar, P., Paquet-Fifield, S., Li, A., Rossi, R., Kaur, P. Establishment of 3D organotypic cultures using human neonatal epidermal cells. Nat Protoc. 2 (1), 178-186 (2007).
  9. Boyce, S. T. Skin substitutes from cultured cells and collagen-GAG polymers. Med Biol Eng Comput. 36 (6), 791-800 (1998).
  10. El-Ghalbzouri, A., Lamme, E. N., van Blitterswijk, C., Koopman, J., Ponec, M. The use of PEGT/PBT as a dermal scaffold for skin tissue engineering. Biomaterials. 25 (5), 2987-2996 (2004).
  11. Maas-Szabowski, N., Shimotoyodome, A., Fusenig, N. E. Keratinocyte growth regulation in fibroblast cocultures via a double paracrine mechanism. J Cell Sci. 112 (Pt 12), 1843-1853 (1999).
  12. Coolen, N. A., Vlig, M., vanden Bogaerdt, A. J., Middelkoop, E., Ulrich, M. M. Development of an in vitro burn wound model. Wound Repair Regen. 16 (4), 559-567 (2008).
  13. Oberringer, M., Meins, C., Bubel, M., Pohlemann, T. A new in vitro wound model based on the co-culture of human dermal microvascular endothelial cells and human dermal fibroblasts. Biol Cell. 99 (4), 197-207 (2007).
  14. Cribbs, R. K., Luquette, M. H., Besner, G. E. A standardized model of partial thickness scald burns in mice. J Surg Res. 80 (1), 69-74 (1998).
  15. Reed, J. T., Ghadially, R., Elias, P. M. Skin type, but neither race nor gender, influence epidermal permeability barrier function. Arch Dermatol. 131 (10), 1134-1138 (1995).
  16. Pilcher, B. K., et al. Keratinocyte collagenase-1 expression requires an epidermal growth factor receptor autocrine mechanism. J Biol Chem. 274 (15), 10372-10381 (1999).
  17. Blank, I. H., Miller, O. G. A method for the separation of the epidermis from the dermis. J Invest Dermatol. 15 (1), 9-10 (1950).
  18. El Ghalbzouri, A., et al. Fibroblasts facilitate re-epithelialization in wounded human skin equivalents. Lab Invest. 84 (1), 102-112 (2004).
  19. Vaughan, M. B., et al. A reproducible laser-wounded skin equivalent model to study the effects of aging in vitro. Rejuvenation Res. 7 (2), 99-110 (2004).
  20. Geer, D. J., Swartz, D. D., Andreadis, S. T. In vivo model of wound healing based on transplanted tissue-engineered skin. Tissue Eng. 10 (7-8), 1006-1017 (2004).
  21. Bell, E., et al. The reconstitution of living skin. J Invest Dermatol. 81 (1 Suppl), 2s-10s (1983).
  22. Asselineau, D., Prunieras, M. Reconstruction of ‘simplified’ skin: control of fabrication. Br J Dermatol. 111, 219-222 (1984).
  23. Pampaloni, F., Reynaud, E. G., Stelzer, E. H. K. The third dimension bridges the gap between cell culture and live tissue. Nat Rev Mol Cell Biol. 8 (10), 839-845 (2007).
check_url/kr/52576?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Rossi, A., Appelt-Menzel, A., Kurdyn, S., Walles, H., Groeber, F. Generation of a Three-dimensional Full Thickness Skin Equivalent and Automated Wounding. J. Vis. Exp. (96), e52576, doi:10.3791/52576 (2015).

View Video