Summary

<em> In Vitro</em> Модель гематоэнцефалического барьера Использование импедансной спектроскопии: основноевнимание- Т-клеток-эндотелиальной клеточное взаимодействие

Published: December 08, 2016
doi:

Summary

Here, we describe an in vitro murine model of the blood-brain barrier that makes use of impedance cell spectroscopy, with a focus on the consequences on endothelial cell integrity and permeability upon interaction with activated T cells.

Abstract

Breakdown of the blood-brain barrier (BBB) is a critical step in the development of autoimmune diseases such as multiple sclerosis (MS) and its animal model experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE). This process is characterized by the transmigration of activated T cells across brain endothelial cells (ECs), the main constituents of the BBB. However, the consequences on brain EC function upon interaction with such T cells are largely unknown. Here we describe an assay that allows for the evaluation of primary mouse brain microvascular EC (MBMEC) function and barrier integrity during the interaction with T cells over time. The assay makes use of impedance cell spectroscopy, a powerful tool for studying EC monolayer integrity and permeability, by measuring changes in transendothelial electrical resistance (TEER) and cell layer capacitance (Ccl). In direct contact with ECs, stimulated but not naïve T cells are capable of inducing EC monolayer dysfunction, as visualized by a decrease in TEER and an increase in Ccl. The assay records changes in EC monolayer integrity in a continuous and automated fashion. It is sensitive enough to distinguish between different strengths of stimuli and levels of T cell activation and it enables the investigation of the consequences of a targeted modulation of T cell-EC interaction using a wide range of substances such as antibodies, pharmacological reagents and cytokines. The technique can also be used as a quality control for EC integrity in in vitro T-cell transmigration assays. These applications make it a versatile tool for studying BBB properties under physiological and pathophysiological conditions.

Introduction

Гематоэнцефалический барьер отделяет системный кровоток от центральной нервной системы (ЦНС) , 1 3. Она обеспечивает физический барьер, который препятствует свободному движению клеток и диффузии водорастворимых молекул и защищает мозг от патогенов и потенциально опасных веществ. В дополнение к барьерной функции, ГЭБ обеспечивает доставку кислорода и питательных веществ к паренхиме головного мозга, что обеспечивает надлежащее функционирование нервной ткани. Функциональные свойства ГЭБ высоко регулируются его клеточных и межклеточных компонентов, с узкоспециализированными КЭ является ее основным структурным элементом. КЭ ГЭБ характеризуются наличием плотного контакта (TJ) комплексов, отсутствие фенестраций, крайне низкой пиноцитозные активностью и постоянно активных транспортных механизмов. Другие компоненты ВВВ базальная мембрана EC, перицитов вложения эндотелий, астроцитов концевые ноги и = ассоциированных парenchymal базальная мембрана также внести свой вклад в развитие, поддержание и функции ВВВ 2,4 6 и, вместе с нейронами и микроглии, образуют сосудисто – нервный узел (НВУ), что позволяет надлежащее функционирование ЦНС 7 9.

В различных неврологических заболеваний, таких как нейродегенеративные, воспалительные или инфекционные заболевания, функция ГЭБ скомпрометирован 2,5,10. Дисрегуляция TJ комплексов и механизмов молекулярных транспорта приводит к повышению проницаемости ГЭБ, лейкоцитов, воспаление и повреждение нейронов. Для изучения свойств ГЭБ при таких патофизиологических условиях, различные модели в пробирке ВВВ были установлены 9,11,12. Вместе они предоставили ценную информацию о изменениях целостности барьера, проницаемости, а также транспортных механизмов. Эти модели используют эндотелиальные клетки человека, мыши, крысы, свиньи или бовечьего происхождения 13 18; Первичные эндотелиальные клетки или клеточные линии культивируют либо в виде монокультуры или вместе с перицитов и / или астроцитов, чтобы более точно имитировать ГЭБ в естественных условиях 19 25. В последние годы, измерение трансэндотелиальном электрического сопротивления (Тир) стала широко распространенным инструментом для оценки эндотелиальной барьерных свойств 26,27.

TEER отражает полное сопротивление ионного потока через клеточный монослой и его снижение обеспечивает чувствительное измерение целостности эндотелиальной скомпрометированы барьера и, следовательно, повышенной проницаемости. Различные системы измерения Teer были разработаны, в том числе эпителиальной Voltohmmeter (EVOM), электрический Cell-подложка импеданса зондированию (ВЕ) и клеточного анализа в реальном масштабе времени 15,28 30. TEER отражает сопротивление потока ионов между соседними КЭ (парацеллюлярная маршрута) и прямо пропорциональнацелостности барьера. В импедансной спектроскопии 27,31, комплексное полное сопротивление (Z) измеряется, которая обеспечивает дополнительную информацию о целостности барьера путем измерения CCL. Ccl относится к емкостной ток через клеточную мембрану (трансцеллюлярного маршрут): Клеточный слой действует как конденсатор в эквивалентной электрической цепи, разделяющей заряды на обеих сторонах мембраны и обратно пропорционален целостности барьера. При выращивании на проницаемые вставок, КЭ прилипать, пролиферируют и распространяются на микропористой мембраны. Это противодействует фоновый емкостного тока вставки (который сам по себе действует как конденсатор) и приводит к уменьшению емкости до тех пор, пока не достигнет своего минимального уровня. За этим следует путем создания TJ комплексов, которые перекрывают пространство между соседними КЧС. Это ограничивает поток ионов через маршрут парацеллюлярной и ТЭЭУ увеличивается, пока не достигнет своего плато. При воспалительных процессах, однако, endotheliаль барьер скомпрометирована: TEER уменьшается по мере TJ комплексы получают нарушается и Ccl возрастает по мере емкостной составляющей вставки снова поднимается.

Наше измерение TEER использует автоматизированную систему мониторинга ячейки 32: он следует принципу импедансной спектроскопии и расширяет свои предыдущие приложения. Здесь мы опишем экстракорпорального ВВВ модели в том , что позволяет исследовать барьерных свойств, в том числе взаимодействие мозга эндотелий с иммунными клетками; в частности, активированных Т-клеток. Такие патофизиологических условиях наблюдаются при аутоиммунных заболеваниях центральной нервной системы , таких как рассеянный склероз и его модели для животных экспериментального аутоиммунного энцефаломиелита 33 37. Здесь решающим шагом является трансмиграция энцефалитогенных, миелин-специфических Т-клеток через ВВВ. Это сопровождается их реактивации в периваскулярной пространстве и вступление в паренхиме головного мозга, где они принимают на работу других иммунных клеток и меняственной воспаления и последующего демиелинизация 1,35,38. Однако молекулярные механизмы взаимодействия таких Т-клеток и эндотелиальных клеток, основными составляющими ГЭБ, не до конца понятны. Наш протокол призван восполнить этот пробел и дать новое понимание последствий на эндотелиальных клетках (то есть, целостность барьера и проницаемости) при их непосредственном контакте и взаимодействии с комплексным активированными Т – клетками.

Протокол, описанный здесь, использует первичный мозга мыши микрососудистой эндотелиальных клеток, выращенных в виде монослоя на проницаемых вставках с микропористым мембранам. Эндотелиальные клетки культивировании совместно с CD4 + Т – клеток, которые могут быть предварительно активированными либо поликлонально или в моде антиген-специфической. Совместное культивирование MBMECs с предварительно активированные, но не наивным Т-клеток индуцирует снижение TEER и увеличение в БКК, которая обеспечивает количественную меру дисфункции и разрушения барьера MBMEC. техникаявляется неинвазивным: он использует встроенный вместо Chopstick электродов, которые предотвращают серьезное нарушение общественного порядка монослоя ЕС; он может быть использован для мониторинга барьерной функции без использования клеточных маркеров. Это делает непрерывные измерения в автоматическом режиме и позволяет провести независимую оценку двух параметров барьера (Тир и CCL) одновременно с течением времени. Этот метод также достаточно чувствителен, чтобы различать разные уровни активации Т-клеток и эффектов таких Т-клеток на КЧС.

Он может быть использован в широком диапазоне функциональных анализов: различные цитокины и / или хемокины замешанные в воспалительных процессах могут быть добавлены к совместной культуре MBMECs и Т-клеток; можно использовать блокирующие антитела против молекул клеточной адгезии либо на ЕС или стороне Т-клеток; и ингибиторы маркеров активации Т-клеток или их цитолитического свойств могут быть добавлены во время примирования Т-клеток или их совместном культивировании с КЧС. Анализ также полезен для Т-клеток переселенииАнализы, так как он может служить в качестве контроля качества целостности монослоя MBMEC перед добавлением Т-клеток. Все это делает этот метод универсальный и надежный инструмент для изучения ГЭБ в пробирке, с акцентом на эффекте активированных Т – клеток на целостность монослоя EC. Это имеет особое значение для понимания механизмов нарушения ГЭБ в патогенезе аутоиммунных заболеваний, таких как MS и его животной модели EAE, где самореактивными, энцефалитогенных Т-клетки проникает через ГЭБ и вызывать воспаление и повреждение нейронов.

Protocol

Для всех экспериментов мышей разводили и поддерживали под конкретного патогена условий в центральном виварии в Университете Мюнстера, в соответствии с немецкими руководящими принципами для ухода за животными. Все эксперименты проводились в соответствии с руководящими принципами Комитета по э?…

Representative Results

На рисунке 1 представлен общий обзор модели в пробирке ВВВ используется для изучения взаимодействия между Т – клеток и эндотелиальных клеток. Эксперимент состоит из трех основных этапов. Первым шагом является выделение первичных MBMECs из коры головного мо…

Discussion

Несколько шагов описанного протокола имеют важное значение для успешного эксперимента. В ходе первоначальной изоляции и культуры MBMEC, крайне важно, что работа выполняется в стерильных условиях в максимально возможной степени, чтобы предотвратить загрязнение культуры клеток грибковы…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Мы благодарны Анника Engbers и Франк Курта за их отличную техническую поддержку и д-р Маркус Шефер (nanoAnalytics GmbH) за полезные обсуждения, касающиеся измерений Тир. Эта работа была поддержана Немецким Исследовательским (DFG), SFB1009 проект A03 к HW и LK, CRC TR128, проекты A08; Z1 и B01 для LK и HW и Межотраслевой Центр клинических исследований (медицинский факультет Мюнстере) Номер гранта kl2 / 2015/14 для LK.

Materials

cellZscope nanoAnalytics GmbH www.nanoanalytics.com including: 24-well Cell Module, Controller, PC with cellZscope software v2.2.2 
Ultracentrifuge Thermo Scientific www.thermoscientific.com SORVALL RC 6+; rotor F21S-8x50y; for MBMEC isolation
flow cytometer Beckman Coulter www.beckmancoulter.com for analysis of T cell transmigration
FlowJo7.6.5 software Tree Star www.flowjo.com for analysis of T cell transmigration
Oak Ridge centrifuge tubes, PC Thermo Fisher Scientific 3118-0050 50 ml; for MBMEC isolation
Transwell membrane inserts – pore size 0.4 µm Corning 3470 for TEER measurement as the main readout
Transwell membrane inserts – pore size 3 µm Corning 3472 for TEER measurement as the quality control prior to T-cell transmigration assay
24-well cell culture plate Greiner 650 180 flat-bottom; for MBMEC culture
96-well cell culture plate Costar 3526 round-bottom; for immune cell culture
QuadroMACS Separator Miltenyi Biotec 130-090-976 for T cell and B cell isolation; supports MACS LS columns
OctoMACS Separator Miltenyi Biotec 130-042-109 for dendritic cell isolation; supports MACS MS columns
Neubauer counting chamber Marienfeld MF-0640010 for cell counting
Cell strainer, 70 µm Corning 352350 for immune cell isolation
Cell strainer, 40 µm Corning 352340 for immune cell isolation
MACS MultiStand Miltenyi Biotec 130-042-303 for immune cell isolation
MACS LS separation columns Miltenyi Biotec 130-042-401 for T cell and B cell isolation
MACS MS separation columns Miltenyi Biotec 130-042-201 for dendritic cell isolation
Mouse CD4 MicroBeads Miltenyi Biotec 130-049-201 for CD4+ T cell isolation
Mouse CD19 MicroBeads Miltenyi Biotec 130-052-201 for B cell isolation
Mouse CD11c MicroBeads Miltenyi Biotec 130-052-001 for dendritic cell isolation
Collagen type IV from human placenta Sigma C5533 for MBMEC coating solution
Fibronectin from bovine plasma Sigma F1141-5MG for MBMEC coating solution
Collagenase 2 (CSL2) Worthington LS004176 for MBMEC isolation
Collagenase/Dispase (C/D) Roche 11097113001 for MBMEC isolation
DNase I Sigma DN25 for MBMEC isolation
Fetal Bovine Serum (FBS) Sigma F7524 for MBMEC isolation
Bovine Serum Albumin (BSA) Amresco 0332-100G for MBMEC isolation
Percoll Sigma P1644-1L for MBMEC isolation
DMEM (+ GlutaMAX) Gibco 31966-021 for MBMEC isolation and MBMEC culture medium
Penicillin/Streptomycin Sigma P4333 for MBMEC isolation and MBMEC culture medium
Phosphate-Buffered Saline (PBS) Sigma D8537 for MBMEC and immune cell isolation
Heparin Sigma H3393 for MBMEC culture medium
Human Basic Fibroblast Growth Factor (bFGF) PeproTech 100-18B for MBMEC culture medium
Puromycin Sigma P8833 for MBMEC culture medium; only for the first three days
0.05% Trypsin-EDTA Gibco 25300-054 for harvesting MBMECs
Collagenase Type IA Sigma C9891 for dendritic cell isolation
Trypan Blue solution, 0.4% Thermo Fisher Scientific 15250061 for cell counting
EDTA Sigma E5134 for immune cell isolation
IMDM + 1% L-Glutamin Gibco 21980-032 for T cell culture medium
X-VIVO 15 Lonza BE04-418Q protect from light; for B cell culture medium
β-mercaptoethanol Gibco 31350-010 for B cell culture medium
L-Glutamine (100x Glutamax) Gibco 35050-061 for B cell culture medium
mouse MOG35—55 peptide Biotrend BP0328 for antigen-specific T cell activation
purified anti-mouse CD3 Ab BioLegend 100302 clone 145-2C11; for polyclonal T cell activation
purified NA/LE anti-mouse CD28 Ab BD Pharmingen 553294 clone 37.51; for polyclonal T cell activation
Recombinant Murine IFN-γ PeproTech 315-05 for T-cell transmigration assays
Recombinant Murine TNF-α PeproTech 315-01A for T-cell transmigration assays
NA/LE purified anti-mouse IFN-γ antibody BD Biosciences 554408 clone XMG1.2; recommended final concentration: 20 µg/ml
Granzyme B Inhibitor II Calbiochem 368055 recommended final concentration: 10 µM
PE anti-mouse CD4 antibody Biolegend 116005 clone RM4-4; for analysis of T cell transmigration

Referências

  1. Engelhardt, B., Sorokin, L. The blood-brain and the blood-cerebrospinal fluid barriers: function and dysfunction. Semin Immunopathol. 31 (4), 497-511 (2009).
  2. Obermeier, B., Daneman, R., Ransohoff, R. M. Development, maintenance and disruption of the blood-brain barrier. Nat Med. 19 (12), 1584-1596 (2013).
  3. Abbott, N. J., Patabendige, A. A. K., Dolman, D. E. M., Yusof, S. R., Begley, D. J. Structure and function of the blood-brain barrier. Neurobiol Dis. 37 (1), 13-25 (2010).
  4. Luissint, A. -. C., Artus, C., Glacial, F., Ganeshamoorthy, K., Couraud, P. -. O. Tight junctions at the blood brain barrier: physiological architecture and disease-associated dysregulation. Fluids Barriers CNS. 9 (1), 23 (2012).
  5. Zlokovic, B. V. The Blood-Brain Barrier in Health and Chronic Neurodegenerative Disorders. Neuron. 57, 178-201 (2008).
  6. Armulik, A., Genové, G., et al. Pericytes regulate the blood-brain barrier. Nature. 468 (7323), 557-561 (2010).
  7. Stanimirovic, D. B., Friedman, A. Pathophysiology of the neurovascular unit: disease cause or consequence?. J Cereb Blood Flow Metab. 32 (7), 1207-1221 (2012).
  8. Hawkins, B. T., Davis, T. P. The Blood-Brain Barrier / Neurovascular Unit in Health and Disease. Pharmacol Rev. 57 (2), 173-185 (2005).
  9. Cardoso, F. L., Brites, D., Brito, M. A. Looking at the blood-brain barrier: molecular anatomy and possible investigation approaches. Brain Res Rev. 64 (2), 328-363 (2010).
  10. Weiss, N., Miller, F., Cazaubon, S., Couraud, P. -. O. The blood-brain barrier in brain homeostasis and neurological diseases. Biochim Biophys Acta. 1788 (4), 842-857 (2009).
  11. Deli, M. A., Ábrahám, C. S., Kataoka, Y., Niwa, M. Permeability studies on in vitro blood-brain barrier models: Physiology, pathology, and pharmacology. Cell Mol Neurobiol. 25 (1), 59-127 (2005).
  12. Wilhelm, I., Fazakas, C., Krizbai, I. A. In vitro models of the blood-brain barrier. Acta Neurobiol Exp (Wars). 71 (1), 113-128 (2011).
  13. Bernas, M. J., Cardoso, F. L., et al. Establishment of primary cultures of human brain microvascular endothelial cells to provide an in vitro cellular model of the blood-brain barrier. Nat Protoc. 5 (7), 1265-1272 (2010).
  14. Ruck, T., Bittner, S., Epping, L., Herrmann, A. M., Meuth, S. G. Isolation of primary murine brain microvascular endothelial cells. J Vis Exp. (93), e52204 (2014).
  15. Molino, Y., Jabès, F., Lacassagne, E., Gaudin, N., Khrestchatisky, M. Setting-up an In Vitro Model of Rat Blood-brain Barrier (BBB): A Focus on BBB Impermeability and Receptor-mediated Transport. J Vis Exp. (88), (2014).
  16. Eigenmann, D. E., Xue, G., Kim, K. S., Moses, A. V., Hamburger, M., Oufir, M. Comparative study of four immortalized human brain capillary endothelial cell lines, hCMEC/D3, hBMEC, TY10, and BB19, and optimization of culture conditions, for an in vitro blood-brain barrier model for drug permeability studies. Fluids Barriers CNS. 10 (1), (2013).
  17. Patabendige, A., Skinner, R. A., Morgan, L., Abbott, N. J. A detailed method for preparation of a functional and flexible blood-brain barrier model using porcine brain endothelial cells. Brain Res. 1521, 16-30 (2013).
  18. Burek, M., Salvador, E., Förster, C. Y. Generation of an immortalized murine brain microvascular endothelial cell line as an in vitro blood brain barrier model. J Vis Exp. (66), e4022 (2012).
  19. Thanabalasundaram, G., Schneidewind, J., Pieper, C., Galla, H. J. The impact of pericytes on the blood-brain barrier integrity depends critically on the pericyte differentiation stage. Int J Biochem Cell Biol. 43 (9), 1284-1293 (2011).
  20. Abbott, N. J., Dolman, D. E. M., Drndarski, S., Fredriksson, S. M. An Improved in vitro BBB model: RBEC co-cultured with astrocytes. Methods Mol Biol. 814, 415-430 (2012).
  21. Sansing, H. A., Renner, N. A., MacLean, A. G. An inverted blood-brain barrier model that permits interactions between glia and inflammatory stimuli. J Neurosci Methods. 207 (1), 91-96 (2012).
  22. Hatherell, K., Couraud, P. O., Romero, I. A., Weksler, B., Pilkington, G. J. Development of a three-dimensional, all-human in vitro model of the blood-brain barrier using mono-, co-, and tri-cultivation Transwell models. J Neurosci Methods. 199 (2), 223-229 (2011).
  23. Xue, Q., Liu, Y., et al. A novel brain neurovascular unit model with neurons, astrocytes and microvascular endothelial cells of rat. Int J Biol Sci. 9 (2), 174-189 (2013).
  24. Abbott, N. J., Rönnbäck, L., Hansson, E. Astrocyte-endothelial interactions at the blood-brain barrier. Nature reviews. Neuroscience. 7 (1), 41-53 (2006).
  25. Nakagawa, S., Deli, M. A., et al. Pericytes from Brain Microvessels Strengthen the Barrier Integrity in Primary Cultures of Rat Brain Endothelial Cells. Cell Mol Neurobiol. 27 (6), 687-694 (2007).
  26. Srinivasan, B., Kolli, A. R., Esch, M. B., Abaci, H. E., Shuler, M. L., Hickman, J. J. TEER Measurement Techniques for In Vitro Barrier Model Systems. J Lab Autom. 20 (2), 107-126 (2015).
  27. Benson, K., Cramer, S., Galla, H. -. J. Impedance-based cell monitoring: barrier properties and beyond. Fluids and barriers of the CNS. 10 (1), 5 (2013).
  28. Szulcek, R., Bogaard, H. J., van Nieuw Amerongen, G. P. Electric cell-substrate impedance sensing for the quantification of endothelial proliferation, barrier function, and motility. J Vis Exp. (85), (2014).
  29. Kroon, J., Daniel, A. E., Hoogenboezem, M., van Buul, J. D. Real-time Imaging of Endothelial Cell-cell Junctions During Neutrophil Transmigration Under Physiological Flow. J Vis Exp. (90), e51766 (2014).
  30. Rahim, S., Üren, A. A real-time electrical impedance based technique to measure invasion of endothelial cell monolayer by cancer cells. J Vis Exp. (50), (2011).
  31. Galla, H. J., Thanabalasundaram, G., Wedel-Parlow, M., Rempe, R. G., Kramer, S., El-Gindi, J., Schäfer, M. A. B. The Blood-Brain-Barrier in Vitro: Regulation, Maintenance and Quantification of the Barrier Properties by Impedance Spectroscopy. Horizons in Neuroscience Research. , (2011).
  32. Ley, K., Laudanna, C., Cybulsky, M. I., Nourshargh, S. Getting to the site of inflammation: the leukocyte adhesion cascade updated. Nat Rev Immunol. 7 (9), 678-689 (2007).
  33. Holman, D. W., Klein, R. S., Ransohoff, R. M. The Blood-Brain Barrier, Chemokines and Multiple Sclerosis. Biochim Biophys Acta. 1812 (2), 220-230 (2011).
  34. Larochelle, C., Alvarez, J. I., Prat, A. How do immune cells overcome the blood-brain barrier in multiple sclerosis. FEBS Lett. 585 (23), 3770-3780 (2011).
  35. Choi, J., Enis, D. R., Koh, K. P., Shiao, S. L., Pober, J. S. T Lymphocyte-Endothelial Cell Interactions. Annu Rev Immunol. 22 (1), 683-709 (2004).
  36. Lyck, R., Engelhardt, B. Going Against the Tide – How Encephalitogenic T Cells Breach the Blood-Brain Barrier. J Vasc Res. 49 (6), 497-509 (2012).
  37. Engelhardt, B. Molecular mechanisms involved in T cell migration across the blood-brain barrier. J Neural Transm (Vienna). 113 (4), 477-485 (2006).
  38. von Wedel-Parlow, M., Schrot, S., Lemmen, J., Treeratanapiboon, L., Wegener, J., Galla, H. -. J. Neutrophils cross the BBB primarily on transcellular pathways: An in vitro study. Brain Res. 1367, 62-76 (2011).
  39. Perrière, N., Demeuse, P. H., et al. Puromycin-based purification of rat brain capillary endothelial cell cultures. Effect on the expression of blood-brain barrier-specific properties. J Neurochem. 93 (2), 279-289 (2005).
  40. Bendayan, R., Lee, G., Bendayan, M. Functional expression and localization of P-glycoprotein at the blood brain barrier. Microsc Res Tech. 57, 365-380 (2002).
  41. Steiner, O., Coisne, C., Engelhardt, B., Lyck, R. Comparison of immortalized bEnd5 and primary mouse brain microvascular endothelial cells as in vitro blood-brain barrier models for the study of T cell extravasation. J Cereb Blood Flow Metab. 31 (1), 315-327 (2011).
  42. Malina, K. C. K., Cooper, I., Teichberg, V. I. Closing the gap between the in-vivo and in-vitro blood-brain barrier tightness. Brain Res. 1284, 12-21 (2009).
  43. Ruck, T., Bittner, S., Meuth, S. Blood-brain barrier modeling: challenges and perspectives. Neural Regen Res. 10 (6), 889 (2015).
  44. Weidenfeller, C., Schrot, S., Zozulya, A., Galla, H. -. J. Murine brain capillary endothelial cells exhibit improved barrier properties under the influence of hydrocortisone. Brain Res. 1053, 162-174 (2005).
  45. Schrot, S., Weidenfeller, C., Schäffer, T. E., Robenek, H., Galla, H. -. J. Influence of hydrocortisone on the mechanical properties of the cerebral endothelium in vitro. Biophys J. 89 (6), 3904-3910 (2005).
  46. Seebach, J., Dieterich, P., et al. Endothelial barrier function under laminar fluid shear stress. Lab Invest. 80 (12), 1819-1831 (2000).
  47. Siddharthan, V., Kim, Y. V., Liu, S., Kim, K. S. Human astrocytes/astrocyte-conditioned medium and shear stress enhance the barrier properties of human brain microvascular endothelial cells. Brain Res. 1147, 39-50 (2007).
  48. Santaguida, S., Janigro, D., Hossain, M., Oby, E., Rapp, E., Cucullo, L. Side by side comparison between dynamic versus static models of blood-brain barrier in vitro: a permeability study. Brain Res. 1109 (1), 1-13 (2006).
  49. Booth, R., Kim, H. Characterization of a microfluidic in vitro model of the blood-brain barrier (µBBB). Lab Chip. 12 (10), 1784 (2012).
  50. Griep, L. M., Wolbers, F., et al. BBB ON CHIP: microfluidic platform to mechanically and biochemically modulate blood-brain barrier function. Biomed Microdevices. 15 (1), 145-150 (2013).
check_url/pt/54592?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Kuzmanov, I., Herrmann, A. M., Galla, H., Meuth, S. G., Wiendl, H., Klotz, L. An In Vitro Model of the Blood-brain Barrier Using Impedance Spectroscopy: A Focus on T Cell-endothelial Cell Interaction. J. Vis. Exp. (118), e54592, doi:10.3791/54592 (2016).

View Video