Summary

DNA-Nanoröhren als ein vielseitiges Werkzeug, semiflexiblen Polymere zu studieren

Published: October 25, 2017
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Summary

Semiflexiblen Polymere zeigen einzigartige mechanische Eigenschaften, die ausgiebig von Lebewesen angewendet werden. Systematische Studien über Biopolymere sind jedoch beschränkt, da Eigenschaften wie Polymer Steifigkeit nicht zugänglich sind. Dieses Manuskript wird beschrieben, wie diese Einschränkung durch programmierbare DNA-Nanoröhren, experimentelle Studien über die Auswirkungen der Glühfaden Steifigkeit ermöglicht umgangen wird.

Abstract

Mechanische Eigenschaften von komplexen, Polymer-basierten weiche Materie, wie Zellen oder Biopolymer Netzwerke können im weder klassische Rahmen von flexiblen Polymeren noch starre Stäbe verstanden werden. Zugrunde liegenden Fäden bleiben ausgestreckten aufgrund ihrer nicht-verschwindende Rückgrat Steifigkeit, die über die Persistenz-Länge (lp) quantifiziert wird, aber sie sind auch starken thermischen Schwankungen unterworfen. Ihre endlicher Biegesteifigkeit führt zu einzigartigen, nicht-triviale kollektive Mechanik lose Netzwerke, ermöglicht die Bildung von stabilen Gerüste bei geringer Lautstärke Fraktionen gleichzeitig große Maschenweiten. Dieses Prinzip ist weit verbreitet in der Natur (z. B. in Zellen oder Gewebe), hohen Gehalt an molekularen und wodurch diffusive oder aktiven Transport zu minimieren. Aufgrund ihrer biologischen Auswirkungen und mögliche technologische Anwendungen in biokompatible Hydrogele wurden semiflexiblen Polymere beträchtliche Studie unterzogen. Nachvollziehbare Untersuchungen blieb jedoch herausfordernd, da sie auf natürlichen Polymeren, z. B. Actinfilamente, gestützt, die nicht frei einstellbaren sind. Trotz dieser Einschränkungen und aufgrund des Fehlens von synthetischen, mechanisch einstellbaren und semiflexiblen Polymere wurden Actinfilamente als gemeinsame Modellsystem etabliert. Eine große Einschränkung ist, dass die zentrale Menge lp frei optimiert werden kann, um ihre Auswirkungen auf die makroskopischen Massen Strukturen zu untersuchen. Diese Einschränkung wurde behoben, durch den Einsatz von strukturell programmierbarer DNA-Nanoröhren, ermöglicht kontrollierte Veränderung der Filament-Steifigkeit. Sie entstehen durch Kachel-basierte Designs, wo eine diskrete Menge von teilweise komplementäre Stränge in eine Ringstruktur mit einem diskreten Umfang hybridisieren. Diese Ringe sind mit klebrige enden, ermöglichen der effektive Polymerisation in Filamente mehreren Mikrometern in der Länge, und ähnliche Polymerisation Kinetik als natürliche Biopolymere anzuzeigen. Diese Rohre sind aufgrund ihrer programmierbaren Mechanik vielseitig, neuartige Instrumente zur Untersuchung der Auswirkungen von lp auf der Einzelmolekül-sowie der Bulk-Skala. Im Gegensatz zu Actinfilamente sie über Wochen ohne nennenswerte Degeneration, stabil bleiben und ihre Handhabung ist vergleichsweise einfach.

Introduction

Aufgrund der komplexen Verhaltensweisen ermöglicht durch ihre einzigartigen mechanischen Eigenschaften sind semiflexiblen Polymere Grundbausteine der lebenden Materie. Im Gegensatz zu flexiblen Polymeren verabschieden semiflexiblen Polymere eine ausgestreckte Konfiguration aufgrund ihrer nicht-verschwindende Rückgrat Steifigkeit zwar noch immer unter starken thermischen Schwankungen1. Somit können nicht rein stochastische Modelle auf ihr Verhalten, wie bei den extremen voll flexible oder starre Polymere angewendet werden. Das so genannte Endlosschraube-wie Kette Modell2,3,4 wurde entwickelt, um diese Steifheit über die lp, zu quantifizieren, ist die konstante Zerfall der Tangente Tangente Korrelation entlang der Filament-4. Wenn lp die Kontur Länge (lc) des Fadens vergleichbar ist, wird das Polymer semiflexiblen1betrachtet. Analog zu den Polen eines Zeltes, ihre Arrangements in Netzwerken oder Bündel stabilisiert das gesamte kollektive System bei geringer Lautstärke Brüche, führt zu ungewöhnlichen viskoelastischen Eigenschaften5,6,7, 8,9. Diese Strukturen bieten hohe Elastizitäten in großen Größen10, mechanische Integrität während noch diffusive zu erleichtern und aktiven Transportprozesse ineinander greifen. Diese Eigenschaft eignet sich besonders für biologische Systeme wie das Zytoskelett oder die extrazelluläre Matrix, aber es ist auch weit verbreitet in Essen engineering1,11,12.

Ihre Bedeutung für lebende Materie hinausgehen, ist es entscheidend, die physikalischen Eigenschaften dieser Strukturen umfassend zu untersuchen, um die Werkzeuge, um biomimetischer Materialien oder neuartige Hydrogele zu entwickeln. In Bezug auf die semiflexiblen Polymere bedeutet dies die systematische Ermittlung der kollektive Eigenschaften von Netzwerken aus Single-Filament Eigenschaften wie lp und die Entwicklung eines beschreibenden theoretischen Rahmens. In bahnbrechenden Studien der zellulären Biopolymer-Aktin entstand als Modellsystem für semiflexiblen Polymere und ist immer noch weithin als der Goldstandard5,13,14,15 , 16 , 17. gründlichen Studien sind jedoch mit diesem System beschränkt, da sie die inhärenten Eigenschaften dieses Proteins gebunden sind. Verschiedene theoretische Ansätze zielten auf eine Baubeschreibung der nicht-triviale mechanischen Verhaltensweisen auf der Single-Filament-Ebene und führten zu insbesondere unterschiedliche Skalierung Prognosen für die Abhängigkeit von der linearen elastischen Plateau Schubmodul, G 0 (d. h. die “Elastizität” des Netzes), in Bezug auf die Konzentration (c) und lp6,7,13,14, 15,18,19,20,21,22,23. Während die Konzentration Skalierung leicht zugänglich in Experimenten mit Actin-basierte oder andere Modellsysteme ist und theoretische Vorhersagen rigoros wurden überprüft13,16,24, 25, die Skalierung in Bezug auf lp experimentell unzugänglich geblieben. Dies ist jedoch eine wichtige Einschränkung, da lp auch eine unabhängige Variable ist, die definierende Menge semiflexiblen Polymere.

Diese zentrale, natürliche Limitierung durch die festen lp von Aktin oder andere biologisch abgeleitet Polymere wie Kollagen wurde vor kurzem behoben, durch den Einsatz von Kachel-basierte DNA-Röhren, die einstellbaren in ihren mechanischen Eigenschaften sind 9 , 26 , 27 , 28. geringfügige Abweichungen in den Architekturen der Rohre (z. B. unterschiedliche Anzahl von einzelnen DNA-Stränge innerhalb der Einheit Ring) ergeben unterschiedliche Werte für lp, welches per Fluoreszenz-Mikroskopie ausgewertet werden kann, durch die Analyse einer schwankender Röhre oder durch die Auswertung der gebogenen Konfigurationen von mehreren Rohren eingehalten als zuvor beschriebenen9,28. Diese Analysen ergaben, dass lp -Werte der verschiedenen Rohr Bevölkerungen über mehr als eine Größenordnung variieren und unterschiedliche Bewertungstechniken konsistente Ergebnisse9,28ergeben.

Überraschenderweise wurde die allgemeine Skalierung des linear elastischen Plateau Shear Modulus G0 in Bezug auf die Konzentration und lp berichtet, dass mit allen bisherigen Theorieansätze inkonsistent 9, insbesondere zeigen eine viel stärker als vorhergesagt Abhängigkeit von lp. Diese Ergebnisse unterstreichen den Wert eines neuen Modell-Systems, die zentralen Eigenschaften von semiflexiblen Polymeren zu studieren. Einsatz von n-Helix DNA Röhren drastisch erweitert den Anwendungsbereich dieser Untersuchungen. Nicht nur lp frei variiert werden ohne das Grundmaterial zu ändern, sondern die inhärente programmierbare Natur der DNA kann die systematische Untersuchung von Zusatzelementen, wie Querverbindungen oder kinetische Schaltvorgänge ermöglichen. Darüber hinaus diese Rohre sind in Wasser löslich und im Gegensatz zu den meisten Proteine stabil in angemessenen pH-Wert und ionischen Bedingungen für mehrere Wochen, ohne erkennbare Verschlechterung9.

Diese Rohre montieren eine diskrete Menge von DNA-Oligonukleotide verwendet wird, von denen jede enthält zwei Domänen, die komplementäre Basensequenzen zu zwei benachbarten Stränge Teilen (aufgrund der spezifischen Reihenfolgen kann kein einzigen Strang Strukturen wie Haarnadeln bilden). Die komplementäre Sequenzen hybridisieren zyklisch, geschlossene, halb-überlappende Ringe der doppelt-schraubenartigen Segmente n miteinander verbunden bilden (Abbildung 1A und B). Diese Ringe bilden bei einem diskreten Durchmesser (Abbildung 1) und deren Hälfte-überlappende Konfiguration stellt axiale klebrige enden, die komplementär zu den klebrigen Enden von einem anderen Ring. Diese selektive Ergänzung passender Oligonukleotide löst eine Stapelung der Ringe, führt zu der effektiven Polymerisation filamentöse DNA Helix Schläuche der Größe n (nHT). Ihre Konturen Längen messen in der Regel einige Mikrometer in der Länge, und ihre Längenverteilung ist vergleichbar mit der von Aktin Filamente9,26,27,28. Es wurde für ähnliche DNA Nanoröhrchen gezeigt, dass sie in der Tat Polymerisation Kinetik ähnlich denen von Aktin-Filamenten und Mikrotubuli aufweisenp Class = “Xref” > 29. Abhängig von der Anzahl n der einzelnen DNA-Stränge, aus denen die grundlegenden Ringstruktur ist die nHT-Architektur sowie seinen Umfang und Durchmesser, kontrollierbar variierbar. Weitere DNA-Stränge, erhöht den Umfang der Ringe/Rohre, und die entsprechende Änderung des architektonischen verschiebt sich die mechanischen Eigenschaften zu höheren lp -Werte (Abbildung 1), entsprechend eine höhere Steifigkeit. Auf der mesoskopischen Skala, übersetzen diese größeren lp -Werte weniger gebogen Konformationen aufgrund der höheren Steifigkeit (Abbildung 1 und E).

Protocol

1. Vorbereitung der n HTs Hinweis: hier n bezeichnet die Anzahl der verschiedenen DNA-Einzelstränge beteiligt an der Gründung der Helix Rohre einer bestimmten Größe. Für n = 8, acht verschiedene DNA-Einzelstränge bilden eine Einheit-Ring. Kauf DNA-Sequenzen (HPLC Reinheitsgrad oder höher) aus einer geeigneten DNA-Synthese-service oder führen qualitativ hochwertige Synthese und Reinigung (beispielhaft in Tabelle 1 angegebenen Seque…

Representative Results

Die Montage der DNA-Nanoröhren über eine Temperaturrampe (Abbildung 2) ist eine sehr zuverlässige Methode, um diese künstlichen semiflexiblen Polymere bilden. Diese Polymere haben vergleichbare Eigenschaften natürlich vorkommenden Pendants, z. B. Actinfilamente, aber bieten ein viel breiter experimentellen Rahmen da ihre mechanischen Eigenschaften kontrollierbar sein können9,27 geändert . Wie B…

Discussion

Um richtig geformte Netze zu erhalten, ist die Montage der DNA-Nanoröhren ein entscheidender Schritt. Fehler während der Syntheseprozess beeinträchtigen die Rohrqualität; Daher wird es empfohlen, HPLC oder ein strenger Prozess verwendet werden, um die Oligonukleotide zu reinigen. Da die Bildung von diskreten anstatt aggregierten DNA-Nanoröhren sowie ihre Längenverteilung der äquimolaren Stöchiometrie der n konstituierende Oligonukleotide innerhalb des Satzes abhängt, ist es notwendig, die Konzentratione…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Wir anerkennen die Finanzierung durch die DFG (1116/17-1) und der Leipzig School of Natural Sciences “BuildMoNa” (GSC-185). Diese Arbeit wurde durch das Fraunhofer-Attract-Projekt 601 683 unterstützt. T. H. nimmt zur Kenntnis, Mittel aus dem Europäischen Sozialfonds (ESF-100077106).

Materials

AFM cantilever ACTA AppNano
AFM – NanoWizard 3 JPK Instruments
CCD camera Andor iXon DV887
DMSO Sigma-Aldrich D2650
DNA oligonucleotides Biomers.net For sequences see Table 1
DNA Cy3-labeled oligonucleotides Biomers.net For sequence see Table 1
EDTA Sigma-Aldrich E-9884
Epi-fluorescence micro-scope Leica DM-IRB
MgCl2 Sigma-Aldrich M-8266
Mica "V1", 12 mm round Plano GmbH 50-12
MicroAmp® Fast Optical 96-Well Reaction Plate Thermo Fisher Scientific Inc. 4346907
MicroAmp® Optical Adhesive Film Thermo Fisher Scientific Inc. 4306311
NanoDrop 1000 Spectrophotometer Thermo Fisher Scientific Inc.
100x objective Leica5 506168
Purified water Merk Millipore – Milli-Q & Elix
Sapphire PCR tubes Greiner Bio-One 683271
TProfessional Standard PCR Thermocycler Core Life Sciences Inc. 070- Standard
7900HT Fast Real-Time PCR System Applied Biosystems 4351405
Rheometer TA Instruments ARES
SYBR® Green I nucleic acid gel stain Thermo Fisher Scientific Inc. S7567
Tris Sigma-Aldrich T4661
Triton X-100 Sigma-Aldrich Co. X-100 Suppresses evaporation of sample at air-water interface

Referências

  1. Huber, F., et al. Emergent complexity of the cytoskeleton: from single filaments to tissue. Adv Phys. 62 (1), 1-112 (2013).
  2. Kratky, O., Porod, G. Röntgenuntersuchung gelöster Fadenmoleküle. Recl Trav Chim Pays-Bas. 68 (12), 1106-1122 (1949).
  3. Saitô, N., Takahashi, K., Yunoki, Y. The Statistical Mechanical Theory of Stiff Chains. J Phys Soc Jpn. 22 (1), 219-226 (1967).
  4. Doi, M., Edwards, S. F. . The Theory of Polymer Dynamics. , (1986).
  5. Mueller, O., Gaub, H. E., Baermann, M., Sackmann, E. Viscoelastic moduli of sterically and chemically cross-linked actin networks in the dilute to semidilute regime: measurements by oscillating disk rheometer. Macromolecules. 24 (11), 3111-3120 (1991).
  6. MacKintosh, F. C., Käs, J., Janmey, P. A. Elasticity of semiflexible biopolymer networks. Phys Rev Lett. 75 (24), 4425-4428 (1995).
  7. Gardel, M. L. Elastic Behavior of Cross-Linked and Bundled Actin Networks. Science. 304 (5675), 1301-1305 (2004).
  8. Sonn-Segev, A., Bernheim-Groswasser, A., Diamant, H., Roichman, Y. Viscoelastic Response of a Complex Fluid at Intermediate Distances. Phys Rev Lett. 112 (8), (2014).
  9. Schuldt, C., et al. Tuning Synthetic Semiflexible Networks by Bending Stiffness. Phys Rev Lett. 117 (19), (2016).
  10. Käs, J., et al. F-actin, a model polymer for semiflexible chains in dilute, semidilute, and liquid crystalline solutions. Biophys J. 70 (2), 609-625 (1996).
  11. Ross-Murphy, S. B. Structure-property relationships in food biopolymer gels and solutions. J Rheol. 39 (6), 1451-1463 (1995).
  12. Fletcher, D. A., Mullins, R. D. Cell mechanics and the cytoskeleton. Nature. 463 (7280), 485-492 (2010).
  13. Hinner, B., Tempel, M., Sackmann, E., Kroy, K., Frey, E. Entanglement, Elasticity, and Viscous Relaxation of Actin Solutions. Phys Rev Lett. 81 (12), 2614-2617 (1998).
  14. Palmer, A., Mason, T. G., Xu, J., Kuo, S. C., Wirtz, D. Diffusing Wave Spectroscopy Microrheology of Actin Filament Networks. Biophys J. 76 (2), 1063-1071 (1999).
  15. Gardel, M. L., Valentine, M. T., Crocker, J. C., Bausch, A. R., Weitz, D. A. Microrheology of Entangled F-Actin Solutions. Phys Rev Lett. 91 (15), (2003).
  16. Liu, J., et al. Microrheology Probes Length Scale Dependent Rheology. Phys Rev Lett. 96 (11), (2006).
  17. Golde, T., Schuldt, C., Schnauß, J., Strehle, D., Glaser, M., Käs, J. Fluorescent beads disintegrate actin networks. Phys Rev E. 88 (4), (2013).
  18. Isambert, H., Maggs, A. C. Dynamics and Rheology of Actin Solutions. Macromolecules. 29 (3), 1036-1040 (1996).
  19. Käs, J., Strey, H., Sackmann, E. Direct imaging of reptation for semiflexible actin filaments. Nature. 368 (6468), 226-229 (1994).
  20. Schmidt, C. F., Baermann, M., Isenberg, G., Sackmann, E. Chain dynamics, mesh size, and diffusive transport in networks of polymerized actin: a quasielastic light scattering and microfluorescence study. Macromolecules. 22 (9), 3638-3649 (1989).
  21. Kroy, K., Frey, E. Force-Extension Relation and Plateau Modulus for Wormlike Chains. Phys Rev Lett. 77 (2), 306-309 (1996).
  22. Morse, D. C. Tube diameter in tightly entangled solutions of semiflexible polymers. Phys Rev E. 63 (3), (2001).
  23. Broedersz, C. P., MacKintosh, F. C. Modeling semiflexible polymer networks. Rev Mod Phys. 86 (3), 995-1036 (2014).
  24. Tassieri, M., Evans, R. M. L., Barbu-Tudoran, L., Khaname, G. N., Trinick, J., Waigh, T. A. Dynamics of Semiflexible Polymer Solutions in the Highly Entangled Regime. Phys Rev Lett. 101 (19), (2008).
  25. Non-Affine Shear Modulus in Entangled Networks of Semiflexible Polymers. arXiv:0907.1875[cond-mat] Available from: https://arxiv.org/abs/0907.1875 (2009)
  26. Yin, P., et al. Programming DNA Tube Circumferences. Science. 321 (5890), 824-826 (2008).
  27. Glaser, M., et al. Self-assembly of hierarchically ordered structures in DNA nanotube systems. New J Phys. 18 (5), 055001 (2016).
  28. Schiffels, D., Liedl, T., Fygenson, D. K. Nanoscale Structure and Microscale Stiffness of DNA Nanotubes. ACS Nano. 7 (8), 6700-6710 (2013).
  29. Hariadi, R. F., Yurke, B., Winfree, E. Thermodynamics and kinetics of DNA nanotube polymerization from single-filament measurements. Chem Sci. 6 (4), 2252-2267 (2015).
  30. de Gennes, P. G. Reptation of a Polymer Chain in the Presence of Fixed Obstacles. J Chem Phys. 55 (2), 572-579 (1971).
  31. Huss, V. A. R., Festl, H., Schleifer, K. H. Studies on the spectrophotometric determination of DNA hybridization from renaturation rates. Syst Appl Microbio. 4 (2), 184-192 (1983).
  32. Breslauer, K. J., Frank, R., Blöcker, H., Marky, L. A. Predicting DNA duplex stability from the base sequence. Proc Natl Acad Sci U S A. 83 (11), 3746-3750 (1986).
  33. You, Y., Tataurov, A. V., Owczarzy, R. Measuring thermodynamic details of DNA hybridization using fluorescence. Biopolymers. 95 (7), 472-486 (2011).
  34. Zipper, H. Investigations on DNA intercalation and surface binding by SYBR Green I, its structure determination and methodological implications. Nucleic Acids Res. 32 (12), e103-e103 (2004).
  35. Sobczak, J. -. P. J., Martin, T. G., Gerling, T., Dietz, H. Rapid Folding of DNA into Nanoscale Shapes at Constant Temperature. Science. 338 (6113), 1458-1461 (2012).
  36. Snodin, B. E. K., Romano, F., Rovigatti, L., Ouldridge, T. E., Louis, A. A., Doye, J. P. K. Direct Simulation of the Self-Assembly of a Small DNA Origami. ACS Nano. 10 (2), 1724-1737 (2016).
  37. Das, R. K., Gocheva, V., Hammink, R., Zouani, O. F., Rowan, A. E. Stress-stiffening-mediated stem-cell commitment switch in soft responsive hydrogels. Nat Mater. 15 (3), 318-325 (2015).
  38. Sharma, A., et al. Strain-controlled criticality governs the nonlinear mechanics of fibre networks. Nat Phys. 12 (6), 584-587 (2016).
  39. Lieleg, O., Claessens, M. M. A. E., Bausch, A. R. Structure and dynamics of cross-linked actin networks. Soft Matter. 6 (2), 218-225 (2010).
  40. Claessens, M. M. A. E., Semmrich, C., Ramos, L., Bausch, A. R. Helical twist controls the thickness of F-actin bundles. Proc Natl Acad Sci U S A. 105 (26), 8819-8822 (2008).
  41. Claessens, M. M. A. E., Bathe, M., Frey, E., Bausch, A. R. Actin-binding proteins sensitively mediate F-actin bundle stiffness. Nat Mater. 5 (9), 748-753 (2006).
  42. Schnauß, J., Händler, T., Käs, J. Semiflexible Biopolymers in Bundled Arrangements. Polymers. 8 (8), 274 (2016).
  43. Heussinger, C., Schüller, F., Frey, E. Statics and dynamics of the wormlike bundle model. Phys Rev E. 81 (2), (2010).
  44. Schnauß, J., et al. Transition from a Linear to a Harmonic Potential in Collective Dynamics of a Multifilament Actin Bundle. Phys Rev Lett. 116 (10), (2016).
  45. Strehle, D., et al. Transiently crosslinked F-actin bundles. Eur Biophys J. 40 (1), 93-101 (2011).
  46. Backouche, F., Haviv, L., Groswasser, D., Bernheim-Groswasser, A. Active gels: dynamics of patterning and self-organization. Phys Biol. 3 (4), 264-273 (2006).
  47. Surrey, T. Physical Properties Determining Self-Organization of Motors and Microtubules. Science. 292 (5519), 1167-1171 (2001).
  48. Nedelec, F. J., Surrey, T., Maggs, A. C., Leibler, S. Self-organization of microtubules and motors. Nature. 389 (6648), 305-308 (1997).
  49. Smith, D., et al. Molecular Motor-Induced Instabilities and Cross Linkers Determine Biopolymer Organization. Biophys J. 93 (12), 4445-4452 (2007).
  50. Huber, F., Strehle, D., Schnauß, J., Käs, J. Formation of regularly spaced networks as a general feature of actin bundle condensation by entropic forces. New J Phys. 17 (4), 043029 (2015).

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Schnauß, J., Glaser, M., Lorenz, J. S., Schuldt, C., Möser, C., Sajfutdinow, M., Händler, T., Käs, J. A., Smith, D. M. DNA Nanotubes as a Versatile Tool to Study Semiflexible Polymers. J. Vis. Exp. (128), e56056, doi:10.3791/56056 (2017).

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