Summary

その場で細胞内 Ca2 +シグナル伝達を定量化する時空マッピングと粒子分析技術の応用

Published: January 07, 2019
doi:

Summary

遺伝子にエンコードされた Ca2 +インジケーター (GECIs) がどのようにその場で Ca2 +イメージングの実行と根本的に変更されました。そのような録音からのデータ回復を最大限に Ca2 +シグナルの適切な分析が必要です。本プロトコルは、Ca2 +シグナルの時空間マッピングと粒子ベースの分析を使用してその場で記録の定量化を促進します。

Abstract

Ca2 +イメージング隔離されたセルまたはそのままティッシュ内の細胞の特定の種類の多くの場合では、Ca2 +シグナルの複雑なパターンを明らかにします。この活動は、慎重かつ詳細な分析と定量化可能な基になるイベントについて多くの情報をキャプチャするために必要です。空間、時間の強度パラメーター Ca2 +信号振幅、速度伝搬時間周波数などに本質的な細胞内シグナル伝達に必要ないくつかの生物学的情報があります。高解像度 Ca2 +イメージング通常結果、定量データに画像情報を翻訳という点でプロセスと、このプロセスに時間がかかる大規模なデータファイルのヒューマン エラーとバイアスに敏感にすることができます。原細胞からの Ca2 +シグナルの解析は通常視野 (FOV) 内の利益 (率 ROI) の任意に選ばれた地域から簡単な強度の測定に依存しています。このアプローチは、FOV に含まれている重要な信号情報の多くを無視します。したがって、Ca2 +染料または光 Ca2 +を用いるそのような高解像度の録音からの情報の回復を最大化するためには、イメージング、適切な Ca2 +シグナルの時空解析が必要です。このペーパーで説明されているプロトコルより完全な分析の組み合わせを使用してセルから記録された Ca2 +信号の定量化を容易にする Ca2 +イメージング録音からの大量のデータの取得方法について説明します。時空間マップ (STM)-ベースの解析と粒子ベースの分析。プロトコルは、Ca2 +異なる細胞集団の場を適切に分析できる観測信号のどのように異なるパターンもについて説明します。たとえば、メソッドを検討する Ca2 +シグナル、小腸細胞間質細胞カハール (ICC)、GECIs を使用しての特殊な人口。

Introduction

Ca2 +は筋収縮1,2, 代謝3、細胞増殖3,4,などの細胞プロセスの広い範囲を制御するユビキタス細胞内メッセンジャー5、神経端末67、伝達物質の放出の刺激および転写活性化の核要因します。7細胞内 Ca2 +信号多くのゾル性細胞質 Ca2 +、一時的な標高の形をとるこれらが自発的にしたり、セル型8によってアゴニスト刺激から生じる。空間、時間の強度パラメーター Ca2 +信号振幅、速度、伝搬時間周波数などに本質的な細胞内シグナル伝達5,に必要な生物学的情報を提供できます。7,9. 細胞質 Ca2 +シグナルは、Ca2 +放出チャネル リアノジン受容体などを介して Ca2 +小胞体 (ER) からの Ca2 +放出もしくは細胞外からの流入と起因できます。(RyRs) とイノシトール 3 リン酸受容体 (IP3Rs)10。RyRs と IP3Rs 両方に貢献するかもしれない Ca2 +信号の生成と無数の Ca2 +シグナル パターンで様々 な Ca2 +流入機構と組み合わせてこれらのチャネルの協調開始可能性があります。数字で形作られているし、確率の Ca2 +流入チャネル、Ca2 +放出チャネルの Ca2 +流入と放出チャネルと Ca2 の分布と発現の間の近さの表現のプロフィールを開く+再取り込みと押し出しの蛋白質。Ca2 +シグナルは、フォーム、制服の長期的な続くことがあるいくつかの数秒あるいは数分、細胞内および細胞間 Ca2 +波細胞内の距離を越える場合があります。 を伝播する高強度グローバル振動をかかることがあります。以上 100 μ m1011,12,13,14,15,16、または Ca 2 +などのより簡単な空間的にローカライズされたイベント火花および Ca2 +パフが数十ミリ秒のタイム スケールで発生し、広がる未満 5 μ m17,18,19,20

蛍光顕微鏡は、Ca2 +シグナルの分離および培養細胞および組織内そのままを監視するため広く使用されています。伝統的に、これらの実験に関与蛍光 Ca2 +インジケーター、レシオ メトリックの使用と非レシオ メトリック染料 Fura2 や Fluo3/4 Rhod2 など他の人の間で21,22,23。これらの指標は、細胞膜の透過性と細胞に閉じ込めてなる内因性エステラーゼを介してエステル基の開裂によって設計されていた。Ca2 +親和性の高い指標にバインドは、細胞や組織は、適切な波長の光によって照らされたとき蛍光性の変更を発生します。細胞透過性の Ca2 +インジケーターの使用が Ca2 +細胞内シグナル伝達と空間分解能および Ca2 +シグナルの試金によって不可能であったこれらの信号の定量化の私達の理解を大幅に強化電気生理学などの他の手段。しかし、伝統的な Ca2 +インジケーターは長時間録画期間24で発生する退色など、いくつかの制限にあります。一方、新しい Ca2 +インジケーターは染料 Cal520/590 大幅改良された信号ノイズ比、ローカル Ca 2 +シグナル25を検出する能力のようです、退色の問題残っていることがいくつかの捜査官の懸念26,,2728。急激な退色も倍率、画像取り込みの速度を制限し、客観的電力の増加と画像の取得率が高い必要がありますように録音のため使用できる解像度は、励起光強度を増加します。退色が増加します。

伝統的な Ca2 +インジケーター染料が悪化して Ca2 +シグナルの現場を記録するときの制限、たとえばとき録音細胞内 Ca2 +からの信号はそのまま組織。上記の問題のため細胞透過性 Ca2 +インジケーターを使用してその場で Ca2 +シグナルの可視化は低倍率に限られており、イメージ キャプチャ、記録する捜査官の能力の制約の割引と時間的または空間的に制限された細胞内 Ca2 +シグナルを定量化します。したがって、キャプチャ、分析、および上記のように目的の生体反応の生成に重要にすることができます Ca2 +シグナルの時空の複雑さを味わうことは困難だった。原細胞からの Ca2 +シグナルの解析は、通常、利益 (率 ROI) 視野 (FOV) 内の選択された領域から簡単な強度の測定に依存します。数、サイズおよび Roi、研究者の気まぐれに依存しての位置の任意選択することができます結果をバイアスして深刻な。ROI 分析で固有バイアスだけでなく、このアプローチは多くの重要な無視信号任意選ばれた内の動的な Ca2 +イベントとして、視野に含まれる情報投資収益率が分析のために選択されています。さらに、Roi の分析は、観測された Ca2 +信号の空間特性に関する情報を提供するために失敗します。たとえば、可能性があります可能になる Ca2 +伝ぱ挙動に起因で上昇を区別する Ca2 +波と局所高 Ca2 +リリース ROI 内の Ca2 +シグナルの一覧表からのイベント。

遺伝子にエンコードされた Ca2 +インジケーター (GECIs) の出現は Ca2 +イメージングが行われたその場で29,30,31,32,33 をすることができますどのように根本的に変わった.染料を GECIs を使用するいくつかの利点があります。最も重要なおそらくは GECI の式をセルの特定方法は、関心のない細胞から不要なバック グラウンド汚染を削減で実行できること。伝統的な Ca2 +インジケーター上 GECIs のもう一つの利点は、退色を低減 (蛍光と退色はのみ発生するとセルがアクティブなとき)、色素ロード標本、特に高と比較して倍率およびイメージの高い率は、34をキャプチャします。したがって、ローカライズされた細胞内 Ca2 +信号をその場で簡単な GECIs、光センサー GCaMP シリーズ affords 捜査能力を記録するなど、イメージングと調査 Ca2 +細胞内シグナル伝達の以前可能なされていないネイティブ環境。このような高解像度の記録からの情報の回復を最大限に Ca2 +シグナルの時空の適切な分析が必要です。GECIs 明確な利点を提供していますが、最近の研究が明らかにしたこと同時に従来による神経細胞の神経化学的クラスの大規模な集団から Ca2 +イメージングを正常に実行できることに注意してください。遺伝子組み換え動物35にエンコードされていない Ca2 +インジケーター。このアプローチのニューロンの発火の同期バースト高周波の複数の異なったクラスを明らかにする事後的免疫組織化学を使用し、動物に遺伝の修正は生理と干渉している可能性があります可能性を避ける行動調査官35,36を理解するように努めます。

本稿に記載されているプロトコルの詳細な分析を容易にし、Ca2 +の定量信号の時空間マップ (STM) の組み合わせを使用してその場で細胞から記録・解析と粒子ベースの分析に基づきます。プロトコルは、Ca2 +異なる細胞集団の場を適切に分析できる観測信号のどのように異なるパターンもについて説明します。たとえば、メソッドを検討する Ca2 +細胞、小腸における間質細胞のカハール (ICC) の専門にされた人口におけるシグナル伝達します。ICC は動的細胞内 Ca2 +シグナル伝達、GCaMPs37,38,39,40,を発現するマウスを使用して可視化を示す胃腸 (GI) に特殊化した細胞 41,42。Ca2 +過渡電流 ICC での Ca2 +活性化にリンクされて-腸管平滑筋細胞 (SMCs)43の興奮性の調節に重要なチャネル ( Ano1でエンコード) Clを活性化 44,45。したがって、Ca2 +シグナル ICC の研究は腸の運動を理解します。ICC 解剖学的分離され独立して視覚化することができる 2 つのクラスがあるので、マウスの小腸はこのデモのための優秀な例を提供しています: 私) ICC に円形と縦の滑らかな筋肉の間の領域であります。筋間神経叢を取り巻く層 (ICC マイ)。これらの細胞のペース メーカー細胞として機能し、徐波46,47,48,49; として知られている電気的活動を生成ii) ICC が運動ニューロン (神経叢深い筋肉、従って ICC DMP) のターミナルの豊富な神経叢の中でもあります。これらの細胞は腸運動神経伝達37,39,40,50レスポンスの仲介者として機能します。ICC-MY および ICC DMP は形態的に異なる Ca2 +シグナル伝達行動は、特定のタスクを達成するために根本的に異なります。ICC 私形状、ギャップ接合51,52を介して相互に連結された細胞のネットワークを形成します。Ca2 +簡単な空間的にローカライズされた Ca2 +リリース イベントとして FOV (60 X 目的とイメージ)38内可視化として ICC マイネットワークを非同期的に複数のサイトで発生している ICC 私のマニフェストで信号します。これらの非同期信号を一時的に編成されます 1 秒クラスターを一緒に集計、時量の Ca2 +純 1 s 細胞上昇に。これらの信号は、ICC ネットワーク内で細胞を伝播し、したがって整理 Ca2 +シグナリング、組織ワイド Ca2 +ウェーブにサブ携帯サイトから生成されます。時空間クラスタ リングと Ca2 +の総和に ICC マイと呼ばれている Ca2 +非定常クラスター (CTCs)38信号します。Ctc は発生マウスで毎分 30 回、リズミカルに (例えばかなり類似している期間と Ctc の間の同じような期間) を使用します。逆に、ICC DMP が紡錘形細胞、平滑筋細胞と静脈瘤の神経プロセスの間に配布していない独立して、セカンダリ プロセスをいくつかのネットワーク51,52形式します。ICC DMP 平滑筋細胞がギャップ結合を形成し、SIP シンシチウム53として知られている、この大きいシンシチウム内で機能します。Ca2 +シグナルが細胞の長さに沿って複数のサイトで発生するが、これらの過渡電圧がない同調または一時的にクラスター化されている ICC マイ37で観測されました。ICC DMP における Ca2 +シグナルは、変数強度、継続時間と空間の特性と、確率的に発生します。以下、Ca2 +シグナル ICC マイの例を使用してプロトコルと ICC の DMP は、その場で細胞の特定の種類の複雑な信号を分析する手法を説明します。私たちは、Cre リコンビナーゼ (Cre) ICC 特定プロモーター (キット) 主導の活性化を誘導した後、ICC の排他的 GCaMP6f を表現する誘導 Cre Lox p システムを利用しました。

Protocol

使用されるすべての動物と本研究で実施プロトコル ケアと実験動物の使用のための健康ガイドの国立機関に従ってだった。すべてのプロシージャは、制度上の動物の使用とネバダ大学リノ校でケア委員会によって承認されました。 1 KitGCaMP6f マウスの発生 Ai95 クロス (RCL-GCaMP6f)-D (GCaMP6f マウス) と c キット+/Cre ERT2 (キット Cre マウス) ICC 特定 GCaMP6f 表現する…

Representative Results

キット Cre GCaMP6F マウス (図 1)、動的な Ca2 +シグナル胃腸に ICC の挙動その場で視覚化されるを使用しています。共焦点顕微鏡を用いた ICC の特定の人口の高精細画像は、フォーカス (図 2 a)37の明確な解剖学的平面は同じ組織内で ICC の他の集団からの信号を汚染することがなく得ることができます?…

Discussion

Ca2 +イメージング細胞そのまま組織内または細胞のネットワーク内の特定の種類の多くの場合では、Ca2 +過渡現象の複雑なパターンを明らかにします。この活動は、慎重かつ詳細な分析と定量化可能な基になるイベントとこれらのイベントの速度論について多くの情報をキャプチャするために必要です。STM および白金分析この種類の録音から得られた量的データの量を最大化?…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

P01 DK41315 を介して、NIDDK によって提供された資金。

Materials

Image J software NIH 1.5a Image J software
Volumetry GWH Volumetry 8Gd Custom made analysis software
Isoflurane Baxter, Deerfield, IL, USA NDC 10019-360-60
Tamoxifen Sigma T5648
GCaMP6F mice Jackson Laboratory Ai95 (RCL-GCaMP6f)-D
Kit-Cre mice Gifted From Dr. Dieter Saur c-Kit+/Cre-ERT2
Ethanol Pharmco-Aaper SDA 2B-6

Referências

  1. Wellman, G. C., Nelson, M. T. Signaling between SR and plasmalemma in smooth muscle: Sparks and the activation of Ca2+-sensitive ion channels. Cell Calcium. 34 (3), 211-229 (2003).
  2. Mironneau, J., Arnaudeau, S., Macrez-Lepretre, N., Boittin, F. X. Ca2+sparks and Ca2+waves activate different Ca2+-dependent ion channels in single myocytes from rat portal vein. Cell Calcium. 20 (2), 153-160 (1996).
  3. Berridge, M. J. Inositol trisphosphate and calcium signalling mechanisms. Biochimica et Biophysica Acta – Molecular Cell Research. 1793 (6), 933-940 (2009).
  4. Berridge, M. J., Lipp, P., Bootman, M. Calcium signalling. Current biology. 9 (5), R157-R159 (1999).
  5. Bootman, M. D., et al. Calcium signalling—an overview. Seminars in Cell & Developmental Biology. 12 (1), 3-10 (2001).
  6. Brain, K. L., Bennett, M. R. Calcium in sympathetic varicosities of mouse vas deferens during facilitation, augmentation and autoinhibition. The Journal of Physiology. 502 (3), 521-536 (1997).
  7. Berridge, M. J., Lipp, P., Bootman, M. D. The versatility and universality of calcium signalling. Nature Reviews. Molecular Cell Biology. 1 (1), 11-21 (2000).
  8. Dupont, G., Goldbeter, A. Problems and paradigms: Oscillations and waves of cytosolic calcium: Insights from theoretical models. BioEssays. 14 (7), 485-493 (1992).
  9. Bootman, M. D., Berridge, M. J. The elemental principles of calcium signaling. Cell. 83 (5), 675-678 (1995).
  10. Berridge, M. J., Dupont, G. Spatial and temporal signalling by calcium. Current Opinion in Cell Biology. 6 (2), 267-274 (1994).
  11. Drumm, B. T., et al. The role of Ca 2+ influx in spontaneous Ca 2+ wave propagation in interstitial cells of Cajal from the rabbit urethra. The Journal of Physiology. 593 (15), 3333-3350 (2015).
  12. Bayguinov, P. O., Hennig, G. W., Smith, T. K. Ca 2+ imaging of activity in ICC-MY during local mucosal reflexes and the colonic migrating motor complex in the murine large intestine. The Journal of Physiology. 588 (22), 4453-4474 (2010).
  13. Drumm, B. T., Sergeant, G. P., Hollywood, M. A., Thornbury, K. D., McHale, N. G., Harvey, B. J. The role of cAMP dependent protein kinase in modulating spontaneous intracellular Ca2+ waves in interstitial cells of Cajal from the rabbit urethra. Cell Calcium. 56 (3), 181-187 (2014).
  14. Nathanson, M. H., Padfield, P. J., O’Sullivan, A. J., Burgstahler, A. D., Jamieson, J. D. Mechanism of Ca2+ wave propagation in pancreatic acinar cells. Journal of Biological Chemistry. 267 (25), 18118-18121 (1992).
  15. Straub, S. V., Giovannucci, D. R., Yule, D. I. Calcium wave propagation in pancreatic acinar cells: functional interaction of inositol 1,4,5-trisphosphate receptors, ryanodine receptors, and mitochondria. The Journal of General Physiology. 116 (4), 547-560 (2000).
  16. Sneyd, J., Tsaneva-Atanasova, K., Bruce, J. I. E., Straub, S. V., Giovannucci, D. R., Yule, D. I. A model of calcium waves in pancreatic and parotid acinar cells. Biophysical Journal. 85 (3), 1392-1405 (2003).
  17. Jaggar, J. H., Porter, V. A., Lederer, W. J., Nelson, M. T. Calcium sparks in smooth muscle. American Journal of Physiology. Cell. 278 (2), C235-C256 (2000).
  18. Nelson, M. T., et al. Relaxation of arterial smooth muscle by calcium sparks. Science. 270 (5236), 633-637 (1995).
  19. Cheng, H., Lederer, W. J., Cannell, M. B. Calcium sparks: Elementary events underlying excitation-contraction coupling in heart muscle. Science. 262 (5134), 740-744 (1993).
  20. Parker, I., Choi, J., Yao, Y. Elementary events of InsP3-induced Ca2+ liberation in Xenopus oocytes: Hot spots, puffs and blips. Cell Calcium. 20 (2), 105-121 (1996).
  21. Diliberto, P. a., Wang, X. F., Herman, B. Confocal imaging of Ca2+ in cells. Methods in Cell Biology. 40, 243-262 (1994).
  22. Martínez-Zaguilán, R., Parnami, G., Lynch, R. M. Selection of fluorescent ion indicators for simultaneous measurements of pH and Ca2+. Cell Calcium. 19 (4), 337-349 (1996).
  23. Hayashi, H., Miyata, H. Fluorescence imaging of intracellular Ca2. The Journal of Pharmacology & Toxicology Methods. 31 (1), 1-10 (1994).
  24. Thomas, D., Tovey, S. C., Collins, T. J., Bootman, M. D., Berridge, M. J., Lipp, P. A comparison of fluorescent Ca2+indicator properties and their use in measuring elementary and global Ca2+signals. Cell Calcium. 28 (4), 213-223 (2000).
  25. Lock, J. T., Parker, I., Smith, I. F. A comparison of fluorescent Ca2+indicators for imaging local Ca2+signals in cultured cells. Cell Calcium. 58 (6), 638-648 (2015).
  26. Flagmeier, P., et al. Ultrasensitive Measurement of Ca 2+ Influx into Lipid Vesicles Induced by Protein Aggregates. Angewandte Chemie International Edition. 56 (27), 7750-7754 (2017).
  27. Tsutsumi, S., et al. Structure-Function Relationships between Aldolase C/Zebrin II Expression and Complex Spike Synchrony in the Cerebellum. Journal of Neuroscience. 35 (2), 843-852 (2015).
  28. Rietdorf, K., Chehab, T., Allman, S., Bootman, M. D. Novel improved Ca indicator dyes on the market – a comparative study of novel Ca indicators with Fluo-4. Calcium Signalling: The Next Generation. , 590 (2014).
  29. Akerboom, J., et al. Optimization of a GCaMP Calcium Indicator for Neural Activity Imaging. Journal of Neuroscience. 32 (40), 13819-13840 (2012).
  30. Seidemann, E., et al. Calcium imaging with genetically encoded indicators in behaving primates. eLife. 5 (2016JULY), (2016).
  31. Su, S., et al. Genetically encoded calcium indicator illuminates calcium dynamics in primary cilia. Nature Methods. 10 (11), 1105-1109 (2013).
  32. Kaestner, L., et al. Genetically encoded Ca2+ indicators in cardiac myocytes. Circulation Research. 114 (10), 1623-1639 (2014).
  33. Tang, S., Reddish, F., Zhuo, Y., Yang, J. J. Fast kinetics of calcium signaling and sensor design. Current Opinion in Chemical Biology. 27, 90-97 (2015).
  34. Barnett, L. M., Hughes, T. E., Drobizhev, M. Deciphering the molecular mechanism responsible for GCaMP6m’s Ca2+-dependent change in fluorescence. PLoS ONE. 12 (2), 1-24 (2017).
  35. Spencer, N. J., et al. Identification of a rhythmic firing pattern in the enteric nervous system that generates rhythmic electrical activity in smooth muscle. The Journal of Neuroscience. , 3489 (2018).
  36. Hibberd, T. J., et al. Synaptic Activation of Putative Sensory Neurons By Hexamethonium-Sensitive Nerve Pathways in Mouse Colon. American Journal of Physiology – Gastrointestinal and Liver Physiology. (861), (2017).
  37. Baker, S. A., Drumm, B. T., Saur, D., Hennig, G. W., Ward, S. M., Sanders, K. M. Spontaneous Ca(2+) transients in interstitial cells of Cajal located within the deep muscular plexus of the murine small intestine. The Journal of Physiology. 594 (12), 3317-3338 (2016).
  38. Drumm, B. T., et al. Clustering of Ca2+ transients in interstitial cells of Cajal defines slow wave duration. The Journal of General Physiology. 149 (7), 703-725 (2017).
  39. Baker, S. A., Drumm, B. T., Cobine, C. A., Keef, K. D., Sanders, K. M. Inhibitory Neural Regulation of the Ca2+ Transients in Intramuscular Interstitial Cells of Cajal in the Small Intestine. Frontiers in Physiology. 9 (April), 1-24 (2018).
  40. Baker, S. A., et al. Excitatory Neuronal Responses of Ca 2+ Transients in Interstitial Cells of Cajal in the Small Intestine. eNeuro. 5 (2), (2018).
  41. Drumm, B. T., Sung, T. S., Zheng, H., Baker, S. A., Koh, S. D., Sanders, K. M. The effects of mitochondrial inhibitors on Ca2+signalling and electrical conductances required for pacemaking in interstitial cells of Cajal in the mouse small intestine. Cell Calcium. 72, 1-17 (2018).
  42. Zheng, H., Drumm, B. T., Earley, S., Sung, T. S., Koh, S. D., Sanders, K. M. SOCE mediated by STIM and Orai is essential for pacemaker activity in the interstitial cells of Cajal in the gastrointestinal tract. Science Signaling. 11 (June), (2018).
  43. Zhu, M. H., et al. A Ca(2+)-activated Cl(-) conductance in interstitial cells of Cajal linked to slow wave currents and pacemaker activity. The Journal of Physiology. 587 (20), 4905-4918 (2009).
  44. Zhu, M. H., Sung, T. S., O’Driscoll, K., Koh, S. D., Sanders, K. M. Intracellular Ca(2+) release from endoplasmic reticulum regulates slow wave currents and pacemaker activity of interstitial cells of Cajal. American Journal of Physiology. Cell Physiology. 308 (8), C608-C620 (2015).
  45. Zhu, M. H., et al. Muscarinic activation of Ca2+-activated Cl- current in interstitial cells of Cajal. The Journal of Physiology. 589 (Pt 18), 4565-4582 (2011).
  46. Ward, S. M., Burns, A. J., Torihashi, S., Sanders, K. M. Mutation of the proto-oncogene c-kit blocks development of interstitial cells and electrical rhythmicity in murine intestine. The Journal of Physiology. 480 (Pt 1), 91-97 (1994).
  47. Huizinga, J. D., Thuneberg, L., Klüppel, M., Malysz, J., Mikkelsen, H. B., Bernstein, A. W/kit gene required for interstitial cells of cajal and for intestinal pacemaker activity. Nature. 373 (6512), 347-349 (1995).
  48. Ordog, T., Ward, S. M., Sanders, K. M. Interstitial cells of Cajal generate electricial slow waves in the murine stomach. The Journal of Physiology. 518 (1), 257-269 (1999).
  49. Sanders, K. M., Ward, S. M., Koh, S. D. Interstitial cells: regulators of smooth muscle function. Physiological Reviews. 94 (3), 859-907 (2014).
  50. Ward, S. M., McLaren, G. J., Sanders, K. M. Interstitial cells of Cajal in the deep muscular plexus mediate enteric motor neurotransmission in the mouse small intestine. The Journal of Physiology. 573 (1), 147-159 (2006).
  51. Komuro, T. Structure and organization of interstitial cells of Cajal in the gastrointestinal tract. The Journal of Physiology. 576 (3), 653-658 (2006).
  52. Komuro, T. Comparative morphology of interstitial cells of Cajal: ultrastructural characterization. Microscopy Research and Technique. 47 (4), 267-285 (1999).
  53. Sanders, K. M., Ward, S. M., Koh, S. D. Interstitial Cells: Regulators of Smooth Muscle Function. Physiological Reviews. 94 (3), 859-907 (2014).
  54. Ye, L., Haroon, M. A., Salinas, A., Paukert, M. Comparison of GCaMP3 and GCaMP6f for studying astrocyte Ca2+dynamics in the awake mouse brain. PLoS ONE. 12 (7), e0181113 (2017).
  55. Truett, G. E., Heeger, P., Mynatt, R., Truett, A. A., Walker, J. A., Warman, M. L. Preparation of PCR quality mouse genomic DNA with hot sodium hydroxide and Tris (HotSHOT). BioTechniques. 29 (52), 54 (2000).
  56. . The Jackson Laboratory Available from: https://www2.jax.org/protocolsdb/f?p=116:5:0::NO:5:P5_MASTER_PROTOCOL_ID (2017)
  57. Drumm, B. T., et al. Ca 2+ signalling in mouse urethral smooth muscle in situ role of Ca 2+ stores and Ca 2+ influx mechanisms. The Journal of Physiology. 596 (8), 1433-1466 (2018).
  58. Heppner, T. J., Hennig, G. W., Nelson, M. T., Vizzard, M. A. Rhythmic Calcium Events in the Lamina Propria Network of the Urinary Bladder of Rat Pups. Frontiers in Systems Neuroscience. 11 (December), 1-16 (2017).
  59. Heppner, T. J., Hennig, G. W., Nelson, M. T., May, V., Vizzard, M. A. PACAP38-Mediated Bladder Afferent Nerve Activity Hyperexcitability and Ca 2 + Activity in Urothelial Cells from Mice. Journal of Molecular Neuroscience. 1, (2018).
  60. Griffin, C. S., et al. Muscarinic Receptor Induced Contractions of the Detrusor are Mediated by Activation of TRPC4 Channels. Journal of Urology. 196 (6), 1796-1808 (2016).
  61. Sergeant, G. P., Craven, M., Hollywood, M. A., Mchale, N. G., Thornbury, K. D. Spontaneous Ca2+waves in rabbit corpus cavernosum: Modulation by nitric oxide and cGMP. Journal of Sexual Medicine. 6 (4), 958-966 (2009).
  62. Bradley, E., et al. Novel Excitatory Effects of Adenosine Triphosphate on Contractile and Pacemaker Activity in Rabbit Urethral Smooth Muscle. Journal of Urology. 183 (2), 801-811 (2010).
  63. Drumm, B. T., et al. The effect of high [K + ] o on spontaneous Ca 2+ waves in freshly isolated interstitial cells of Cajal from the rabbit urethra. Physiological Reports. 2 (1), e00203 (2014).
check_url/pt/58989?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Drumm, B. T., Hennig, G. W., Baker, S. A., Sanders, K. M. Applications of Spatio-temporal Mapping and Particle Analysis Techniques to Quantify Intracellular Ca2+ Signaling In Situ. J. Vis. Exp. (143), e58989, doi:10.3791/58989 (2019).

View Video