Summary

세포내 캘리포니아2 + 제자리에서 신호 계량 Spatio 시간적 매핑 및 입자 분석 기법에의 응용

Published: January 07, 2019
doi:

Summary

유전자 인코딩된 Ca2 + 지표 (GECIs) 근본적으로 어떻게 현장에서 캘리포니아2 + 이미징 수행 달라졌다. 이러한 녹음에서 데이터 복구를 최대화 하기 위해 캘리포니아2 + 신호의 적절 한 분석이 필요 합니다. 이 종이에 프로토콜 캘리포니아2 + 신호를 원래의 spatiotemporal 매핑 및 입자 기반 분석을 사용 하 여 기록의 정량화를 촉진 한다.

Abstract

캘리포니아2 + 이미징 격리 된 셀 또는 그대로 조직 내의 세포의 특정 종류의 종종 캘리포니아2 + 신호의 복잡 한 패턴을 보여준다. 이 활동에는 신중 하 고 깊이 있는 분석과 정량화 가능한 기본 이벤트에 대 한 많은 정보를 필요 합니다. 공간, 시간 및 강도 매개 변수 캘리포니아2 + 신호 주파수, 기간, 전파, 속도 진폭 등 본질적인 세포내 신호 전달에 필요한 몇 가지 생물 학적 정보를 제공할 수 있습니다. 고해상도 캘리포니아2 + 시간이 걸릴 정량 데이터 이미징 정보 번역의 관점에서 프로세스 및이 프로세스는 큰 데이터 파일의 인수에 결과 일반적으로 이미징 인간의 오류와 편견에 감염 될 수 있습니다. 캘리포니아2 + 세포 제자리에서 신호 분석 일반적으로 시야 (FOV) 내의 관심 (ROI)의 임의로 선택한 영역에서 간단한 강도 측정에 의존합니다. 이 이렇게 많은 FOV에 포함 된 중요 한 신호 정보를 무시 합니다. 따라서, 캘리포니아2 +염료 또는 optogenetic Ca2 + 얻은 같은 고해상도 녹음에서 정보의 복구를 최대화 하기 위해 이미징, 적절 한 공간 및 시간 분석 Ca2 + 신호는 필요 합니다. 이 문서에 설명 된 프로토콜 어떻게 대용량 데이터의 더 완전 한 분석 및 캘리포니아2 + 신호의 조합을 사용 하 여 셀에서 기록의 정량화를 촉진 하기 위하여 캘리포니아2 + 영상 녹음에서 얻어질 수 있다 설명 spatiotemporal 지도 (STM)-분석 및 입자 기반 분석을 기반으로. 프로토콜은 또한의 캘리포니아2 + 인구 현장에서 적절 하 게 분석 될 수 있다 다른 셀에서 관찰 된 신호 어떻게 다른 패턴을 설명 합니다. 이해를 돕기 위해 메서드를 검사 합니다 Ca2 + 중간 셀의 Cajal (ICC), GECIs를 사용 하 여 작은 창 자에 있는 세포의 특수 인구에 신호.

Introduction

캘리포니아2 + 는 다양 한 근육 수축1,2, 신진 대사3, 셀 확산3,4, 등의 세포 프로세스를 제어 하는 유비 쿼터 스 세포내 메신저 5, 신경 터미널6,7, 신경 전달 물질 방출의 자극과 활성화 전사의 핵에 있는 요인. 7 세포내 캘리포니아2 + 신호 종종 cytosolic 캘리포니아2 +, 과도 고도의 형태를 걸릴 및 이러한 자발적인 수 수 또는 셀 유형8따라 주 작동 근 자극에서 발생 한다. 공간, 시간 및 강도 매개 변수 캘리포니아2 + 신호 주파수, 기간, 전파, 속도, 진폭 등 본질적인 세포내 신호5, 에 필요한 생물 정보를 제공할 수 있습니다. 7 , 9. 세포질 캘리포니아2 + 신호는 캘리포니아2 + 릴리스 채널 ryanodine 수용 체 등을 통해 캘리포니아2 + 또는 캘리포니아2 + 릴리스 바인딩과 그물 (응급실)에서 세포 외 공간에서의 유입에서 발생할 수 있습니다 (RyRs)과 이노 시 톨-트라이-인산 염 수용 체 (IP3Rs)10. RyRs 및 IP3Rs 두 캘리포니아2 + 신호 발생에 기여할 수 있으며 다양 한 Ca2 + 유입 메커니즘 결합이 채널의 공동된 여 캘리포니아2 + 신호 패턴의 무수 한 발생할 수 있습니다. 그 숫자에 의해 형성 및 확률 캘리포니아2 + 유입 채널, 캘리포니아2 + 유입 및 릴리스, 그리고 식 채널과 Ca2의 근접에 캘리포니아2 + 릴리스 채널의 식의 프로필을 열고 + 단백질을 재흡수 및 압출. 캘리포니아2 + 신호 형태의 유니폼, 오래 지속, 강도 높은 글로벌 진동 전파 세포내와 세포 Ca2 + 파 세포내 거리 교차 수 있습니다. 몇 초 또는 분, 마지막 수 있습니다. 걸릴 수 있습니다. 100 µ m10,11,12,13,,1415,16또는 캘리포니아 2 +와 같은 더 간단한, 공간적 지역화 된 이벤트 불꽃 및 캘리포니아2 + 퍼프 미만 5 µ m17,18,,1920확산 수십 밀리초 timescales에 발생 하는.

형광 현미경 검사 법은 모니터링할 Ca2 + 신호 분리 및 배양 세포에 그대로 조직에서 널리 사용 되었습니다. 전통적으로,이 실험 형광 캘리포니아2 + 지표, 비율의 사용 및 비 비율 염료 Fura2, Fluo3/4 등 Rhod2, 다른 사람의 사이에서 21,,2223. 이러한 표시기는 세포 막에 융 화 되 고 다음 생 esterases 통해 에스테 르 그룹의 분열에 의해 세포에 갇혀 될 하도록 설계 되었습니다. 캘리포니아2 + 높은 선호도 지표의 바인딩 세포와 조직 적합 한 파장의 빛에 의해 조명 되었다 형광에 변경 발생 합니다. 세포 투과성 캘리포니아2 + 지표를 사용 하 여 크게 캘리포니아2 + 살아있는 세포에서 신호 및 공간 해상도 Ca2 + 신호 시 금에 의해 불가능 했던이 신호의 정량화를 허용의 우리의 이해를 향상 통해 전기 생리학 등 다른 의미 합니다. 그러나, 전통적인 캘리포니아2 + 지표 확장된 녹음 기간24이상 발생 하는 photobleaching 같은 몇 가지 제한 사항이 있습니다. 새로운 Ca2 + 표시기 염료와 같은 Cal520/590는 크게 향상 된 신호 소음 비율 및 로컬 Ca2 + 신호25를 감지 하는 능력을, 하는 동안 photobleaching 문제 일부 조사 에 대 한 우려가 남아 수 있습니다. 26,,2728. 깎아지른 듯한 photobleaching 또한 확대, 이미지 수집, 속도 제한 및 해상도 증가 객관적인 전력 및 이미지 수집의 요구 대로 녹음에 사용할 수 있는 여기 빛의 강도 증가 하는 photobleaching을 증가합니다.

전통적인 캘리포니아2 + 표시기 염료는 캘리포니아2 + 신호 제자리를 기록할 때 더욱 악화의 이러한 제한, 예를 들어 때 녹음 세포내 캘리포니아2 + 신호 그대로 조직에서. 위의 문제로 인해 한 세포 침투성 캘리포니아2 + 지표를 사용 하 여 제자리에 캘리포니아2 + 신호 낮은 전력 확대에 국한 되었으며 이미지 캡처, 기록 조사 관의 능력 제한의 속도 감소 하 고 일시적으로 또는 공간적으로 제한 된 subcellular 캘리포니아2 + 신호 계량. 따라서, 그것은 어려운 캡처, 분석, 및 캘리포니아2 + 신호, 위에서 설명한 대로 원하는 생물학 응답의 생성에 중요 한 될 수 있는 공간 및 시간 복잡 감사 되었습니다. 캘리포니아2 + 세포 제자리에서 신호 분석 일반적으로 관심 (ROI) 한 시야 (FOV) 내의 선택된 영역에서 간단한 강도 측정에 의존합니다. 수, 크기 및 ROIs, 연구원의 변덕에 의존의 위치 임의 선택 결과 편견 심각 수 있습니다. 고유한 바이어스 ROI 분석, 뿐만 아니라이 이렇게 무시 많은 중요 한 신호 정보는 임의로 선택한 내 동적 캘리포니아2 + 이벤트로는 FOV에 포함 된 투자 수익 분석을 위해 선택 됩니다. 또한, 분석 ROIs의 Ca2 + 신호 관찰의 공간적 특성에 대 한 정보를 제공 하기 위해 실패 합니다. 예, 그것은 가능 하지 않을지도 상승 캘리포니아2 + 는 전파 발생 사이 구별 하 캘리포니아2 + 파와는 매우 지역화 된 Ca2 + 릴리스 캘리포니아2 + 신호는 투자 수익의 도표가에서 이벤트.

유전자 인코딩된 Ca2 + 지표 (GECIs)의 출현은 근본적으로 어떻게 캘리포니아2 + 이미징 수행 현장에29,30,,3132,33 수 변경 . 염료에 GECIs를 사용 하 여 여러 가지 이점이 있다. 가장 중요 한는 아마 GECI의 표현 하지 관심의 세포에서 원치 않는 배경 오염 감소 셀 특정 방식으로 수행할 수 있습니다 이다. 전통적인 캘리포니아2 + 지표 GECIs의 또 다른 장점은입니다 그 photobleaching 감소 (형광 및 consequentially photobleaching만 발생 때 세포는 활성), 특히 높은에서 염료 로드 표본에 비해 이미지의 확대 및 높은34캡처. 따라서, 브리핑, 지역화 된 하위 세포질 캘리포니아2 + 제자리에서 신호 GCaMP 시리즈 optogenetic 센서, 월급 조사 기록 하는 기능 같은 GECIs와 이미징 및 조사 캘리포니아2 + 셀 내에서 신호 들 이전 가능한 되지 않은 환경에 대 한 네이티브입니다. 이러한 고해상도 녹음에서 정보의 복구를 최대화 하기 위해 적절 한 공간 및 시간 분석 Ca2 + 신호는 필요 합니다. 그것은 그 GECIs 일부 취소 이점을 제공할 수 있습니다, 하는 동안 최근 연구 계시 했다 캘리포니아2 + 이미징 성공적으로 동시에 사용 하 여 기존의 신경의 다른 neurochemical 클래스의 큰 인구에서 수행할 수 있습니다 주목 해야한다 캘리포니아2 + 지표 유전자 동물35로 인코딩된 하지. 이 이렇게는 동기화 된 버스트, 높은 주파수에서 발생 하는 신경의 여러 다른 클래스 공개 포스트 hoc immunohistochemistry를 사용 하 고 동물에 유전 수정 수 있다 방해 하는 생리 적 잠재력을 피했습니다 행동 조사35,36을 이해 하고자 한다.

더 완전 한 분석을 촉진 하는이 문서에서 설명 하는 프로토콜 및 캘리포니아2 + 의 정량화 신호 세포 spatiotemporal 지도 (STM)의 조합을 사용 하 여 현장에서 기록-분석 및 입자 기반 분석을 기반으로. 프로토콜은 또한의 캘리포니아2 + 인구 현장에서 적절 하 게 분석 될 수 있다 다른 셀에서 관찰 된 신호 어떻게 다른 패턴을 설명 합니다. 이해를 돕기 위해 메서드를 검사 합니다 Ca2 + 중간 셀 Cajal (ICC)의 작은 창 자에서 셀의 특수 인구에 신호. ICC는 전시 동적 세포내 캘리포니아2 + 신호, GCaMPs38,,3739,40, 표현 하는 마우스를 사용 하 여 시각화 하는 위장 (GI) 지역에 전문된 셀 41,42. 캘리포니아2 + 과도 ICC에 캘리포니아2 +의 활성화로 연결-활성화 Cl 장 평활 근 세포 (SMCs)43의 흥분을 조절에 중요 한 채널 ( Ano1인코딩) 44,45. 따라서, 캘리포니아2 + ICC에 시그널링의 연구 창 자 운동 성 이해에 기본적 이다. 해부학 분리 되 고 독립적으로 구상 될 수 있다 ICC의 두 클래스는 murine 소장이이 데모에 대 한 훌륭한 예를 제공 합니다: 난) ICC 원형 및 경도 평활 근 사이의 영역에 있는 레이어, myenteric 총을 둘러싼 (ICC 내). 이러한 셀 맥 박 조정기 세포 역할 및 느린 파도46,47,,4849;로 알려진 전기 활동 생성 ii) ICC 모터 신경 (깊은 근육 신경 총, 따라서 ICC DMP)의 터미널에 풍부한 총 들도 있습니다. 이 세포는 장 모터 neurotransmission37,39,,4050응답의 중재자 역할을 합니다. ICC-내 ICC DMP 형태학 상으로 다른, 그리고 그들의 캘리포니아2 + 신호 동작 차이가 근본적으로 그들의 특정 작업을 수행. ICC-내 방사상 모양에서 그리고 간격 접속점51,52를 통해 상호 연결 된 세포의 네트워크를 형성. 캘리포니아2 + ICC 내 매니페스트에 짧고 공간 지역화 된 Ca2 + 출시 이벤트로 FOV (60 X 목적으로 몇 군데)38내 시각으로 ICC 내 네트워크를 통해 비동기적으로 여러 사이트에서 발생 하는 신호. 이러한 비동기 신호는 일시적으로 구성 되며 1 초는 클러스터 때 함께 표로, 금액 순 1 s 세포 증가 캘리포니아2 +. 이러한 신호 ICC 네트워크 내에서 셀을 셀을 전파 하 고 따라서 구성 Ca2 + 신호, 조직 넓은 캘리포니아2 + 파로 하위 휴대 전화 사이트에서 생성 된. 일시적인 클러스터링 및 캘리포니아2 + 의 변론에 신호를 ICC 내 불렸다 Ca2 + 과도 클러스터 (CTCs)38. CTCs 발생 리듬 (예: 매우 비슷한 기간과 유사한 기간 CTCs 사이) 마우스에서 분당 30 회. 반대로, ICC DMP 스핀 들 모양의 세포, 보조 프로세스, SMCs와 정 신경 프로세스 간의 배포 하 고 독립적으로 하지 않는 일부 네트워크51,52형성. 그러나 ICC-DMP와 SMCs, 간격 접속점 형성, 그리고 SIP syncytium53로 알려진이 큰 syncytium 내에서 작동. 캘리포니아2 + 신호 셀의 길이 따라 여러 사이트에서 발생 하지만 이러한 과도 개입 하거나 일시적으로 클러스터, ICC 내37에서 관찰 하지. 캘리포니아2 + 신호 ICC DMP에 변수 강도, 기간 및 공간 특성 확률적 방식으로 발생합니다. 캘리포니아2 + ICC 내에 신호의 예제를 사용 하 여 아래 프로토콜 및 ICC-DMP, 특정 유형의 셀 현장에서 복잡 한 신호를 분석 하는 기법을 설명. 우리는 Cre Recombinase (Cre) ICC 특정 발기인 (키트)에 의해 구동의 활성화를 유도 한 후 ICC에 독점적으로 GCaMP6f을 표현 하는 유도할 수 있는 Cre Lox p 시스템 활용.

Protocol

사용 하는 모든 동물 및 본이 연구에서 실시 하는 프로토콜 관리 및 실험 동물의 사용에 대 한 헬스 가이드의 국가 기관에 따라 했다. 모든 절차는 기관 동물 사용 관리 네바다, Reno의 대학에 위원회에 의해 승인 되었다. 1입니다. KitGCaMP6f 마우스의 세대 Ai95 크로스 (RCL-GCaMP6f)-D (GCaMP6f 마우스)와 c-키트+ Cre ERT2 ICC 특정 GCaMP6f 표현 동물 (마우스 키트-Cre-GCaMP6f)을 생?…

Representative Results

키트-Cre-GCaMP6F 마우스 (그림 1), 동적 캘리포니아2 + 위장에 ICC의 행동 현장에서 몇 군데 수 신호를 사용 하 여. Confocal 현미경 검사 법, ICC의 특정 인구의 고해상도 이미지는 같은 조직 내의 하지만 초점 (그림 2A)37 의 해부학 다른 비행기에 ICC의 다른 인구에서 신호를 오염 없이 취득 될 수 있다 , …

Discussion

캘리포니아2 + 영상 그대로 조직 또는 세포의 네트워크에서 셀의 특정 종류의 종종 캘리포니아2 + 과도의 복잡 한 패턴을 보여준다. 이 활동에는 신중 하 고 깊이 있는 분석과 정량화 가능한 기본 이벤트와 이러한 이벤트의 활동에 대 한 많은 정보를 필요 합니다. STM과 PTCL 분석 이런이 종류의 녹음에서 나왔고 양적 데이터의 양을 최대화 하는 기회를 제공 합니다.

<p class="jove_conte…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

자금 P01 DK41315 통해 NIDDK에 의해 제공 했다.

Materials

Image J software NIH 1.5a Image J software
Volumetry GWH Volumetry 8Gd Custom made analysis software
Isoflurane Baxter, Deerfield, IL, USA NDC 10019-360-60
Tamoxifen Sigma T5648
GCaMP6F mice Jackson Laboratory Ai95 (RCL-GCaMP6f)-D
Kit-Cre mice Gifted From Dr. Dieter Saur c-Kit+/Cre-ERT2
Ethanol Pharmco-Aaper SDA 2B-6

Referências

  1. Wellman, G. C., Nelson, M. T. Signaling between SR and plasmalemma in smooth muscle: Sparks and the activation of Ca2+-sensitive ion channels. Cell Calcium. 34 (3), 211-229 (2003).
  2. Mironneau, J., Arnaudeau, S., Macrez-Lepretre, N., Boittin, F. X. Ca2+sparks and Ca2+waves activate different Ca2+-dependent ion channels in single myocytes from rat portal vein. Cell Calcium. 20 (2), 153-160 (1996).
  3. Berridge, M. J. Inositol trisphosphate and calcium signalling mechanisms. Biochimica et Biophysica Acta – Molecular Cell Research. 1793 (6), 933-940 (2009).
  4. Berridge, M. J., Lipp, P., Bootman, M. Calcium signalling. Current biology. 9 (5), R157-R159 (1999).
  5. Bootman, M. D., et al. Calcium signalling—an overview. Seminars in Cell & Developmental Biology. 12 (1), 3-10 (2001).
  6. Brain, K. L., Bennett, M. R. Calcium in sympathetic varicosities of mouse vas deferens during facilitation, augmentation and autoinhibition. The Journal of Physiology. 502 (3), 521-536 (1997).
  7. Berridge, M. J., Lipp, P., Bootman, M. D. The versatility and universality of calcium signalling. Nature Reviews. Molecular Cell Biology. 1 (1), 11-21 (2000).
  8. Dupont, G., Goldbeter, A. Problems and paradigms: Oscillations and waves of cytosolic calcium: Insights from theoretical models. BioEssays. 14 (7), 485-493 (1992).
  9. Bootman, M. D., Berridge, M. J. The elemental principles of calcium signaling. Cell. 83 (5), 675-678 (1995).
  10. Berridge, M. J., Dupont, G. Spatial and temporal signalling by calcium. Current Opinion in Cell Biology. 6 (2), 267-274 (1994).
  11. Drumm, B. T., et al. The role of Ca 2+ influx in spontaneous Ca 2+ wave propagation in interstitial cells of Cajal from the rabbit urethra. The Journal of Physiology. 593 (15), 3333-3350 (2015).
  12. Bayguinov, P. O., Hennig, G. W., Smith, T. K. Ca 2+ imaging of activity in ICC-MY during local mucosal reflexes and the colonic migrating motor complex in the murine large intestine. The Journal of Physiology. 588 (22), 4453-4474 (2010).
  13. Drumm, B. T., Sergeant, G. P., Hollywood, M. A., Thornbury, K. D., McHale, N. G., Harvey, B. J. The role of cAMP dependent protein kinase in modulating spontaneous intracellular Ca2+ waves in interstitial cells of Cajal from the rabbit urethra. Cell Calcium. 56 (3), 181-187 (2014).
  14. Nathanson, M. H., Padfield, P. J., O’Sullivan, A. J., Burgstahler, A. D., Jamieson, J. D. Mechanism of Ca2+ wave propagation in pancreatic acinar cells. Journal of Biological Chemistry. 267 (25), 18118-18121 (1992).
  15. Straub, S. V., Giovannucci, D. R., Yule, D. I. Calcium wave propagation in pancreatic acinar cells: functional interaction of inositol 1,4,5-trisphosphate receptors, ryanodine receptors, and mitochondria. The Journal of General Physiology. 116 (4), 547-560 (2000).
  16. Sneyd, J., Tsaneva-Atanasova, K., Bruce, J. I. E., Straub, S. V., Giovannucci, D. R., Yule, D. I. A model of calcium waves in pancreatic and parotid acinar cells. Biophysical Journal. 85 (3), 1392-1405 (2003).
  17. Jaggar, J. H., Porter, V. A., Lederer, W. J., Nelson, M. T. Calcium sparks in smooth muscle. American Journal of Physiology. Cell. 278 (2), C235-C256 (2000).
  18. Nelson, M. T., et al. Relaxation of arterial smooth muscle by calcium sparks. Science. 270 (5236), 633-637 (1995).
  19. Cheng, H., Lederer, W. J., Cannell, M. B. Calcium sparks: Elementary events underlying excitation-contraction coupling in heart muscle. Science. 262 (5134), 740-744 (1993).
  20. Parker, I., Choi, J., Yao, Y. Elementary events of InsP3-induced Ca2+ liberation in Xenopus oocytes: Hot spots, puffs and blips. Cell Calcium. 20 (2), 105-121 (1996).
  21. Diliberto, P. a., Wang, X. F., Herman, B. Confocal imaging of Ca2+ in cells. Methods in Cell Biology. 40, 243-262 (1994).
  22. Martínez-Zaguilán, R., Parnami, G., Lynch, R. M. Selection of fluorescent ion indicators for simultaneous measurements of pH and Ca2+. Cell Calcium. 19 (4), 337-349 (1996).
  23. Hayashi, H., Miyata, H. Fluorescence imaging of intracellular Ca2. The Journal of Pharmacology & Toxicology Methods. 31 (1), 1-10 (1994).
  24. Thomas, D., Tovey, S. C., Collins, T. J., Bootman, M. D., Berridge, M. J., Lipp, P. A comparison of fluorescent Ca2+indicator properties and their use in measuring elementary and global Ca2+signals. Cell Calcium. 28 (4), 213-223 (2000).
  25. Lock, J. T., Parker, I., Smith, I. F. A comparison of fluorescent Ca2+indicators for imaging local Ca2+signals in cultured cells. Cell Calcium. 58 (6), 638-648 (2015).
  26. Flagmeier, P., et al. Ultrasensitive Measurement of Ca 2+ Influx into Lipid Vesicles Induced by Protein Aggregates. Angewandte Chemie International Edition. 56 (27), 7750-7754 (2017).
  27. Tsutsumi, S., et al. Structure-Function Relationships between Aldolase C/Zebrin II Expression and Complex Spike Synchrony in the Cerebellum. Journal of Neuroscience. 35 (2), 843-852 (2015).
  28. Rietdorf, K., Chehab, T., Allman, S., Bootman, M. D. Novel improved Ca indicator dyes on the market – a comparative study of novel Ca indicators with Fluo-4. Calcium Signalling: The Next Generation. , 590 (2014).
  29. Akerboom, J., et al. Optimization of a GCaMP Calcium Indicator for Neural Activity Imaging. Journal of Neuroscience. 32 (40), 13819-13840 (2012).
  30. Seidemann, E., et al. Calcium imaging with genetically encoded indicators in behaving primates. eLife. 5 (2016JULY), (2016).
  31. Su, S., et al. Genetically encoded calcium indicator illuminates calcium dynamics in primary cilia. Nature Methods. 10 (11), 1105-1109 (2013).
  32. Kaestner, L., et al. Genetically encoded Ca2+ indicators in cardiac myocytes. Circulation Research. 114 (10), 1623-1639 (2014).
  33. Tang, S., Reddish, F., Zhuo, Y., Yang, J. J. Fast kinetics of calcium signaling and sensor design. Current Opinion in Chemical Biology. 27, 90-97 (2015).
  34. Barnett, L. M., Hughes, T. E., Drobizhev, M. Deciphering the molecular mechanism responsible for GCaMP6m’s Ca2+-dependent change in fluorescence. PLoS ONE. 12 (2), 1-24 (2017).
  35. Spencer, N. J., et al. Identification of a rhythmic firing pattern in the enteric nervous system that generates rhythmic electrical activity in smooth muscle. The Journal of Neuroscience. , 3489 (2018).
  36. Hibberd, T. J., et al. Synaptic Activation of Putative Sensory Neurons By Hexamethonium-Sensitive Nerve Pathways in Mouse Colon. American Journal of Physiology – Gastrointestinal and Liver Physiology. (861), (2017).
  37. Baker, S. A., Drumm, B. T., Saur, D., Hennig, G. W., Ward, S. M., Sanders, K. M. Spontaneous Ca(2+) transients in interstitial cells of Cajal located within the deep muscular plexus of the murine small intestine. The Journal of Physiology. 594 (12), 3317-3338 (2016).
  38. Drumm, B. T., et al. Clustering of Ca2+ transients in interstitial cells of Cajal defines slow wave duration. The Journal of General Physiology. 149 (7), 703-725 (2017).
  39. Baker, S. A., Drumm, B. T., Cobine, C. A., Keef, K. D., Sanders, K. M. Inhibitory Neural Regulation of the Ca2+ Transients in Intramuscular Interstitial Cells of Cajal in the Small Intestine. Frontiers in Physiology. 9 (April), 1-24 (2018).
  40. Baker, S. A., et al. Excitatory Neuronal Responses of Ca 2+ Transients in Interstitial Cells of Cajal in the Small Intestine. eNeuro. 5 (2), (2018).
  41. Drumm, B. T., Sung, T. S., Zheng, H., Baker, S. A., Koh, S. D., Sanders, K. M. The effects of mitochondrial inhibitors on Ca2+signalling and electrical conductances required for pacemaking in interstitial cells of Cajal in the mouse small intestine. Cell Calcium. 72, 1-17 (2018).
  42. Zheng, H., Drumm, B. T., Earley, S., Sung, T. S., Koh, S. D., Sanders, K. M. SOCE mediated by STIM and Orai is essential for pacemaker activity in the interstitial cells of Cajal in the gastrointestinal tract. Science Signaling. 11 (June), (2018).
  43. Zhu, M. H., et al. A Ca(2+)-activated Cl(-) conductance in interstitial cells of Cajal linked to slow wave currents and pacemaker activity. The Journal of Physiology. 587 (20), 4905-4918 (2009).
  44. Zhu, M. H., Sung, T. S., O’Driscoll, K., Koh, S. D., Sanders, K. M. Intracellular Ca(2+) release from endoplasmic reticulum regulates slow wave currents and pacemaker activity of interstitial cells of Cajal. American Journal of Physiology. Cell Physiology. 308 (8), C608-C620 (2015).
  45. Zhu, M. H., et al. Muscarinic activation of Ca2+-activated Cl- current in interstitial cells of Cajal. The Journal of Physiology. 589 (Pt 18), 4565-4582 (2011).
  46. Ward, S. M., Burns, A. J., Torihashi, S., Sanders, K. M. Mutation of the proto-oncogene c-kit blocks development of interstitial cells and electrical rhythmicity in murine intestine. The Journal of Physiology. 480 (Pt 1), 91-97 (1994).
  47. Huizinga, J. D., Thuneberg, L., Klüppel, M., Malysz, J., Mikkelsen, H. B., Bernstein, A. W/kit gene required for interstitial cells of cajal and for intestinal pacemaker activity. Nature. 373 (6512), 347-349 (1995).
  48. Ordog, T., Ward, S. M., Sanders, K. M. Interstitial cells of Cajal generate electricial slow waves in the murine stomach. The Journal of Physiology. 518 (1), 257-269 (1999).
  49. Sanders, K. M., Ward, S. M., Koh, S. D. Interstitial cells: regulators of smooth muscle function. Physiological Reviews. 94 (3), 859-907 (2014).
  50. Ward, S. M., McLaren, G. J., Sanders, K. M. Interstitial cells of Cajal in the deep muscular plexus mediate enteric motor neurotransmission in the mouse small intestine. The Journal of Physiology. 573 (1), 147-159 (2006).
  51. Komuro, T. Structure and organization of interstitial cells of Cajal in the gastrointestinal tract. The Journal of Physiology. 576 (3), 653-658 (2006).
  52. Komuro, T. Comparative morphology of interstitial cells of Cajal: ultrastructural characterization. Microscopy Research and Technique. 47 (4), 267-285 (1999).
  53. Sanders, K. M., Ward, S. M., Koh, S. D. Interstitial Cells: Regulators of Smooth Muscle Function. Physiological Reviews. 94 (3), 859-907 (2014).
  54. Ye, L., Haroon, M. A., Salinas, A., Paukert, M. Comparison of GCaMP3 and GCaMP6f for studying astrocyte Ca2+dynamics in the awake mouse brain. PLoS ONE. 12 (7), e0181113 (2017).
  55. Truett, G. E., Heeger, P., Mynatt, R., Truett, A. A., Walker, J. A., Warman, M. L. Preparation of PCR quality mouse genomic DNA with hot sodium hydroxide and Tris (HotSHOT). BioTechniques. 29 (52), 54 (2000).
  56. . The Jackson Laboratory Available from: https://www2.jax.org/protocolsdb/f?p=116:5:0::NO:5:P5_MASTER_PROTOCOL_ID (2017)
  57. Drumm, B. T., et al. Ca 2+ signalling in mouse urethral smooth muscle in situ role of Ca 2+ stores and Ca 2+ influx mechanisms. The Journal of Physiology. 596 (8), 1433-1466 (2018).
  58. Heppner, T. J., Hennig, G. W., Nelson, M. T., Vizzard, M. A. Rhythmic Calcium Events in the Lamina Propria Network of the Urinary Bladder of Rat Pups. Frontiers in Systems Neuroscience. 11 (December), 1-16 (2017).
  59. Heppner, T. J., Hennig, G. W., Nelson, M. T., May, V., Vizzard, M. A. PACAP38-Mediated Bladder Afferent Nerve Activity Hyperexcitability and Ca 2 + Activity in Urothelial Cells from Mice. Journal of Molecular Neuroscience. 1, (2018).
  60. Griffin, C. S., et al. Muscarinic Receptor Induced Contractions of the Detrusor are Mediated by Activation of TRPC4 Channels. Journal of Urology. 196 (6), 1796-1808 (2016).
  61. Sergeant, G. P., Craven, M., Hollywood, M. A., Mchale, N. G., Thornbury, K. D. Spontaneous Ca2+waves in rabbit corpus cavernosum: Modulation by nitric oxide and cGMP. Journal of Sexual Medicine. 6 (4), 958-966 (2009).
  62. Bradley, E., et al. Novel Excitatory Effects of Adenosine Triphosphate on Contractile and Pacemaker Activity in Rabbit Urethral Smooth Muscle. Journal of Urology. 183 (2), 801-811 (2010).
  63. Drumm, B. T., et al. The effect of high [K + ] o on spontaneous Ca 2+ waves in freshly isolated interstitial cells of Cajal from the rabbit urethra. Physiological Reports. 2 (1), e00203 (2014).
check_url/pt/58989?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Drumm, B. T., Hennig, G. W., Baker, S. A., Sanders, K. M. Applications of Spatio-temporal Mapping and Particle Analysis Techniques to Quantify Intracellular Ca2+ Signaling In Situ. J. Vis. Exp. (143), e58989, doi:10.3791/58989 (2019).

View Video