Summary

En direct de l'imagerie Drosophila melanogaster Migrations hémocytaires embryonnaires

Published: February 12, 2010
doi:

Summary

Hémocytes drosophile se dispersent sur ​​l'ensemble de l'embryon en développement. Ce protocole démontre comment monter et à l'image de ces migrations à partir d'embryons avec les hémocytes marqués par fluorescence.

Abstract

Beaucoup de migration cellulaire des études utilisant l'adresse<em> In vitro</emMéthodes>, alors que l'environnement physiologiquement pertinente est celle de l'organisme lui-même. Nous présentons ici un protocole pour le montage<em> Drosophila melanogaster</em> Embryons et ultérieures imagerie en temps réel des hémocytes marqués par fluorescence, les macrophages embryonnaire de cet organisme. En utilisant le système UAS-Gal4<sup> 1</sup> Nous conduisons l'expression d'une variété d'organismes génétiquement codés, des marqueurs de fluorescence marqués dans les hémocytes de suivre leur dispersion à travers le développement de l'embryon. Après la collecte d'embryons au stade de développement souhaité, le chorion externe est enlevée et les embryons sont ensuite montés dans l'huile d'halocarbures entre un hydrophobe, perméable aux gaz de membrane et une lamelle de verre pour l'imagerie en direct. En plus de paramètres brute migrateurs tels que la vitesse et la directivité, de l'imagerie haute résolution couplée à l'utilisation des reporters fluorescents de F-actine et les microtubules peuvent fournir des informations plus détaillées concernant la dynamique de ces composants du cytosquelette.

Protocol

Préparation Obtenir appropriés lignes drosophile contenant une hémocytes spécifiques Gal4 conducteur (p. ex srp-Gal4 2) et un journaliste codées génétiquement fluorescent sous SAMU de contrôle (par exemple, UAS-GFP). Les mouches homozygotes pour srp-Gal4, UAS-GMA 3 ou CRQ-Gal4, UAS-GFP 4, 5 sont particulièrement utiles à des fins d'imagerie (nb GMA est la GFP fusionnée au domaine de liaison de l'actine-moésine); …

Discussion

Les éléments les plus importants de cette procédure sont à la sélection d'embryons sains avec hémocytes clairement étiquetés et de les monter avec soin sans les endommager. Une fois que les embryons sont des halocarbures dans l'huile ils sont résistants à la déshydratation et une fois montée peut être imagée pendant plusieurs heures. Dans nos mains, nous pouvons hémocytes d'image pendant trois heures, avec une déshydratation négligeable de l'embryon ou du photo-dommages évidents, en pre…

Acknowledgements

Ce protocole a été développé par notre travail au sein et en collaboration avec les laboratoires de Paul Martin et Antonio Jacinto. Nous remercions le Centre Stock Bloomington pour son excellent service et la communauté drosophile de continuer à partager les lignes voler. BS est actuellement financé par une subvention du BBSRC projet. WW est financé par une bourse du Wellcome Trust en développement de carrière.

Materials

Material Name Type Company Catalogue Number Comment
Cell strainer   BD Falcon 352350 70μm pores
Halcarbon oil 700   Sigma H8898  
Lumox/Petriperm dish   Sarstedt 96077305  

References

  1. Brand, A. H., Perrimon, N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes. Development. 118, 401-415 (1993).
  2. Bruckner, K. The PDGF/VEGF receptor controls blood cell survival in Drosophila. Dev Cell. 7, 73-84 (2004).
  3. Dutta, D., Bloor, J. W., Ruiz-Gomez, M., VijayRaghavan, K., Kiehart, D. P. Real-time imaging of morphogenetic movements in Drosophila using Gal4-UAS-driven expression of GFP fused to the actin-binding domain of moesin. Genesis. 34, 146-151 (2002).
  4. Stramer, B. Live imaging of wound inflammation in Drosophila embryos reveals key roles for small GTPases during in vivo cell migration. J Cell Biol. 168, 567-573 (2005).
  5. Wood, W., Jacinto, A. Drosophila melanogaster embryonic haemocytes: masters of multitasking. Nat Rev Mol Cell Biol. 8, 542-551 (2007).
  6. Halfon, M. S. New fluorescent protein reporters for use with the Drosophila Gal4 expression system and for vital detection of balancer chromosomes. Genesis. 34, 135-138 (2002).
  7. Sullivan, W., Ashburner, M., Hawley, R. S. . Drosophila protocols. , (2000).
  8. Tepass, U., Fessler, L. I., Aziz, A., Hartenstein, V. Embryonic origin of hemocytes and their relationship to cell death in Drosophila. Development. 120, 1829-1837 (1994).
  9. Millard, T. H., Martin, P. Dynamic analysis of filopodial interactions during the zippering phase of Drosophila dorsal closure. Development. 135, 621-626 (2008).
  10. Doerflinger, H., Benton, R., Shulman, J. M., St Johnston, D. The role of PAR-1 in regulating the polarised microtubule cytoskeleton in the Drosophila follicular epithelium. Development. 130, 3965-3975 (2003).
  11. Olofsson, B., Page, D. T. Condensation of the central nervous system in embryonic Drosophila is inhibited by blocking hemocyte migration or neural activity. Dev Biol. 279, 233-243 (2005).
  12. Paladi, M., Tepass, U. Function of Rho GTPases in embryonic blood cell migration in Drosophila. J Cell Sci. 117, 6313-6326 (2004).
  13. Vlisidou, I. Drosophila embryos as model systems for monitoring bacterial infection in real time. PLoS Pathog. 5, e1000518-e1000518 (2009).
  14. Jacinto, A. Dynamic actin-based epithelial adhesion and cell matching during Drosophila dorsal closure. Curr Biol. 10, 1420-1426 (2000).
  15. Wood, W., Jacinto, A. Imaging cell movement during dorsal closure in Drosophila embryos. Methods Mol Biol. 294, 203-210 (2005).
  16. Kunwar, P. S. Tre1 GPCR initiates germ cell transepithelial migration by regulating Drosophila melanogaster E-cadherin. J Cell Biol. 183, 157-168 (2008).
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Cite This Article
Evans, I. R., Zanet, J., Wood, W., Stramer, B. M. Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations. J. Vis. Exp. (36), e1696, doi:10.3791/1696 (2010).

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