Rastreamento de viral geneticamente definido Neural dos circuitos
Summary
Um método de rastreio neurónios ligados sinapticamente é descrito. Usamos TVA especificidade de uma célula de montante para investigar se uma população de células de interesse recebe entrada sináptica de tipos de células geneticamente definidos.
Abstract
Os métodos clássicos para o estudo de circuitos neuronais são o rendimento relativamente baixo. Vírus da pseudo-raiva transsináptica, particularmente o (PRV) e do vírus da raiva (RABV), e, mais recentemente, o vírus da estomatite vesicular (VSV), para o estudo de circuitos, está a tornar-se cada vez mais popular. Estes métodos maior rendimento use vírus que transmitem entre os neurônios em qualquer direção do anterógrada ou retrógrada.
Recentemente, um RABV modificados para monossináptico rastreio retrógrado foi desenvolvido. (Figura 1A). Neste método, o gene da glicoproteína (G) é eliminado a partir do genoma viral, e reabastecido apenas em neurónios-alvo. Especificidade infecção é conseguida por substituição de um G quimérica, composta pelo domínio extracelular do ASLV-A glicoproteína e o domínio citoplasmático da RABV-G (A RG /), para o normal RABV-G 1. Este G quimérico especificamente infecta as células que expressam o receptor TVA 1. O gene que codifica a TVA pode sido delivered por vários métodos 2-8. Seguindo RABV-G infecção de um neurónio TVA-expressar, o RABV pode transmitir a outros neurónios ligados sinapticamente em sentido retrógrado, por natureza, do seu próprio G, que foi co-fornecido com o receptor TVA. Esta técnica rotula um número relativamente grande de entradas (5-10%) 2 para um tipo de célula definidos, proporcionando uma amostra de todas as entradas para um tipo definido de arranque da célula.
Recentemente modifiquei esta técnica de usar VSV como traçador transsináptica 9. VSV tem várias vantagens, incluindo a rapidez da expressão do gene. Aqui nós detalhes de um sistema viral novo rastreamento usando VSV útil para sondar microcircuitos com maior resolução. Embora as estratégias originais publicados por Wickersham et al. 4 e Beier et al. 9 rotulagem autorização de neurónios que qualquer projecto para inicialmente infectadas TVA-expressando células, aqui VSV foi concebido para transmitir apenas a TVAs células que expressam A-(Figura 1B). O vírus é primeiro pseudotipado com RABV-G para permitir a infecção de neurónios jusante da TVA-expressam os neurónios. Depois de infectar esta primeira população de células, o vírus libertado só pode infectar células que expressam TVA. Porque a propagação viral transsináptica está limitada a células que expressam TVA, presença ou ausência de ligação a partir de tipos de células definidas pode ser explorada com alta resolução. Um diagrama de fluxo experimental destas experiências é mostrado na Figura 2. Aqui nós mostramos um circuito modelo, o da direção-seletividade na retina do rato. Examinamos a conectividade das células amácrinas starburst (SACs) para as células ganglionares da retina (CGR).
Protocol
Discussion
O uso de vírus para estudar circuitos neurais são um método de rendimento relativamente elevado de análise de neurónios ligados. No entanto, tanto a geração de viriões de VSV e RABV não é trivial. Embora o protocolo descrito acima, para resgatar o vírus a partir de ADNc é fornecido, é ainda um evento de baixa probabilidade. Os níveis de cada um dos N, P, e L plasmídeos necessitam de ser ajustado com precisão, e muitas tentativas e replica precisa de ser feito para assegurar resgate viral. A formação da…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Nós gostaríamos de agradecer Sean Whelan para assistência com resgate variantes VSV recombinantes, e Didem Goz e Ryan Chrenek para assistência técnica. Este trabalho foi financiado por HHMI (CLC), e # NS068012-01 (KTB).
Materials
| Reagent | Company | Catalogue number | |
| Tissue Culture | |||
| Baby Hamster Kidney (BSRT7) cells | available upon request | ||
| vaccinia (vTF7-3) | available upon request | ||
| pN, pP, pl plasmids | available upon request | ||
| Calcium Chloride | Sigma | C1016 | |
| Magnesium Chloride | Sigma | M8266 | |
| HEK 293T cells | Open Biosystems | HCL4517 | |
| 60 mm TC-Treated Culture Dish | Corning | 430166 | |
| 75 cm2 Rectangular Canted Neck Cell Culture Flask with Vent Cap | Corning | 430641 | |
| Media : DMEM (Dulbecco’s Modified Eagle Medium) | Invitrogen | 12491-015 | |
| 1 M HEPES pH 7.4 | Gibo | 15630-080 | |
| FBS: Fetal Bovine Serum | Gibco | 10437-028 | |
| PKS | Invitrogen | 15140-163 | |
| Lipofectamine 2,000 Transfection Reagent | Invitrogen | 11668-019 | |
| Syringe: 5 ml Luer-Lock syringe | Sigma | Z248010-1PAK | |
| Syringe Filters | Nalgene | 190-2520 | |
| PEI: High Potency Linear PEI | Polysciences | 23966 | |
| Viral Centrifugation | |||
| Corning 150 ml Tube Top Vacuum Filter System, 0.45 μm Pore | Corning | 430314 | |
| Thinwall, Ultra-Clear, 38.5 ml, 25 x 89 mm ultracentrifuge tubes | Beckman-Coulter | 344058 | |
| Ultracentrifuge | Beckman-Coulter | optima XL-80K | |
| SW28 Ultracentrifuge rotor | Beckman-Coulter | 342207 | |
| Mouse Injection | |||
| Capillary micropipets | Drummond | 5-000-2005 | |
| Stereotax | Narishige | SR-5M | |
| Micromanipulator | Narishige | SM-15 | |
| Ump injector | World Precision Instruments | Sys-Micro4 | |
| Four channel microcontroller | World Precision Instruments | UMP3 | |
| M.TXB Bench Motor with C.EMX-1 Dial Control, 115 Volt | Foredom | M.TXB-EM | |
| H.10 Handpiece, Quick Change | Foredom | H.10 | |
| Step Drill, 0.5 mm | Foredom | A-58005P | |
| Microelectrode holder | World Precision Instruments | MEH2S | |
| Ketamine | Henry Schein | 995-2949 | |
| Xylazine | Henry Schein | 4015809TV | |
| Buprenorphine | Henry Schein | 1118217 | |
| 1 ml syringe | Becton-Dickinson | 309628 | |
| 30 gauge injection needle | Becton-Dickinson | 305106 | |
| Protective Ophthalmic Ointment | Doctors Foster and Smith | 9N-014748 | |
| Ethanol | Sigma | 493511 | |
| Iodine | Sigma | PVP1 | |
| Surgery and Dissection tools | |||
| Scissors | Fine Science Tools | 91402-12 | |
| Standard Forceps | Fine Science Tools | 11000-12 | |
| Fine Forceps | Fine Science Tools | 11255-20 | |
| Vannas spring scissors | Fine Science Tools | 15000-00 | |
| Scalpel handle | Fine Science Tools | 10003-12 | |
| Scalpel blades | Fine Science Tools | 10015-00 | |
| Sutures | Robbins Instruments | 20.SK640 | |
| Dissection and antibody staining | |||
| paraformaldehyde | Sigma | P6148 | |
| Phosphate Buffered Saline | Sigma | P4417 | |
| Triton X-100 | Sigma | T9284 | |
| Donkey Serum | Jackson Immunoresearch | 017-000-121 | |
| Antibodies | |||
| Antibodies | millipore | AB144P | |
| Anti-gfp | Abcam | ab13970 | |
| Donkey anti-chicken Dylight 488 | Jackson immunoresearch | 703-545-155 | |
| Donkey anti-chicken Alexa Fluor 647 | Jackson immunoresearch | 705-605-147 | |
| DAPI | Invitrogen | D1306 | |
| Tissue mounting | |||
| Superfrost plus microscope slides | Fisher | 12-550-100 | |
| Cover glass 22 x 22, 0 thickness | Electron Microscopy Sciences | 72198-10 | |
| Silicone elastomer | Rogers Corp | HT-6220 | |
| Clear nail polish | Electron Microscopy Sciences | 72180 | |
| Prolong Gold antifade reagent | Invitrogen | P36930 |
References
- Wickersham, I. R. Monosynaptic restriction of transsynaptic tracing from single, genetically targeted neurons. Neuron. 53, 639-647 (2007).
- Marshel, J. H., Mori, T., Nielsen, K. J., Callaway, E. M. Targeting single neuronal networks for gene expression and cell labeling in vivo. Neuron. 67, 562-574 (2010).
- Wall, N. R., Wickersham, I. R., Cetin, A., De La Parra, M., Callaway, E. M. Monosynaptic circuit tracing in vivo through Cre-dependent targeting and complementation of modified rabies virus. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 21848-21853 (2010).
- Wickersham, I. R. Monosynaptic restriction of transsynaptic tracing from single, genetically targeted neurons. Neuron. 53, 639-647 (2007).
- Yonehara, K. Spatially asymmetric reorganization of inhibition establishes a motion-sensitive circuit. Nature. 469, 407-410 (2011).
- Stepien, A. E., Tripodi, M., Arber, S. Monosynaptic rabies virus reveals premotor network organization and synaptic specificity of cholinergic partition cells. Neuron. 68, 456-472 (2010).
- Beier, K. T., Samson, M. E. S., Matsuda, T., Cepko, C. L. Conditional expression of the TVA receptor allows clonal analysis of descendents from Cre-expressing progenitor cells. Dev. Biol. 353, 309-320 (2011).
- Seidler, B. A Cre-loxP-based mouse model for conditional somatic gene expression and knockdown in vivo by using avian retroviral vectors. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 10137-10142 (2008).
- Beier, K. T. Anterograde or retrograde transsynaptic labeling of CNS neurons with vesicular stomatitis virus vectors. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108, 15414-15419 (2011).
- Whelan, S. P., Ball, L. A., Barr, J. N., Wertz, G. T. Efficient recovery of infectious vesicular stomatitis virus entirely from cDNA clones. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 92, 8388-8392 (1995).
- Fuerst, T. R., Niles, E. G., Studier, F. W., Moss, B. Eukaryotic Transient-Expression System Based on Recombinant Vaccinia Virus That Synthesizes Bacteriophage T7 RNA Polymerase. PNAS. 83, 8122-8126 (1986).
- Young, J. A., Bates, P., Varmus, H. E. Isolation of a chicken gene that confers susceptibility to infection by subgroup A avian leukosis and sarcoma viruses. J. Virol. 67, 1811-1816 (1993).
- Madisen, L. A robust and high-throughput Cre reporting and characterization system for the whole mouse brain. Nat Neurosci. 13, 133-140 (2010).
- Franklin, K., Paxinos, G. . The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. , (1997).
- van den Pol, A. N. Viral strategies for studying the brain, including a replication-restricted self-amplifying delta-G vesicular stomatis virus that rapidly expresses transgenes in brain and can generate a multicolor golgi-like expression. J. Comp. Neurol. 516, 456-481 (2009).
