Summary

Fare Akciğer Entübasyonun Basit Bir Yöntem

Published: March 21, 2013
doi:

Summary

Bu yazıda akciğer fonksiyonu ölçümleri veya fareler kurtarmak için ve daha sonraki dönemlerde de incelenebilir sağlar pulmoner instilasyon için fare entübasyon bir striaghforward ve etkili bir yöntem açıklanır. Işlem doğrudan soluk borusu yanması pahalı olmayan bir fiber optik ışık kaynağı içerir.

Abstract

Akciğer fonksiyon ölçümleri için fareler Entübe bir basit bir prosedür sınırlı sayıda ya da pahalı hayvan ile uzunlamasına çalışmalarda çeşitli avantajları olurdu. Bu daha çok rutin olarak yapılan olmadığını nedenlerinden biri var bunu başarmak için yollarını tanımlamak birçok yayınlanmış çalışmaları olmasına rağmen, nispeten zor olmasıdır. Bu yazıda bu entübasyon ile ilişkili en önemli engellerden biri, entübasyon tüm süre boyunca trakea görselleştirme olduğunu ortadan kaldıran bir yordam göstermek. Yaklaşım fare trakea içine entübasyon kanül doğrudan bir uygulayıcıya olarak hizmet veren bir 0,5 mm fiberoptik ışık kaynağı kullanır. Biz bunu en az birkaç hafta süre boyunca bireysel farelerde akciğer mekaniği ölçmek için bu yordamı kullanmanız mümkün olduğunu göstermektedir. Tekniği nispeten daha az masraf ve uzmanlığı ile ayarlanabilir, ve rutin nispeten az eğitim ile gerçekleştirilebilir. Bu mak gerekirmümkün herhangi bir laboratuvar rutin böylece böylece gerekli farelerin sayısını en aza indirir ve kendi kontrolü olarak her fare kullanılarak istatistiksel gücünün artırılması, bireysel farelerde uzunlamasına çalışmalar sağlayan bu entübasyon yürütmek için e.

Introduction

1999 yılında, Brown ve ark. Fare akciğer 1 intübasyon için bir yöntem tarif eden bir kağıt yayınlanmıştır. Böyle bir teknik uzunlamasına çalışmalarda 2 bireysel farelerde tekrar solunum fonksiyon veya bronkoalveoler lavaj yaparken önemli bir yararı da vardır. O orijinal kağıt beri, fare entübasyon 3-9 farklı yaklaşımlar tarif ettiğim birkaç diğer kağıtlar olmuştur. Bu yöntemlerin hepsi başarıyla kullanılabileceği gibi, genellikle önemli eğitim veya maliyet gerektirir. Böyle entübasyon ile ana konulardan biri entübasyon kanülü yaklaşımlar olarak trakea bekleyen ekleme yaklaşıyor olduğunu, kanülün kendisi ışık ve dolayısıyla gitmek gerekir nerede görselleştirme engeller. Böylece, ekleme en önemli zamanda kör hale gelir. Bu yazıda basit ve masrafsız böylece nispeten az eğitim veya başarılı entübasyon sağlamak, bu görselleştirme sorunu ortadan kaldırmak için nasıl gösterirdeneyim.

Protocol

1. Prosedür için hazırlanıyor Bir ilk edinilir ve aşağıdaki öğeleri hazırlamak gerekir: Kanül. 20-35 g farelerin entübasyon için, biz uzun bir 1 ya da 1.5 inç, 20 gauge IV kateter (BD Insylte, Sparks, MD veya Jelco Optiva, Carlsbad, CA) kullanın. Yeni bir steril sonda her bir fare için kullanılabilir, fakat kateterler, bir gecede% 70 etanol içinde ıslatarak sterilizasyon sonrasında yeniden kullanılabilir. Fare yutak veya trakea ne steril eldiv…

Representative Results

Yöntemin bir değerlendirme olarak, 27.7, ortalama ağırlığı (ortalama ± SEM) ± 0.40 g ile 20 dört haftalık erkek BALB / c fareleri kullanılmıştır. 11. Daha önce tarif edildiği gibi akciğer direncini bir sistem kullanılarak ölçüldü olduğunda da birbirini takip eden beş hafta üzerinde çalışıldı. Her fare IP enjeksiyon yoluyla ketamin (100 mg / g BW) ve salin ksilazin (15 mikrogram / g BW) ile anestezi yapıldı. Yukarıda bahsedildiği gibi sonra entübe edildi. Kanül trakea ve de…

Discussion

Burada anlatılan prosedür birçok avantajı vardır. İlk cihaz basit ve nispeten ucuz .. Aparat imalatı hiçbir özel alet ya da pahalı ekipman gerektirmez. Bir kateter kullanımı da ışık kaynağının tek bir uygulayıcıya trakeal açıklığa yaklaştıkça trakea açıklığı görme kaybeder asla anlamına gelir olduğunu tanıtır. Bir 0.5 mm uygulayıcıya kullanımı da daha büyük bir kanül bir ilk ekleme ile meydana gelebilecek travmayı en aza indirmek için sunulmaktadır. Biz benzer bir optik pro…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

NIH HL-10342 tarafından desteklenir.

Materials

Material Company Catalog # Comment
Intubation cannula BD Insylte, Sparks, MD or Jelco Optiva, Carlsbad, CA   1-in.-long, 20-gauge intravenous (IV) catheter
Fiber-optic cable Edmund Optics, Barrington, NJ #NT02-542 Approximately 2-ft length of 0.5-mm optical fiber (Communication grade plastic fiber). The edge of the fiber end that is inserted into the trachea should be gently rounded by holding the fiber ≈2 cm from the end and then making small circles while dragging the tip for a few seconds on 1,000-grit emory paper.
Light Source Volpi NCL-150 Although we use a 150-W halogen light source, any equivalent light source, even with much lower wattage can be used.
Silicone rubber stopper     A #1 silicone rubber stopper fits the light source used in this demonstration. Different light sources may require a different size.
Small silicone rubber tube Cole-Palmer EW-96410-13 A ≈1.5 cm piece of silicone rubber tubing (0.8 inner diameter, 4 mm outer diameter)
Angled support stand     Ours is constucted from plexiglass, but any material to which a thread or wire can be affixed to hold the mouse at an almost vertical angle can be used.

References

  1. Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. J. Appl. Physiol. 87, 2362-2365 (1999).
  2. Walters, D. M., Wills-Karp, M., Mitzner, W. Assessment of cellular profile and lung function with repeated bronchoalveolar lavage in individual mice. Physiol. Genomics. 2, 29-36 (2000).
  3. Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 44, 52-55 (2005).
  4. Hamacher, J., et al. Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination. Laboratory Animals. 42, 222-230 (2008).
  5. Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory Animals. 41, 128-135 (2007).
  6. Zhao, X., et al. A technique for retrograde intubation in mice. Lab Animal. 35, 39-42 (2006).
  7. Vergari, A., et al. A new method of orotracheal intubation in mice. European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8, 103-106 (2004).
  8. Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. Video-assisted orotracheal intubation in mice. Laboratory Animals. 37, 204-206 (2003).
  9. Hastings, R. H., Summers-Torres, D. Direct Laryngoscopy in Mice. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 38, 33-35 (1999).
  10. MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. An improved simple method of mouse lung intubation. J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).
  11. Ewart, S. L., Levitt, R. C., Mitzner, W. Respiratory system mechanics in mice measured by end-inflation occlusion. Journal of Applied Physiology. 79, 560-566 (1995).
  12. MacDonald, K. D., McKenzie, K. R., Mitzner, W., Zeitlin, P. L. Lung Mechanics in Heterozygous CF Mice after Repeated LPS Dosing. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 175 (4), A930 (2007).
check_url/50318?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Das, S., MacDonald, K., Chang, H. S., Mitzner, W. A Simple Method of Mouse Lung Intubation. J. Vis. Exp. (73), e50318, doi:10.3791/50318 (2013).

View Video