JoVE Journal > Genetics
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Genetics

לחקור את השורש Microbiome: שליפת נתונים הקהילה חיידקי מן האדמה, Rhizosphere, Endosphere שורש

Published: May 02, 2018
doi:
10.3791/57561
, , ,
1Department of Plant and Microbial Biology,University of California, Berkeley, 2Plant Gene Expression Center,USDA ARS

Summary

כאן, אנו מתארים את פרוטוקול להשיג אמפליקון רצף נתונים של קרקע, rhizosphere, microbiomes endosphere השורש. מידע זה יכול לשמש כדי לחקור את הרכב ואת הרב-גוניות של צמח-הקשורים קהילות מיקרוביאלי, מתאים לשימוש עם מגוון רחב של מיני צמחים.

Abstract

האינטראקציה אינטימי בין המארח צמחים ומיקרואורגניזמים המשויך הוא קריטי לקביעת כושר צמח, שיכול לטפח עמידות משופרת בפני והאביוטיים לחצים ומחלות. ככל microbiome הצמח יכול להיות מאוד מורכבות, בעלות נמוכה, תפוקה גבוהה שיטות כמו מבוססי אמפליקון רצף של הגן rRNA מטוסי אף-16 לעיתים קרובות המועדפת על אפיון הרכב מיקרוביאלי והמגוון שלה. עם זאת, הבחירה של המתודולוגיה המתאימה כאשר עורכים ניסויים אלה חיוני להפחתת הטיות שיכולים לעשות ניתוח והשוואות בין מחקרים ודוגמאות קשה. פרוטוקול זה מתאר בפירוט מתודולוגיה מתוקננת מספקת כדי להפוך את אוסף מן האדמה, rhizosphere, ודוגמאות שורש החילוץ של ה-DNA. בנוסף, אנחנו לסמן קו 16 ומבוססת rRNA אמפליקון רצף צינור המאפשר עבור חקר ההרכב של קהילות חיידקי בדגימות אלה, ולא ניתן להתאים בקלות עבור גנים סמן אחרים. צינור זה אומתה למגוון רחב של מיני צמחים, כולל סורגום, תירס, חיטה, תות שדה, אגבה, והוא יכול לעזור להתגבר על בעיות הקשורות לזיהום של צמח organelles.

Introduction

צמח-הקשורים microbiomes מורכב דינאמי ומורכב קהילות מיקרוביאלית של חיידקים ארכאונים, וירוסים, פטריות, מיקרואורגניזמים אחרים האיקריוטים. בנוסף תפקידם למד היטב בגרימת מחלות צמחים, חיידקים הקשורים צמח יכול גם להשפיע לטובה על בריאות הצמח על ידי שיפור עמידות בפני לחצים ביוטיים, והאביוטיים קידום זמינות חומרי הזנה, שיפור צימוח דרך הייצור של phytohormones. מסיבה זו, קיים עניין מיוחד באפיון taxa מקשר עם הצמח שורש endospheres, rhizospheres את האדמה שמסביב. בעוד כמה חיידקים יכולים להיות בתרבית בבידוד במדיה שנוצר מעבדה, רבים לא ניתן, בין השאר כי הם עשויים מסתמכים על יחסי סימביוזה עם חיידקים אחרים, גדלים באיטיות, או דורשים תנאים שלא ניתן לשכפל בסביבת מעבדה. בגלל זה עוקף את הצורך בטיפוח והוא יחסית זול, תפוקה גבוהה, המבוססת על רצף פילוגנטי פרופיל של דגימות מיקרוביאלי סביבתיים הקשורים מארח הפכה שיטה מועדפות assaying קהילת חיידקים ההרכב.

הבחירה של טכנולוגיות רצף המתאימים שסופקו על-ידי שונים הדור הבא רצף פלטפורמות (הגדרות)1 היא תלויה צורכי המשתמשים, עם גורמים חשובים כולל: כיסוי הרצוי, אורך אמפליקון, צפוי הקהילה גיוון, כמו גם קביעת רצף שיעור שגיאה באורך לקריאה, את העלות-לכל-ההפעלה/megabase. משתנה נוסף צריך להיחשב בניסויים מבוססי אמפליקון רצף הוא ג’ין מה הגברה מה תחל לשמש. בעת תכנון או בחירת צבעי בסיס, חוקרים נאלצים לעיתים קרובות לבצע עיסקאות חליפין בין האוניברסליות של הגברה הרזולוציה בטקסונומיה השגה מ amplicons שנוצר. מסיבה זו, אלו סוגים של מחקרים בחרה לעיתים קרובות תחל וסמנים המיועדות באופן סלקטיבי הנדונים של microbiome. הערכת ההרכב של קהילות חיידקי מושגת בדרך כלל על ידי רצף אחד או יותר של האזורים hypervariable של2,3גנים rRNA 16 חיידקי. במחקר זה, אנו מתארים של אמפליקון המבוסס רצף פרוטוקול שפותחו עבור פלטפורמה המיתרים באותו אזור bp V3-V4 מטרות ה-500 של הגן rRNA חיידקי מטוסי אף-16, המאפשר הגברה רחבה של חיידקי taxa גם בעת מתן השתנות מספיקות כדי מבחין בין taxa שונים. בנוסף, פרוטוקול זה בקלות ניתן להתאים לשימוש עם ערכות פריימר אחרות, כגון אלה פילוח הסמן ITS2 של פטריות או יחידת משנה של rRNA 18S של פרוקריוטים.

ואילו השני מתקרב כגון רובה metagenomics, metatranscriptomics ורצף מתא בודד, מציעים יתרונות נוספים לרבות הגנום מיקרוביאלי נפתרה ומדידה ישירה יותר של פונקציית הקהילה, טכניקות אלה הן בדרך כלל יותר יקר ולא שהמפתחות אינטנסיבית יותר פרופיל פילוגנטי המתוארים כאן4. בנוסף, ביצוע רובה metagenomics ו- metatranscriptomics על בסיס דגימות התשואות ואחוז גדול של קריאות השייכים הגנום הצמח הפונדקאי, שיטות להתגבר על מגבלה זו מתבצעת עדיין מפותח5,6.

כמו עם כל פלטפורמה ניסיוני, מבוסס אמפליקון פרופיל יכול להציג את מספר הטיות אפשריות אשר יש לקחת בחשבון במהלך עיצוב ניסיוני וניתוח נתונים. אלה כוללים שיטות איסוף הדגימה DNA החילוץ, מבחר של PCR תחל, איך מתבצעת ההכנה הספרייה. שיטות שונות יכולים להשפיע באופן משמעותי את כמות הנתונים שמיש שנוצר, גם יכול לעכב את המאמצים כדי להשוות בין תוצאות בין מחקרים. לדוגמה, שיטת הסרת חיידקים rhizosphere7 והשימוש בטכניקות שונות מיצוי או ברירה של דנ א מיצוי ערכות8,9 הוכחו להשפיע באופן משמעותי ניתוח במורד הזרם, מה שמוביל מסקנות שונות לגבי אשר חיידקים הם המתנה ו- abundances היחסי שלהם. מאז מבוססי אמפליקון פרופיל יכול להיות מותאם אישית, ביצוע השוואות בין לימודי יכול להיות מאתגר. הפרויקט Microbiome הארץ הציע כי החוקרים ללמוד מערכות מורכבות כגון microbiome צמח-הקשורים ירוויחו הפיתוח של פרוטוקולים סטנדרטיים, כאמצעי מזעור ההשתנות נגרם על-ידי היישום של שיטות שונות בין מחקרים10,11. כאן, נדון רבים מן הנושאים הנ ל, להציע הצעות לגבי שיטות עבודה מומלצות היכן המתאים.

הפרוטוקול מדגים את התהליך של איסוף קרקע, rhizosphere, ודוגמאות השורש של דורה bicolor ודנ א חילוץ באמצעות ומבוססת DNA בידוד ערכת11. בנוסף, פרוטוקול שלנו כולל אמפליקון מפורט רצף זרימת עבודה, באמצעות פלטפורמה הגדרות שימוש נפוץ, כדי לקבוע את המבנה של קהילות חיידקי12,13,14. פרוטוקול זה אומתה לשימוש במגוון רחב של צמחים מארחים במחקר שפורסם לאחרונה של שורשים, rhizosphere, הקשורים-קרקעות של 18 מינים monocot, כולל דורה bicolor, זיה מייז, ו חיטת הלחם15. שיטה זו גם אומתה לשימוש עם גנים אחרים סמן, כפי שמתואר על-ידי היישום המוצלח שלה ללמוד את הגן סמן ITS2 פטרייתי במחקרים של אגבה microbiome16,17 , תות microbiome 18.

Protocol

1. איסוף והפרדה של שורש Endosphere, Rhizosphere, דגימות אדמה לפני הכניסה למגרש, תא לחץ מים הנדסה גנטית (לפחות 90 מ”ל של מים עבור דגימה) לחטא. להכין אפיפיט הסרת מאגר (לפחות 25 מ לכל דגימה) על-ידי הוספת 6.75 גרם2פו ח’4, 8.75 g K-2-HPO-4ו- 1 מ”ל של טריטון X-100, 1 ליטר של מים סטריליים. לעקר את המאגר ?…

Representative Results

ביצוע הפרוטוקול המומלץ יביא dataset הקריאות לזווג-קצה באינדקס שניתן מתאימים לחזור כל דגימה או שהוקצו או בקטריאלית ביחידות תפעוליות בטקסונומיה (OTU) או רצף המדויק משתנה (אשד מזרקות, המכונה גם אמפליקון רצף variant (ASV) ויחידת תפעולי בטקסונומיה (sOTU)), בהתאם לניתוח במורד הזרם. על מנת לק…

Discussion

פרוטוקול זה מדגים של צינור הוקמה עבור חקר הבסיס endosphere, rhizosphere ו אדמת הקהילה מיקרוביאלי יצירות, שהדגימה שדה דוגמת עיבוד ורצף במורד הזרם. Microbiomes שורש-הקשורים לומד מציג באתגרים הייחודיים לה, בשל באופן חלקי הקשיים הכרוכים בחילוף מן הקרקע. קרקעות הן מאוד משתנה מבחינת הפיסיקליות והכימיות, בתנאי ?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

עבודה זו מומן על ידי משרד החקלאות-ארס (כריס 2030-21430-008-00D). TS נתמך על-ידי התוכנית אחוות ה-NSF מחקר לתואר שני.

Materials

0.1-10/20 µL filtered micropipette tips USA Scientific 1120-3810 Can substitute with equivalent from other suppliers.
1.5 mL microcentrifuge tubes USA Scientific 1615-5510 Can substitute with equivalent from other suppliers.
10 µL multi-channel pipette Eppendorf 3122000027 Can substitute with equivalent from other suppliers.
10 µL, 100 µL, and 1000 µL micropipettes Eppendorf 3120000909 Can substitute with equivalent from other suppliers.
100 µL multi-channel pipette Eppendorf 3122000043 Can substitute with equivalent from other suppliers.
1000 µL filtered micropipette tips USA Scientific 1122-1830 Can substitute with equivalent from other suppliers.
2 mL microcentrifuge tubes USA Scientific 1620-2700 Can substitute with equivalent from other suppliers.
2 mm soil sieve Forestry Suppliers 60141009 Can substitute with equivalent from other suppliers.
200 µL filtered micropipette tips USA Scientific 1120-8810 Can substitute with equivalent from other suppliers.
25 mL reservoirs VWR International LLC 89094-664 Can substitute with equivalent from other suppliers.
50 mL conical vials Thermo Fisher Scientific 352098 Can substitute with equivalent from other suppliers.
500 mL vacuum filters (0.2 µm pore size) VWR International LLC 156-4020
96-well microplates USA Scientific 655900
96-well PCR plates BioRad HSP9631
Agencourt AMPure XP beads Thermo Fisher Scientific NC9933872 Instructions for use:
https://www.beckmancoulter.com/wsrportal/ajax/downloadDocument/B37419AA.pdf?autonomyId=TP_DOC_150180&documentName=B37419AA.pdf
Aluminum foil Boardwalk 7124 Can substitute with equivalent from other suppliers.
Analytical scale with 0.001 g resolution Ohaus Pioneer PA323 Can substitute with equivalent from other suppliers.
Bioruptor Plus ultrasonicator Diagenode B01020001
Bovine Serum Albumin (BSA) 20 mg/mL New England Biolabs B9000S
Centrifuge Eppendorf 5811000908 Including 50mL and 96-well plate bucket adapters
Cryogenic gloves Millipore Sigma Z183490 Can substitute with equivalent from other suppliers.
DNeasy PowerClean kit (optional) Qiagen Inc. 12877-50 Previously MoBio
DNeasy PowerSoil kit Qiagen Inc. 12888-100 Previously MoBio
Dry ice Any NA
DynaMag-2 magnet Thermo Fisher Scientific 12321D Do not substitute
Ethanol VWR International LLC 89125-188 Can substitute with equivalent from other suppliers.
Gallon size freezer bags Ziploc NA Can substitute with equivalent from other suppliers.
Gemini EM Microplate Reader Molecular Devices EM Can use another fluorometer that reads 96-well plates from the top.
K2HPO4 Sigma-Aldrich P3786
KH2PO4 Sigma-Aldrich P5655
Lab coat Workrite J1367 Can substitute with equivalent from other suppliers.
Liquid N2 Any NA Can substitute with equivalent from other suppliers.
Liquid N2 dewar Thermo Fisher Scientific 4150-9000 Can substitute with equivalent from other suppliers.
Milli-Q ultrapure water purification system Millipore Sigma SYNS0R0WW
Mini-centrifuge Eppendorf 5404000014
Molecular grade water Thermo Fisher Scientific 4387937 Can substitute with equivalent from other suppliers.
Mortars VWR International LLC 89038-150 Can substitute with equivalent from other suppliers.
Nitrile gloves Thermo Fisher Scientific 19167032B Can substitute with equivalent from other suppliers.
Paper towels VWR International LLC BWK6212 Can substitute with equivalent from other suppliers.
PCR plate sealing film Thermo Fisher Scientific NC9684493
PCR strip tubes USA Scientific 1402-2700
Pestles VWR International LLC 89038-166 Can substitute with equivalent from other suppliers.
Plastic spatulas LevGo, Inc. 17211
Platinum Hot Start PCR Master Mix (2x) Thermo Fisher Scientific 13000014
PNAs – chloroplast and mitochondrial PNA Bio NA Make sure to verify sequence bioinformatically
Protective eyewear Millipore Sigma Z759015 Can substitute with equivalent from other suppliers.
Qubit 3.0 Fluorometer Thermo Fisher Scientific Q33216
Qubit dsDNA HS assay kit Thermo Fisher Scientific Q32854
Rubber mallet (optional) Ace Hardware 2258622 Can substitute with equivalent from other suppliers.
Shears or scissors VWR International LLC 89259-936 Can substitute with equivalent from other suppliers.
Shovel Home Depot 2597400 Can substitute with equivalent from other suppliers.
Soil core collector (small diameter: <1 inch) Ben Meadows 221700 Can substitute with equivalent from other suppliers.
Spray bottles Santa Cruz Biotechnology sc-395278 Can substitute with equivalent from other suppliers.
Standard desalted barcoded primers (10 µM) (Table 1) IDT NA 4 nmole Ultramer DNA Oligo with standard desalting. NGS adapter and sequencing primer (Table 1) are designed for use with Illumina MiSeq using v3 chemistry.
Thermocycler Thermo Fisher Scientific E950040015 Can substitute with equivalent from other suppliers.
Triton X-100 Sigma-Aldrich X100 Can substitute with equivalent from other suppliers.
Weigh boats Spectrum Chemicals B6001W Can substitute with equivalent from other suppliers.
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Goodwin, S., McPherson, J. D., McCombie, W. R. Coming of age: ten years of next-generation sequencing technologies. Nat Rev Genet. 17 (6), 333-351 (2016).
  2. Soergel, D. A. W., Dey, N., Knight, R., Brenner, S. E. Selection of primers for optimal taxonomic classification of environmental 16S rRNA gene sequences. ISME J. 6 (7), 1440-1444 (2012).
  3. Takahashi, S., Tomita, J., Nishioka, K., Hisada, T., Nishijima, M. Development of a Prokaryotic Universal Primer for Simultaneous Analysis of Bacteria and Archaea Using Next-Generation Sequencing. PLoS One. 9 (8), e105592 (2014).
  4. Poretsky, R., Rodriguez-R, L. M., Luo, C., Tsementzi, D., Konstantinidis, K. T. Strengths and Limitations of 16S rRNA Gene Amplicon Sequencing in Revealing Temporal Microbial Community Dynamics. PLoS One. 9 (4), e93827 (2014).
  5. Sharpton, T. J. An introduction to the analysis of shotgun metagenomic data. Front Plant Sci. 5, 209 (2014).
  6. Jiao, J. -. Y., Wang, H. -. X., Zeng, Y., Shen, Y. -. M. Enrichment for microbes living in association with plant tissues. J Appl Microbiol. 100 (4), 830-837 (2006).
  7. Richter-Heitmann, T., Eickhorst, T., Knauth, S., Friedrich, M. W., Schmidt, H. Evaluation of Strategies to Separate Root-Associated Microbial Communities: A Crucial Choice in Rhizobiome Research. Front Microbiol. 7, 773 (2016).
  8. Mahmoudi, N., Slater, G. F., Fulthorpe, R. R., Mahmoudi, N., Slater, G. F., Fulthorpe, R. R. Comparison of commercial DNA extraction kits for isolation and purification of bacterial and eukaryotic DNA from PAH-contaminated soils. Can J Microbiol. 5709, 623-628 (2011).
  9. Vishnivetskaya, T. A., et al. Commercial DNA extraction kits impact observed microbial community composition in permafrost samples. FEMS Microbiol Ecol. 87 (1), 217-230 (2014).
  10. Busby, P. E., et al. Research priorities for harnessing plant microbiomes in sustainable agriculture. PLoS Biol. 15 (3), e2001793 (2017).
  11. Thompson, L. R., et al. A communal catalogue reveals Earth’s multiscale microbial diversity. Nature. , (2017).
  12. Caporaso, J. G., et al. Ultra-high-throughput microbial community analysis on the Illumina HiSeq and MiSeq platforms. ISME J. 6 (8), 1621-1624 (2012).
  13. Kozich, J. J., Westcott, S. L., Baxter, N. T., Highlander, S. K., Schloss, P. D. Development of a Dual-Index Sequencing Strategy and Curation Pipeline for Analyzing Amplicon Sequence Data on the MiSeq Illumina Sequencing Platform. Appl Environ Microb. 79 (17), 5112-5120 (2013).
  14. Degnan, P. H., Ochman, H. Illumina-based analysis of microbial community diversity. ISME J. 6 (1), 183-194 (2012).
  15. Naylor, D., DeGraaf, S., Purdom, E., Coleman-Derr, D. Drought and host selection influence bacterial community dynamics in the grass root microbiome. ISME J. , (2017).
  16. Desgarennes, D., Garrido, E., Torres-Gomez, M. J., Peña-Cabriales, J. J., Partida-Martinez, L. P. Diazotrophic potential among bacterial communities associated with wild and cultivated Agave species. FEMS Microbiol Ecol. 90 (3), 844-857 (2014).
  17. Coleman-Derr, D., et al. Plant compartment and biogeography affect microbiome composition in cultivated and native Agave species. New Phytol. 209 (2), 798-811 (2016).
  18. De Tender, C., et al. Dynamics in the Strawberry Rhizosphere Microbiome in Response to Biochar and Botrytis cinerea Leaf Infection. Front Microbiol. 7, 2062 (2016).
  19. Kapp, J. R., et al. Variation in pre-PCR processing of FFPE samples leads to discrepancies in BRAF and EGFR mutation detection: a diagnostic RING trial. J Clin Pathol. 68 (2), 111-118 (2015).
  20. Simbolo, M., et al. DNA qualification workflow for next generation sequencing of histopathological samples. PLoS One. 8 (6), e62692 (2013).
  21. O’Neill, M., McPartlin, J., Arthure, K., Riedel, S., McMillan, N. Comparison of the TLDA with the Nanodrop and the reference Qubit system. J Phys Conf Ser. 307 (1), 012047 (2011).
  22. Callahan, B. J., McMurdie, P. J., Rosen, M. J., Han, A. W., Johnson, A. J. A., Holmes, S. P. DADA2: High-resolution sample inference from Illumina amplicon data. Nat Methods. 13 (7), 581-583 (2016).
  23. Amir, A., et al. Deblur Rapidly Resolves Single-Nucleotide Community Sequence Patterns. mSystems. 2 (2), e00191-e00116 (2017).
  24. Edgar, R. C. UNOISE2: improved error-correction for Illumina 16S and ITS amplicon sequencing. bioRxiv. , 081257 (2016).
  25. Nguyen, N. -. P., Warnow, T., Pop, M., White, B. A perspective on 16S rRNA operational taxonomic unit clustering using sequence similarity. NPJ Biofilms Microbiomes. 2, 16004 (2016).
  26. Callahan, B. J., McMurdie, P. J., Holmes, S. P. Exact sequence variants should replace operational taxonomic units in marker-gene data analysis. ISME J. , (2017).
  27. Lundberg, D. S., Yourstone, S., Mieczkowski, P., Jones, C. D., Dangl, J. L. Practical innovations for high-throughput amplicon sequencing. Nat Methods. 10 (10), 999-1002 (2013).
  28. O’Brien, S. L., et al. Spatial scale drives patterns in soil bacterial diversity. Environ Microbiol. 18 (6), 2039-2051 (2016).
  29. Fierer, N., Lennon, J. T. The generation and maintenance of diversity in microbial communities. Am J Bot. 98 (3), 439-448 (2011).
  30. Fierer, N. Embracing the unknown: disentangling the complexities of the soil microbiome. Nat Rev Microbiol. 15 (10), 579-590 (2017).
  31. Buckley, D. H., Schmidt, T. M. Diversity and dynamics of microbial communities in soils from agro-ecosystems. Environ Microbiol. 5 (6), 441-452 (2003).
  32. Salter, S. J., et al. Reagent and laboratory contamination can critically impact sequence-based microbiome analyses. BMC Biol. 12, 87 (2014).
  33. Weiss, S., Amir, A., Hyde, E. R., Metcalf, J. L., Song, S. J., Knight, R. Tracking down the sources of experimental contamination in microbiome studies. Genome Biol. 15 (12), 564 (2014).
  34. Sutlović, D., Definis Gojanović, M., Andelinović, S., Gugić, D., Primorac, D. Taq polymerase reverses inhibition of quantitative real time polymerase chain reaction by humic acid. Croat Med J. 46 (4), 556-562 (2005).
  35. Sutlovic, D., Gamulin, S., Definis-Gojanovic, M., Gugic, D., Andjelinovic, S. Interaction of humic acids with human DNA: proposed mechanisms and kinetics. Electrophoresis. 29 (7), 1467-1472 (2008).
  36. Aleklett, K., Leff, J. W., Fierer, N., Hart, M. Wild plant species growing closely connected in a subalpine meadow host distinct root-associated bacterial communities. PeerJ. 3, e804 (2015).
  37. Bogas, A. C., et al. Endophytic bacterial diversity in the phyllosphere of Amazon Paullinia cupana associated with asymptomatic and symptomatic anthracnose. Springerplus. 4, 258 (2015).
  38. Hiscox, J., Savoury, M., Müller, C. T., Lindahl, B. D., Rogers, H. J., Boddy, L. Priority effects during fungal community establishment in beech wood. ISME J. 9 (10), 2246-2260 (2015).
  39. Zhang, T., Yao, Y. -. F. Endophytic Fungal Communities Associated with Vascular Plants in the High Arctic Zone Are Highly Diverse and Host-Plant Specific. PLoS One. 10 (6), e0130051 (2015).
  40. Ghyselinck, J., Pfeiffer, S., Heylen, K., Sessitsch, A., De Vos, P. The effect of primer choice and short read sequences on the outcome of 16S rRNA gene based diversity studies. PLoS One. 8 (8), e71360 (2013).
  41. Wintzingerode, F., Landt, O., Ehrlich, A., Göbel, U. B. Peptide nucleic acid-mediated PCR clamping as a useful supplement in the determination of microbial diversity. Appl Environ Microb. 66 (2), 549-557 (2000).
  42. Cruaud, P., Vigneron, A., Lucchetti-Miganeh, C., Ciron, P. E., Godfroy, A., Cambon-Bonavita, M. -. A. Influence of DNA extraction method, 16S rRNA targeted hypervariable regions, and sample origin on microbial diversity detected by 454 pyrosequencing in marine chemosynthetic ecosystems. Appl Environ Microb. 80 (15), 4626-4639 (2014).
  43. Yang, B., Wang, Y., Qian, P. -. Y. Sensitivity and correlation of hypervariable regions in 16S rRNA genes in phylogenetic analysis. BMC Bioinformatics. 17, 135 (2016).

Tags

Root MicrobiomeSoilRhizosphereRoot Endosphere16S Ribosomal RNA GeneCommunity ProfilingMicrobial EcologyDNA ExtractionSequencing LibrarySoil CoreRhizosphere SeparationRoot WashingDNA Extraction
check_url/57561?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Simmons, T., Caddell, D. F., Deng, S., Coleman-Derr, D. Exploring the Root Microbiome: Extracting Bacterial Community Data from the Soil, Rhizosphere, and Root Endosphere. J. Vis. Exp. (135), e57561, doi:10.3791/57561 (2018).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image