Summary

Gericht op het corticospinale kanaal bij neonatale ratten met een dubbel-virale vector met behulp van gecombineerde hersen- en wervelkolomchirurgie

Published: June 30, 2021
doi:

Summary

Dit protocol demonstreert een nieuwe methode voor het toepassen van gentherapieën op subpopulaties van cellen bij neonatale ratten in de postnatale leeftijd van 5-10 dagen door een anterograde chemogenetische modifier in de somatomotorische cortex en een retrograde transporteerbaar Cre-recombinase in het cervicale ruggenmerg te injecteren.

Abstract

Het succesvol aanpakken van de obstakels die onderzoek op neonatale ratten beperken, is belangrijk voor het bestuderen van de verschillen in uitkomsten die worden gezien bij pediatrische ruggenmergletsels (GCI’s) in vergelijking met volwassen GCB’s. Bovendien kan het betrouwbaar introduceren van therapieën in de doelcellen van het centrale zenuwstelsel (CZS) een uitdaging zijn en kunnen onnauwkeurigheden de werkzaamheid van de studie of therapie in gevaar brengen. Dit protocol combineert virale vectortechnologie met een nieuwe chirurgische techniek om gentherapieën nauwkeurig te introduceren bij neonatale ratten op postnatale dag 5. Hier wordt een virus dat is ontworpen voor retrograde transport (retroAAV2) van Cre geïntroduceerd op de axonterminals van corticospinale neuronen in het ruggenmerg, waar het vervolgens naar de cellichamen wordt getransporteerd. Een dubbel-floxed inverted orientation (DIO) designerreceptor die uitsluitend wordt geactiveerd door designer drug (DREADD) virus wordt vervolgens geïnjecteerd in de somatomotorische cortex van de hersenen. Deze dubbele infectietechniek bevordert de expressie van de DREADDs alleen in de co-geïnfecteerde corticospinale tractus (CST) neuronen. De gelijktijdige co-injectie van de somatomotorische cortex en cervicale CST-terminals is dus een geldige methode voor het bestuderen van de chemogenetische modulatie van herstel na cervicale DWARSLAESIE-modellen bij neonatale ratten.

Introduction

Hoewel dwarslaesie een relatief zeldzame gebeurtenis is in de pediatrische populatie, is het bijzonder traumatisch en veroorzaakt het een permanente handicap die een enorme logistieke vooruitziende blik vereist. Bovendien wordt een hoger percentage pediatrische GCB’s geclassificeerd als cervicaal en compleet in vergelijking met de volwassen populatie 1,2. Een kenmerk van zoogdiersoorten is dat pasgeborenen aanzienlijk beter herstellen van dwarslaesie dan volwassenen, en dit biedt een kans om de drijvende mechanismen voor herstel bij jongere populaties te beoordelen 3,4,5. Desondanks zijn er minder multimodale studies die onderzoek naar pasgeborenen en babyknaagdieren aanpakken, deels vanwege de extra moeilijkheid om zich nauwkeurig te richten op geselecteerde populaties neuronen in de veel strakkere anatomische oriëntatiepunten van jongere dieren6. Dit artikel richt zich op de directe injectie van zeer efficiënte anterograde en retrograde adeno-geassocieerde vectoren in het ruggenmerg van de rat om belangrijke motorische paden te moduleren met de toepassing van Cre-afhankelijke-DREADDs, waardoor het bereik van multimodale regeneratiestudies wordt uitgebreid.

Virale vectoren zijn belangrijke biologische hulpmiddelen met een breed scala aan toepassingen, waaronder de introductie van genetisch materiaal om doelgenen te vervangen, groei-eiwitten te upreguleren en het anatomische landschap van het CZSte traceren 7,8,9. Veel van de anatomische details van spinale motorische routes zijn bestudeerd met behulp van klassieke tracers, d.w.z. gebiotinyleerd dextran amine. Hoewel traditionele tracers een belangrijke rol hebben gespeeld bij het blootleggen van neuroanatomie, zijn ze niet zonder hun nadelen: ze labelen willekeurig paden, zelfs als ze correct worden geïnjecteerd, en studies hebben aangetoond dat ze worden opgenomen door beschadigde axonen 10,11,12. Bijgevolg kan dit leiden tot onjuiste interpretaties in regeneratiestudies waarbij afgehakte axonen kunnen worden aangezien voor regenererende vezels.

De volgende methode maakt gebruik van het twee-virale vectorsysteem dat onlangs populair is geworden in modulatiestudies, met twee verschillende virale vectoren in twee afzonderlijke gebieden van hetzelfde neuron13,14. De eerste is een vector die lokaal de cellichamen van projectieneuronen infecteert. De andere is een retrograde vector die wordt getransporteerd vanuit de axonterminals van de projectielonen (figuur 1). De retrograde vector draagt Cre-recombinase en de lokale vector bevat de “Cre-On” dubbel-gefloxeerde sequentie waarin een fluorescerend eiwit (mCherry) wordt gecodeerd. Het native transgen dat zowel hM3Dq als mCherry tot expressie brengt, is omgekeerd ten opzichte van de promotor en wordt geflankeerd door twee LoxP-sites (figuur 2). mCherry komt dus alleen tot expressie in de dubbel getransduceerde projectieneuronen waar Cre-recombinase een recombinatiegebeurtenis induceert tussen de LoxP-sites, waarbij de oriëntatie van het transgen in het juiste leesframe wordt omgedraaid en de expressie van zowel het DREADD- als het fluorescerende eiwit mogelijk wordt gemaakt. Zodra het virale transgen in de juiste oriëntatie is, en indien van toepassing, kunnen de DREADDs tijdelijk neuromodulatie induceren via een afzonderlijk geïnjecteerd ligand, d.w.z. clozapine-N-oxide. Het protocol is ontworpen om induceerbaar neuromodulatieonderzoek bij pasgeborenen te verifiëren, waarbij DREADDS worden geïnjecteerd om de CST’s selectief te moduleren. Het twee-virale systeem fungeert als een verzekeringspolis en zorgt ervoor dat elke DREADD-positieve cel traceerbaar is onder fluorescentie met hoge betrouwbaarheid om de injecties te valideren.

Deze methode helpt ook om de kloof in neonataal onderzoek te overbruggen. Pediatrische dwarslaesie presenteert zijn uitdagingen, en onderzoek dat regeneratie, kiemen of plasticiteit analyseert, moet de verschillen tussen pasgeborenen en volwassenen benadrukken 3,15,16,17. Door de chirurgische ingreep te optimaliseren en eerdere anatomische studies met Nissl-kleuring uit te voeren, werden de coördinaten voor zowel de craniale als de spinale injecties gevalideerd. Het doel was om een methode te bieden voor dubbele injecties in een neonatale rat met verhoogde getrouwheid en overlevingskansen.

Voor het huidige model werd de anterograde vector geïnjecteerd in de cellichamen van de somatomotorische cortex met behulp van bregma als referentie 18,19. In termen van de spinale injecties werd de retrograde vector geïnjecteerd in laminae V-VII, waar de CST-axonterminals 20,21 bevinden. Er zijn veel fundamentele vragen die ten grondslag liggen aan hoe bepaalde laesiemodellen jongere dieren anders beïnvloeden en hoe het daaropvolgende herstel afwijkt van een ouder dier. Deze studie toont een robuuste manier om cervicale verwondingen en het herstelvermogen van de voorpootfunctie bij neonatale knaagdieren te bestuderen. Daarentegen hebben de meeste eerdere studies betrekking op herstel voortbeweging na lumbale of thoracale verwondingen 5,22,23,24. Door de dubbel-virale vector te koppelen aan de nieuwe injectietechniek die hier wordt beschreven, helpt dit protocol bepaalde problemen (d.w.z. overlevingskansen) te verminderen die neonatale knaagdieronderzoeken kunnen teisteren. Deze methode is robuust, praktisch en veelzijdig: kleine variaties in de techniek maken het mogelijk om verschillende paden te richten, d.w.z. ventrale CST, dorsale CST en de opgaande dorsale paden.

Voor dit systeem wordt één lokaal werkend virus (bijv. AAV2) geïnjecteerd in het gebied van de neuronale cellichamen van belang. Een tweede retrograde getransporteerd virus dat de expressie van het lokale virus regelt, wordt geïnjecteerd op de axonterminals voor die neuronale populatie. Zo worden per definitie alleen corticospinale neuronen gelabeld. Het retroAAV-Cre-virus werd gekozen met een constitutief actieve CMV-promotor omdat het shuttleplasmide wordt gebruikt om verschillende AAV-serotypen te genereren voor Cre-afhankelijke expressie in verschillende celtypen. Voor corticale injecties werd gekozen voor AAV2 met het transgen aangedreven door de synapsine-1 promotor om elke expressie tot neuronen te beperken. Omdat het 2-virale systeem meer afhankelijk is van de oorsprong en beëindiging van de neuronale populatie van belang, kunnen verschillende promotors worden gebruikt, als ze de expressie van de genen van belang binnen de neuronale populatie van belang kunnen stimuleren. De exciterende neuronale promotor, CamKII, zou bijvoorbeeld kunnen worden vervangen door de synapsine-1. Naast het gebruik van deze AAV-serotypen kunnen retrograde transport naar onvolwassen en in veel mindere mate ook volwassen corticospinale motorneuronen worden bereikt met behulp van het hoge retrograde transporteerbare lentivirus (HiRet)25. HiRet lentivirussen gebruiken een chimere Rabiës / VSV glycoproteïne om opname op de synaps te richten voor retrograde transport. In combinatie met een Tet-On promotor ondersteunt dit 2-virale systeem induceerbare expressie op een retrograde-afhankelijke manier 26,27.

Retrograde virussen brengen vectoren in de synaptische ruimte van een doelneuron, waardoor het door het axon van die cel kan worden opgenomen en naar het cellichaam kan worden getransporteerd. Hoewel lentivirale vectoren eerder enorm succes hebben gehad en langetermijnexpressie bieden in gentherapiestudies, draaide deze methode om een paar eenvoudige redenen naar adeno-geassocieerde virale vectoren26,28: AAV is zuiniger, vergelijkbaar effectief en vormt minder logistieke last, aangezien het een lagere bioveiligheidsniveauaanduiding heeft 29,30,31,32 . Hoewel AAV2, het meest gebruikte serotype, een robuuste transfectie van CST-axonen vertoont, kunnen toekomstige onderzoekers opmerken dat AAV1 enige veelzijdigheid biedt omdat het transynaptisch labelt, waardoor verschillende mogelijke iteraties in toekomstige studies naar voren komen33. De laatste aanpassing is om het retrograde virus te coderen met Cre-recombinase, zodat meerdere anterogradevectoren tegelijkertijd kunnen worden geïntroduceerd, waardoor onnodig intern virusafval wordt verminderd en de kans wordt gemaximaliseerd dat de DREADDs zich in de juiste oriëntatie uitdrukken.

Uiteindelijk demonstreert dit protocol gelijktijdige injectie in de cortex en cervicale wervelkolom, specifiek gericht op respectievelijk de cellichamen en de axonterminals van het corticospinale kanaal. High-fidelity transfectie wordt gezien in de hersenschors en het ruggenmerg. Hoewel het beschreven protocol werd geperfectioneerd voor Sprague Dawley-ratten van 5 dagen oud, is het geschikt voor postnatale dagen 4-10 met kleine aanpassingen aan anesthesie en stereotactische coördinaten.

Protocol

Alle volgende chirurgische en dierverzorgingsprocedures zijn goedgekeurd door de Animal Care and Use Committee van Temple University. Het beschreven protocol is een overlevingsoperatie en de dieren werden uiteindelijk geëuthanaseerd door intraperitoneale injectie van 100 mg / kg natriumpentobarbital aan het einde van hun tijdspunten. 1. Pre-chirurgische voorbereiding Bereid ten minste twee getrokken glazen naalden voor virale injectie met behulp van 3,5 ml glazen capillaire pipetten…

Representative Results

Succesvolle injectie en transport van de virale vector moet resulteren in de transductie van unilaterale neuronen in het ruggenmerg en de motorische cortex. Figuur 4 toont de labeling van laag V CST-neuronen in de motorische cortex van een hersencoronasectie die Cre-afhankelijk-DREADDs-mCherry tot expressie brengt, gelijktijdig geïnjecteerd met een contralaterale wervelkolominjectie van rCre. De secties waren gekleurd met dsRed-antilichaam. <p class="jove_content" fo:keep-together.withi…

Discussion

Induceerbare genetische modulatie van hersenactiviteit met injecteerbare chemogenetische modifiers is een krachtig hulpmiddel bij het bestuderen van de verschillende mechanismen die ten grondslag liggen aan het herstel van dwarslaesie. De nauwkeurigheid van de targeting voor de induceerbare G-eiwit-gekoppelde receptoren (DREADDs) wordt verder verhoogd als men bedenkt dat fluorescentietracering de anatomische precisie in de histologie valideert. Dit artikel bespreekt een betrouwbare methode om te onderzoeken of het al dan…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dit werk werd gefinancierd door een fellowship grant van Shriners Hospitals for Children SHC-84706.

Materials

#11 scalpel blades Roboz RS-9801-11 For use with the scalpel.
#10 Scalpel Blades Roboz RS-9801-10 For use with the scalpel.
1 mL Syringes Becton, Dickinson and Company 309659 For anesthetic SC injection and fluid bolus
4.0 silk suture Ethicon 771-683G For skin closure
4.0 Chromic Catgut Suture DemeTECH NN374-16 To re-bind muscle during closing.
48000 Micropipette Beveler World Precision Instruments 32416 Used to bevel the tips of the pulled glass capillary tubes to form functional glass needles.
5% Iodine Solution Purdue Products L.P. L01020-08 For use in sterilzation of the surgical site.
70% Ethanol N/A N/A For sterilization of newly prepared glass needles, animal models during surgical preparation
Ketamine (Ketaset) Zoetis 240048 For keeping the animal in the correct plane of consciousness during surgery.
Bead Sterilizer CellPoint 5-1450 To heat sterilize surgical instruments.
Digital Scale Okaus REV.005 For weighing the animal during surgical preparation.
Flexible Needle Attachment World Precision Instruments MF34G-5 For cleaning glass needles and loading red oil into glass needles.
Glass Capillary Tubes World Precision Instruments 4878 For pulled glass needles – should be designed for nanoliter injectors.
Hemostats Roboz RS-7231 For general use in surgery.
Medium Point Curved Forceps Roboz RS-5136 For general use in surgery.
Micromanipulator with a Vernier Scale Kanetec N/A For precise targeting during surgery.
Microscissors Roboz RS-5621 For cutting glass whisps off of freshly pulled glass capillary tubes.
Lab Standard Stereotaxic Instrument Stoelting 51600 To hold the neonatal sterotaxic holder in place
Lab Standard with Mouse & Neonates Adaptor 51615 For neonatal skull fixation during cranial surgery and spinal injections
Microscope with Light and Vernier Scale Ocular Leitz Wetzlar N/A Used to visualize and measure beveling of pulled glass capillary tubes into functional glass needles.
MicroSyringe Pump Controller World Precision Instruments 62403 To control the rate of injection.
Nanoliter 2000 Pump Head Injector World Precision Instruments 500150 To load and inject virus in a controlled fashion.
Needle Puller Narishige PC-100 To heat and pull apart glass capillary tubes to form glass needles.
pAAV-CMV-scCre Wu lab  Cre plasmid
pAAV-hSyn-DIO-hM3Dq-mCherry (plasmid #44361) Bryan Roth’s lab through Addgene DREADD plasmid
Parafilm Bemis PM-996 To assist with loading virus into the nanoinjector.
PrecisionGlide Needles (25G x 5/8) Becton, Dickinson and Company 305122 For use with the 1mL and 10 mL syringes to allow injection of the animal model.
Rat Tooth Forceps Roboz RS-5152 For griping spinous processes.
Red Oil N/A N/A To provide a front for visualization of virus entering tissue during injection.
Retractors Roboz RS-6510 To hold open the surgical wound.
Rongeurs Roboz RS-8300 To remove muscle from the spinal column during surgery.
Scalpel Blade Handle Roboz RS-9843 To slice open skin and fat pad of animal model during surgery.
Scissors Roboz RS-5980 For general use in surgery.
Staple Removing Forceps Kent Scientific INS750347 To remove the staples, should they be applied incorrectly.
Sterile Cloth Phenix Research Products BP-989 To provide a sterile surface for the operation.
Sterile Cotton-Tipped Applicators Puritan 806-WC To soak up blood in the surgical wound while maintaining sterility.
Sterile Gauze Covidien 2146 To clean the surgical area and surgical tools while maintaining sterility.
Sterile Saline Baxter Healthcare Corporation 281324 For use in blood clearing, and for replacing fluids post-surgery.
Surgical Gloves N/A N/A For use by the surgeon to maintain sterile field during surgery.
Surgical Heating Pad N/A N/A For maintaining the body temperature of the animal model during surgery.
Surgical Microscope N/A N/A For enhanced visualization of the surgical wound.
Surgical Stapler Kent Scientific INS750546 To apply the staples.
Water Convection Warming Pad Baxter Healthcare Corporation L1K018 For use in the post-operational recovery area to maintain the body temperature of the unconscious animal.
Weighted Hooks N/A N/A To hold open the surgical wound.
Liquid bandage NewSkin 985838 To apply along sutures following surgery and encourage wound healing
Wire Cage Lamp ZooMed LF10EC To help animals recover from anesthesia and retain warm body temperature naturally

References

  1. Parent, S., Mac-Thiong, J., Roy-Beaudry, M., Sosa, J. F., Labelle, H. Spinal cord injury in the pediatric population: A systematic review of the literature. Journal of Neurotrauma. 28 (8), 1515-1524 (2011).
  2. Vitale, M. G., Goss, J. M., Matsumoto, H., Roye, D. P. Epidemiology of pediatric spinal cord injury in the united states: Years 1997 and 2000. Journal of Pediatric Orthopedics. 26 (6), 745-749 (2006).
  3. Bregman, B. S., Goldberger, M. E. Anatomical plasticity and sparing of function after spinal cord damage in neonatal cats. Science. 217 (4559), 553-555 (1982).
  4. Castro, A. J. Ipsilateral corticospinal projections after large lesions of the cerebral hemisphere in neonatal rats. Experimental Neurology. 46 (1), 1-8 (1975).
  5. Commissiong, J. W., Toffano, G. Complete spinal cord transection at different postnatal ages: Recovery of motor coordination correlated with spinal cord catecholamines. Experimental Brain Research. 78 (3), 597-603 (1989).
  6. Yuan, Q., Su, H., Chiu, K., Wu, W., Lin, Z. Contrasting neuropathology and functional recovery after spinal cord injury in developing and adult rats. Neuroscience Bulletin. 29 (4), 509-516 (2013).
  7. Kim, J., et al. Viral transduction of the neonatal brain delivers controllable genetic mosaicism for visualizing and manipulating neuronal circuits in vivo. The European Journal of Neuroscience. 37 (8), 1203-1220 (2013).
  8. Pawliuk, R., et al. Correction of sickle cell disease in transgenic mouse models by gene therapy. Science. 294 (5550), 2368-2371 (2001).
  9. Atasoy, D., Sternson, S. M. Chemogenetic tools for causal cellular and neuronal biology. Physiological Reviews. 98 (1), 391-418 (2018).
  10. Brandt, H. M., Apkarian, A. V. Biotin-dextran: A sensitive anterograde tracer for neuroanatomic studies in rat and monkey. Journal of Neuroscience Methods. 45 (1-2), 35-40 (1992).
  11. Veenman, C. L., Reiner, A., Honig, M. G. Biotinylated dextran amine as an anterograde tracer for single- and double-labeling studies. Journal of Neuroscience Methods. 41 (3), 239-254 (1992).
  12. Reiner, A., et al. Pathway tracing using biotinylated dextran amines. Journal of Neuroscience Methods. 103 (1), 23-37 (2000).
  13. Oguchi, M., et al. Double virus vector infection to the prefrontal network of the macaque brain. PloS One. 10 (7), 0132825 (2015).
  14. Kinoshita, M., et al. Genetic dissection of the circuit for hand dexterity in primates. Nature. 487 (7406), 235-238 (2012).
  15. Bernstein, D. R., Stelzner, D. J. Plasticity of the corticospinal tract following midthoracic spinal injury in the postnatal rat. The Journal of Comparative Neurology. 221 (4), 382-400 (1983).
  16. Brown, K., Wolfe, B., Wrathall, J. Rapid functional recovery after spinal cord injury in young rats. Journal of Neurotrauma. 22, 559-574 (2005).
  17. Tillakaratne, N. J. K., et al. Functional recovery of stepping in rats after a complete neonatal spinal cord transection is not due to regrowth across the lesion site. Neuroscience. 166 (1), 23-33 (2010).
  18. Kartje-Tillotson, G., Neafsey, E. J., Castro, A. J. Electrophysiological analysis of motor cortical plasticity after cortical lesions in newborn rats. Brain Research. 332 (1), 103-111 (1985).
  19. Gennaro, M., et al. Focal stroke in the developing rat motor cortex induces age- and experience-dependent maladaptive plasticity of corticospinal system. Frontiers in Neural Circuits. 11, 47 (2017).
  20. Brichta, A. M., Grant, G., Paxinos, G. Cytoarchitectural organization of the spinal cord. The rat nervous system. 2, 294-309 (1985).
  21. Kjell, J., Olson, L. Rat models of spinal cord injury: From pathology to potential therapies. Disease Models & Mechanisms. 9 (10), 1125-1137 (2016).
  22. Takeoka, A., Arber, S. Functional local proprioceptive feedback circuits initiate and maintain locomotor recovery after spinal cord injury. Cell Reports. 27 (1), 71-85 (2019).
  23. Flynn, J. R., Graham, B. A., Galea, M. P., Callister, R. J. The role of propriospinal interneurons in recovery from spinal cord injury. Neuropharmacology. 60 (5), 809-822 (2011).
  24. Ohne, H., et al. Mechanism of forelimb motor function restoration in rats with cervical spinal cord hemisection-neuroanatomical validation. IBRO Reports. 7, 10-25 (2019).
  25. Wang, X., et al. Deconstruction of corticospinal circuits for goal-directed motor skills. Cell. 171 (2), 440-455 (2017).
  26. Sheikh, I. S., et al. Retrogradely transportable lentivirus tracers for mapping spinal cord locomotor circuits. Frontiers in Neural Circuits. 12, 60 (2018).
  27. Kinoshita, M., et al. Genetic dissection of the circuit for hand dexterity in primates. Nature. 487, 235-238 (2012).
  28. Keefe, K. M., Junker, I. P., Sheikh, I. S., Campion, T. J., Smith, G. M. Direct injection of a lentiviral vector highlights multiple motor pathways in the rat spinal cord. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (145), e59160 (2019).
  29. Hutson, T. H., Verhaagen, J., Yáñez-Muñoz, R. J., Moon, L. D. F. Corticospinal tract transduction: A comparison of seven adeno-associated viral vector serotypes and a non-integrating lentiviral vector. Gene Therapy. 19 (1), 49-60 (2012).
  30. Liu, Y., Keefe, K., Tang, X., Lin, S., Smith, G. M. Use of self-complementary adeno-associated virus serotype 2 as a tracer for labeling axons: Implications for axon regeneration. Plos One. 9 (2), 87447 (2014).
  31. Tervo, D. G. R., et al. A designer AAV variant permits efficient retrograde access to projection neurons. Neuron. 92 (2), 372-382 (2016).
  32. Abdellatif, A. A., et al. delivery to the spinal cord: Comparison between lentiviral, adenoviral, and retroviral vector delivery systems. Journal of Neuroscience Research. 84 (3), 553-567 (2006).
  33. Zingg, B., Peng, B., Huang, J., Tao, H. W., Zhang, L. I. Synaptic specificity and application of anterograde transsynaptic AAV for probing neural circuitry. The Journal of Neuroscience. 40 (16), 3250-3267 (2020).
  34. Armbruster, B. N., Li, X., Pausch, M. H., Herlitze, S., Roth, B. L. Evolving the lock to fit the key to create a family of G protein-coupled receptors potently activated by an inert ligand. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (12), 5163-5168 (2007).
  35. Roth, B. L. DREADDs for neuroscientists. Neuron. 89 (4), 683-694 (2016).
  36. Hasegawa, A., et al. Mechanism of forelimb motor function restoration after cervical spinal cord hemisection in rats: A comparison of juveniles and adults. Behavioural Neurology. 2016, 1035473 (2016).
  37. Alstermark, B., Isa, T. Circuits for skilled reaching and grasping. Annual Review of Neuroscience. 35, 559-578 (2012).
  38. García-Alías, G., Truong, K., Shah, P. K., Roy, R. R., Edgerton, V. R. Plasticity of subcortical pathways promote recovery of skilled hand function in rats after corticospinal and rubrospinal tract injuries. Experimental Neurology. 266, 112-119 (2015).
  39. Tohyama, T., et al. Contribution of propriospinal neurons to recovery of hand dexterity after corticospinal tract lesions in monkeys. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (3), 604-609 (2017).
  40. Z’Graggen, W. J., et al. Compensatory sprouting and impulse rerouting after unilateral pyramidal tract lesion. Journal of Neuroscience. 20 (17), 6561-6569 (2000).
  41. Ueno, M., et al. Corticospinal circuits from the sensory and motor cortices differentially regulate skilled movements through distinct spinal interneurons. Cell Reports. 23 (5), 1286-1300 (2018).
  42. Kim, J., Grunke, S. D., Levites, Y., Golde, T. E., Jankowsky, J. L. Intracerebroventricular viral injection of the neonatal mouse brain for persistent and widespread neuronal transduction. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (91), e51863 (2014).

Play Video

Cite This Article
Smit, R. D., Campion III, T. J., Stingel, R. L., Shah, P. H., Chen, J., Smith, G. M. Targeting the Corticospinal Tract in Neonatal Rats with a Double-Viral Vector using Combined Brain and Spine Surgery. J. Vis. Exp. (172), e62698, doi:10.3791/62698 (2021).

View Video