受激拉曼散射(SRS)显微镜允许根据特定化学键的固有振动对生物分子进行无标记成像。在该协议中,描述了集成SRS和双光子荧光显微镜的仪器设置,以可视化活小鼠脊髓中的细胞结构。
受激拉曼散射(SRS)显微镜能够基于内在分子振动对自然微环境中的生物组织进行无标记成像,从而为亚细胞分辨率下生物过程的 体内 研究提供了完美的工具。通过将双光子激发荧光(TPEF)成像集成到SRS显微镜中,组织的双模态 体内 成像可以从多个角度获取关键的生化和生物物理信息,这有助于了解细胞代谢,免疫反应和组织重塑等所涉及的动态过程。在该视频协议中,介绍了TPEF-SRS显微镜系统的设置以及动物脊髓的 体内 成像方法。脊髓作为中枢神经系统的一部分,在大脑和周围神经系统之间的通信中起着至关重要的作用。髓鞘富含磷脂,包围并隔离轴突,以允许作用电位的盐传导。脊髓髓中髓鞘的 体内 成像对于研究神经退行性疾病和脊髓损伤的进展非常重要。该协议还描述了动物制备和 体内 TPEF-SRS成像方法,以获取高分辨率的生物图像。
拉曼显微镜1,2正在成为一种强大的无标记方法,可以根据生物分子中各种化学键的特征频率对生物组织进行成像。由于其非侵入性和适应性强的成像能力,拉曼显微镜已被广泛用于成像生物组织中富含脂质的成分,如髓鞘3,4,5,脂肪细胞6,7和脂滴8,9,10.受激拉曼散射(SRS)信号作为受激拉曼增益(SRG)或受激拉曼损耗(SRL)获得的受激拉曼散射(SRS)信号是无背景的,显示出与自发拉曼散射的完美光谱相似性11,12。此外,SRL和SRG线性依赖于分析物浓度,允许对生化组分进行定量分析9,11,13。双光子激发荧光显微镜(TPEF)由于其固有的光学切片能力,深度渗透深度和低光毒性,已被广泛用于体内生物成像14,15,16。然而,TPEF成像的性能取决于荧光标签的特性,并且由于宽带荧光光谱8,17,18,19,可分辨颜色的数量受到限制。无标记SRS成像和基于荧光的TPEF成像是两种互补的成像方式,它们的组合可以提供丰富的组织生物物理和生化信息。这两种成像模式都基于非线性光学(NLO)过程,允许简单地集成到一个显微镜系统中。SRS和TPEF成像的结合,即所谓的双模态成像,可以对细胞和组织进行高维成像和分析,从而促进对复杂生物系统的全面理解。具体而言,与飞秒(fs)SRS技术相比,皮秒(ps)SRS显微镜可以实现具有高光谱分辨率的化学键成像11,从而可以区分生物组织中的多种生化成分,特别是在拥挤的指纹区域20,21。此外,与另一种集成了相干反斯托克斯散射(CARS)显微镜的常用双模态NLO显微镜系统相比,SRS在光谱和图像解释以及检测灵敏度方面表现出优于CARS的性能11。SRS-TPEF显微镜已被用作研究各种生物系统的有力工具,例如秀丽隐杆线虫9,22,非洲爪蟾蝌蚪脑5,小鼠脑23,24,脊髓25,26,周围神经27和脂肪组织7等。
脊髓与大脑一起构成了中枢神经系统(CNS)。在生理和病理条件下,可视化CNS体内的细胞活动对于理解CNS疾病的机制28,29,30和开发相应的疗法至关重要31,32,33。髓鞘包裹和绝缘轴突以实现高速动作电位传导,在CNS的发展中起着重要作用。脱髓鞘被认为是白质疾病的标志,如多发性硬化症34。此外,脊髓损伤后35,髓鞘碎片可以调节巨噬细胞活化,导致慢性炎症和继发性损伤36。因此,活体小鼠模型中髓鞘与神经元和神经胶质细胞的体内成像对了解CNS疾病的动态过程有很大帮助。
在该协议中,描述了自制TPEF-SRS显微镜的基本设置程序,并介绍了小鼠脊髓的双模态 体内 成像方法。
在该协议中,详细描述了TPEF-SRS显微镜的基本设置。对于SRS成像,泵浦和斯托克斯光束在OPO内部在时间和空间上重叠。然而,这种重叠在通过显微镜系统后可能会被破坏。因此,泵和斯托克斯光束共定位的空间和时间优化对于实现最佳SRS成像是必要的,也是至关重要的。泵浦和斯托克斯光束之间的时间延迟与两束光束的光路差有关,这取决于光学元件在显微镜系统中的色散38。当…
The authors have nothing to disclose.
本署透过拨款16103215、16148816、16102518、16102920、T13-607/12R、T13-706/11-1、T13-605/18W、C6002-17GF、C6001-19E、N_HKUST603/19、创新及科技署(ITCPD/17-9)、大学教育资助委员会卓越领域计划(AoE/M-604/16, AOE/M-09/12)及香港科技大学(科大)资助RPC10EG33,支持这项工作。
#2 Forceps | Dumont | 11223-20 | For laminectomy |
10X objective | Nikon | CFI Plan Apo Lambda 10X | |
25X objective | Olympus | XLPLN25XSVMP2 | |
Burn cream | Betadine | ||
Camera | Sony | α6300 | |
Current amplifier | Stanford research | SR570 | |
Current photomultiplier modules | Hamamatsu | H11461-01 | |
D2 665 nm long-pass dichroic mirror | Semrock | FF665-Di02-25×36 | For directing epi-fluorescence signal to the detection module |
D3 700 nm short-pass dichroic mirror | Edmund | 69-206 | For separating SRS from TPEF detection path |
Depilating cream | Veet | ||
FS1 975 nm short-pass filter | Edmund | 86-108 | For blocking stokes beam |
FS1 Bandpass filter | Semrock | FF01-850/310 | For blocking stokes beam |
Fs2 Bandpass filter | Semrock | FF01-525/50 | For selecting YFP signal |
Fs2 Shortpass filter | Semrock | FF01-715/SP-25 | For blocking fs excitation laser beam |
Half-wave plate | Thorlabs | SAHWP05M-1700 | |
High-speed photodetector | MenloSystems | FPD 310-F | For checking Stokes beam modulation |
Iodine | Betadine | ||
IR Scope | FJW | FIND-R-SCOPE Infrared Viewer 2X Kit Model 84499C2X | |
Iris | Thorlabs | CPA1 | |
L1 | Thorlabs | AC254-060-B-ML | |
L10 | Thorlabs | LA4052-A | |
L2 | Thorlabs | LA1422-B | |
L3 | Thorlabs | AC254-050-B | |
L4 | Thorlabs | AC254-060-B-ML | |
L7 | f=100 mm, AB coating | ||
L8 | Thorlabs | LA4874-A | |
L9 | Thorlabs | AC254-035-B-ML | |
Lock-in amplifier | APE | ||
Mirror | Thorlabs | PF10-03-P01 | |
Motorized flipper | Thorlabs | MFF101/M | |
multifunctional acquisition card | National Instrument | PCIe-6363 | |
Oscilloscope | Tektronix | TDS2012C | |
Photodiode | APE | For detecting SRS signal | |
Picosecond laser source | APE | picoEmerald | |
Polarizing beam splitter | Thorlabs | CCM1-PBS252/M | |
Power meter | Newport | 843-R | |
Saline | Braun | ||
Scan lens L5 | Thorlabs | SL50-CLS2 | |
Scanning mirror | Cambridge Technology | 6215H | |
Silicone gel | World Precision Inc. | KWIK-SIL | |
Ti:sapphire fs laser | Coherent | Chameleon Ultra II | |
Tube lens L6 | Thorlabs | TTL200-S8 |