Isoleren en kweken van vestibulaire en spiraalvormige ganglion somata van neonatale knaagdieren voor patch-clamp opnames
Summary
Hier worden methoden gepresenteerd die gedetailleerde instructies geven voor het ontleden, dissociëren, kweken en patch-clamp-opname van vestibulaire ganglion- en spiraalvormige ganglionneuronen van het binnenoor.
Abstract
De compacte morfologie van geïsoleerde en gekweekte ganglionneuronen in het binnenoor maakt gedetailleerde karakteriseringen mogelijk van de ionkanalen en neurotransmitterreceptoren die bijdragen aan de celdiversiteit in deze populatie. Dit protocol schetst de stappen die nodig zijn voor het succesvol ontleden, dissociëren en op korte termijn kweken van de somata van bipolaire neuronen in het binnenoor met het oog op patch-clamp-opnames. Gedetailleerde instructies voor het voorbereiden van vestibulaire ganglionneuronen worden voorzien van de nodige aanpassingen die nodig zijn voor het plateren van spiraalvormige ganglionneuronen. Het protocol bevat instructies voor het uitvoeren van patch-clamp-opnames van hele cellen in de configuratie met geperforeerde patch. Voorbeeldresultaten die de spanningsklemopnames van hyperpolarisatie-geactiveerde cyclische nucleotide-gated (HCN)-gemedieerde stromen karakteriseren, benadrukken de stabiliteit van de opnameconfiguratie van geperforeerde pleisters in vergelijking met de meer standaard configuratie met gescheurde pleisters. De combinatie van deze methoden, geïsoleerde somata plus geperforeerde-patch-clamp-opnames, kan worden gebruikt om cellulaire processen te bestuderen die lange, stabiele opnames vereisen en het behoud van intracellulair milieu, zoals signalering via G-proteïne gekoppelde receptoren.
Introduction
De bipolaire neuronen van de vestibulocochleaire zenuw verbinden de sensorische haarcellen van het binnenoor met de hersenstam. Zij zijn de belangrijkste dragers van informatie over geluid en hoofdbewegingen; Schade aan deze belangrijke cellen leidt tot doofheid en evenwichtsstoornissen. De vestibulaire en auditieve delen van de zenuw bestaan elk uit verschillende celtypen die morfologisch en functioneel divers zijn 1,2. In het vestibulaire systeem vuren twee afferente subpopulaties spontaan met tussenpozen die regelmatig of onregelmatig zijn2. Afferente piektiming wordt verondersteld een onderliggende diversiteit in ionenkanaalsamenstelling te weerspiegelen 3,4. In het auditieve systeem zijn er twee belangrijke subpopulaties van spiraalvormige ganglionneuronen (SGN’s); Terwijl Type I SGN’s contact maken met individuele binnenste haarcellen5, komen Type II SGN’s in contact met meerdere buitenste haarcellen5. In vitro opnames van semi-intacte en organotypische culturen suggereren verschillen in de membraaneigenschappen van Type I en Type II SGN’s 6,7.
Veel ionkanalen en neurotransmitterreceptoren die aan de uiteinden van deze neuronen worden aangetroffen, worden ook in hun cellichamen aangetroffen. Als zodanig kunnen culturen van de geïsoleerde vestibulaire en de spiraalvormige ganglionsomata in vitro worden bestudeerd om te begrijpen hoe ionkanalen en neurotransmitterreceptoren bijdragen aan de respons van deze neuronen. De compacte morfologie van de geïsoleerde cellichamen maakt elektrische opnames van hoge kwaliteit mogelijk, geschikt voor gedetailleerde karakterisering van spanningsafhankelijke ionkanalen en neurotransmitterreceptoren. Gemakkelijke toegang tot een representatieve verscheidenheid aan neuronsubtypes maakt een high-throughput analyse van celdiversiteit mogelijk.
Dit artikel presenteert een methode voor het isoleren en kweken van gedissocieerde ganglioncellichamen uit het superieure deel van het vestibulaire ganglion bij ratten op postnatale dag (P)9 tot P20. Er worden ook suggesties gedaan om deze methoden uit te breiden naar het spiraalvormige ganglion, naast de stappen die nodig zijn voor het succesvol extraheren, dissociëren en plateren van de ganglioncellen. Deze methoden zijn een evolutie van de methoden die zijn bedacht in publicaties van verschillende laboratoria 8,9,10. In dit artikel zijn ook richtlijnen opgenomen voor het selecteren van gezonde cellen voor patch-clamp-opnames.
Ten slotte schetst het protocol de procedure voor het opnemen van patch-clamps met behulp van de geperforeerde patchconfiguratie11. Hoewel de configuratie met geperforeerde pleisters tijdrovender en technisch uitdagender is dan de meer gebruikelijke configuratie met gescheurde pleisters, is het beter voor het behoud van het cytoplasmatische milieu dat lange en stabiele opnamesessies mogelijk maakt. De voordelen van deze opnameconfiguratie worden hier geïllustreerd door de verbeterde stabiliteit van hyperpolarisatie-geactiveerde kationische stromen in geperforeerde pleisters ten opzichte van gescheurde pleisteropnamen.
Dit protocol is onderverdeeld in vijf secties. In de paragrafen 1-3 worden oplossingen en hulpmiddelen beschreven die van tevoren kunnen worden voorbereid en opgeslagen. Sectie 4 beschrijft de stappen voor het ontleden en plateren van de vestibulaire en SGN’s. Sectie 5 beschrijft de stappen voor het opnemen van de neuronen na een periode in kweek. In onze handen worden sectie 4 en sectie 5 uitgevoerd over een periode van 2 opeenvolgende dagen.
Protocol
Representative Results
Discussion
De hier gepresenteerde methoden zijn specifiek voor opnames van geïsoleerde neuronen; Eerdere studies hebben zich gericht op opnames van axonterminals in een semi-intact preparaat. In vergelijking met bestaande terminalopnametechnieken bieden geïsoleerde opnames een superieur ruimteklem- en isopotentiaalgedrag. Bovendien biedt dit protocol toegang tot een bredere steekproef van neuronen, aangezien alleen kelkdragende subpopulaties toegankelijk zijn in semi-intacte opnames van de vestibulaire epitheel. Ten slotte maken …
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
We erkennen Drs. Jing Bing Xue en Ruth Anne Eatock voor hun vroege bijdragen aan deze methoden. Dit werk werd ondersteund door NIH NIDCD R03 DC012652 en NIH NIDCD DC012653S, en R01 DC0155512 naar RK en T32 DC009975 naar DB, NN en KR.
Materials
| Amphotericin | Sigma-Aldrich | A4888-100MG | For perforated patch recordings. |
| ATP di-sodium | Sigma-Aldrich | A7699 | Additive to internal solution |
| B27 Supplement (50x), serum free | Thermo Fisher Scientific | 17504044 | additive to culture medium, for SGN |
| Beakers (1000, 100, 10) milliliter | |||
| bench-top centrifuge | USA Scientific | 2641-0016 | |
| Bunsen burner | |||
| CaCl2 | J.T. Baker | 1311-01 | Additive to internal solution |
| Collagenase | Sigma-Aldrich | C5318 | one out of three enzyme to digest tissue |
| Coverglass, rectangular, #1 thickness, 22×40 | Warner Instruments | 64-0707 | |
| DMSO | Biotium | 90082 | |
| Dnase I,from bovine pancreas | Sigma-Aldrich | 11284932001 | one out of three enzyme to digest tissue |
| Dumont #3 Forceps (Blunt) | Fine Science Tools | 11231-30 | |
| Dumont #5 Forceps (Fine) | Fine Science Tools | 11251-10 | |
| Dumont #55 Forceps (Fine) | Fine Science Tools | 11255-20 | |
| EGTA | Sigma-Aldrich | E0396 | Additive to internal solution |
| Electrode Puller | Narashige | PC-10 | |
| Epi-illumination light source | Zeiss | CL 1500 ECO | |
| Ethanol | Decon Labs | 2716 | for cleaning head and around dissection bench |
| Filamented Borosilicate Capillaries for electrodes | Sutter Instruments | BF140-117-10 | |
| Fine-edged dissection blade | Fine Science Tools | 10010-00 | |
| Glass Pasteur Pipettes | VWR | 14673-010 | to pull trituration pipettes |
| Heat-inactivated Fetal Bovine Serum | Thermo Fisher Scientific | 16140063 | additive to culture medium |
| HEPES | Sigma-Aldrich | H3375-100G | for pH buffering all solutions in protocol |
| Hot plate / magnetic stirrers | VWR | 76549-914 | |
| Insulated bucket filled with ice | to keep all samples and solutions cool | ||
| K2SO4, Potassium Sulfate | Sigma Aldrich | P9458-250G | Additive to internal solution |
| KCl | Sigma-Aldrich | P93333 | Additive to internal solution |
| KOH (1 M) | Honeywell | 319376-500ML | To bring internal solution to desired pH. |
| Large Spring Scissors | Fine Science Tools | 14133-13 | |
| Leibovitz medium | Sigma Aldrich | L4386 | dissection and bath solutions |
| Low-profile-bath recording chamber for culture dishes | Warner Instruments | 64-0236 | |
| luer-lok syringes, 30 ml | BD | 302832 | for drawing L-15/HEPES/HEPES solution. |
| MEM + Glutamax Supplement | Fisher Scientific | 41-090-101 | base of the culture medium |
| MgCl2-Hexahydrate | Sigma-Aldrich | M1028 | Additive to internal solution |
| microFil needle for filling micropipettes – 34 gauge | World Precision Instruments | MF34G | |
| Microforge | Narashige | MF-90 | For electrode polishing. |
| N2 Supplement (100x) | Thermo Fisher Scientific | 17502-048 | additiive to culture medium, for SGN |
| NaCl | Sigma-Aldrich | S7653 | Additive to internal solution |
| NaOH (1 M) | Thomas Scientific | 319511-500ML | for titration pH |
| Osmometer | Advanced Instruments Inc. | 3320 | |
| Oxygen, Medical grade, with adequate regulator and tubing | USC Material Management | MEDOX200 (Identifier: 00015) | for dissolving into dissection and bath solutions |
| Parafilm | Bemis | PM992 | |
| Pasteur pipette bulb (3 ml) | Fisher Scientific | 03-448-25 | bulb for trituration pipettes |
| Penicillin/Streptomycin | Thermo Fisher Scientific | 15140122 | additive to prevent contamination of culture medium |
| Pentobarbital based euthanasia solution (e.g., Fatal Plus. 50 – 60 mg/kg dosing) | MWI Animal Health | 15199 | for euthanasia |
| PES membrane filters , 0.2 micrometer | Nalgene | 566-0020 | for filtering solutions |
| PES membrane sterile syringe filters, 0.22 um, 30 mm | CELLTREAT | 229747 | for filtering solutions drawn into syringes |
| Petri dishes, 35 x 10 mm | Genessee Scientific | 32-103 | for micro dissection and to hold Tip dip solution in perforated-patch configuration |
| Petri Dishes, 60 x 15 mm | Midland Scientific | P7455 | for gross dissection |
| pH Meter | Mettler Toledo | Model S20 | |
| Pipettors (1000, 200, 10) microliter | USA Scientific | ||
| Poly-d-lysine coated glass bottomed culture dish | Mattek | P35GC-0-10-C | to plate neurons for culture |
| Quick change platform, heated base, for 35 mm culture dishes | Warner Instruments | 64-0375 | |
| Reference Cell | World Precision Instruments | RC1T | |
| Scalpel blade | Miltex | 4-315 | |
| Scalpel Handle | Fine Science Tools | 10003-12 | |
| Scientific Scale | Mettler Toledo | XS64 | |
| Serological Pipettes (10, 25) milliliter | Fisher Scientific | ||
| Silicone Grease Kit (for sealing coverglass and chamber) | Warner Instruments | 64-0378 | |
| Small Animal Guillotine | Kent Scientific | DCAP | |
| Small animal guillotine | Kent Scientific | DCAP | for decapitation if dissecting rats older than P15. |
| Stereo Dissection Microscope | Zeiss | Stemi 2000 | |
| Straight surgical scissors | Fine Science Tools | 14060-09 | |
| Syringe (3, 10, 30) milliliter | |||
| Trypsin | Sigma Aldrich | T1426 | one out of three enzyme to digest tissue |
| Tuberculin syringe | Covidien | 8881500105 | for delivering euthanasia solution by intraperitoneal injection |
| Vannas Spring Scissor, 2.5 mm Cutting Edge | Fine Science Tools | 15000-08 | |
| Volumetric flask, 1000 milliliter | |||
| Vortex | VWR | 945300 | |
| Water, sterile u ltrapure, R>18.18 megaOhms cm (e.g., filtered by a Millipore-Sigma water purification system) | Millipore-Sigma | CDUFBI001 |
References
- Liberman, M. C. Single-neuron labeling in the cat auditory nerve. Science. 216 (4551), 1239-1241 (1982).
- Goldberg, J. M. Afferent diversity and the organization of central vestibular pathways. Experimental Brain Research. 130 (3), 277-297 (2000).
- Kalluri, R., Xue, J., Eatock, R. A. Ion channels set spike timing regularity of mammalian vestibular afferent neurons. Journal of Neurophysiology. 104 (4), 2034-2051 (2010).
- Smith, C. E., Goldberg, J. M. A stochastic afterhyperpolarizaton model of repetitive activity in vestibular afferents. Biological Cybernetics. 54 (1), 41-51 (1986).
- Berglund, A. M., Ryugo, D. K. Hair cell innervation by spiral ganglion neurons in the mouse. The Journal of Comparative Neurology. 255 (4), 560-570 (1987).
- Jagger, D. J., Housley, G. D. Membrane properties of type II spiral ganglion neurones identified in a neonatal rat cochlear slice. Journal of Physiology. 552, 525-533 (2003).
- Reid, M. A., Flores-Otero, J., Davis, R. L. Firing patterns of type II spiral ganglion neurons in vitro). The Journal of Neuroscience. 24 (3), 733-742 (2004).
- Lv, P., Wei, D., Yamoah, E. N. Kv7-type channel currents in spiral ganglion neurons: involvement in sensorineural hearing loss. The Journal of Biological Chemistry. 285 (45), 34699-34707 (2010).
- Mo, Z. L., Davis, R. L. Endogenous firing patterns of murine spiral ganglion neurons. Journal of Neurophysiology. 77 (3), 1294-1305 (1997).
- Almanza, A., Luis, E., Mercado, F., Vega, R., Soto, E. Molecular identity, ontogeny, and cAMP modulation of the hyperpolarization-activated current in vestibular ganglion neurons. Journal of Neurophysiology. 108 (8), 2264-2275 (2012).
- Horn, R., Marty, A. Muscarinic activation of ionic currents measured by a new whole-cell recording method. The Journal of General Physiology. 92 (2), 145-159 (1988).
- Grant, L., Yi, E., Goutman, J. D., Glowatzki, E. Postsynaptic recordings at afferent dendrites contacting cochlear inner hair cells: Monitoring multivesicular release at a ribbon synapse. Journal of Visualized Experiments. (48), e2442 (2010).
- Bronson, D., Kalluri, R. Muscarinic acetylcholine receptors modulate HCN channel properties in vestibular ganglion neurons. The Journal of Neuroscience. 43 (6), 902-917 (2023).
- Hodgkin, A. L., Huxley, A. F. The components of membrane conductance in the giant axon of Loligo. The Journal of Physiology. 116 (4), 473-496 (1952).
- Chabbert, C., Chambard, J. M., Valmier, J., Sans, A., Desmadryl, G. Voltage-activated sodium currents in acutely isolated mouse vestibular ganglion 17eurons. Neuroreport. 8 (5), 1253-1256 (1997).
- Bean, B. P. The action potential in mammalian central neurons. Nature Reviews. Neuroscience. 8 (6), 451-465 (2007).
- Izhikevich, E. M. . Dynamical Systems in Neuroscience. , (2018).
- Chabbert, C., Chambard, J. M., Sans, A., Desmadryl, G. Three types of depolarization-activated potassium currents in acutely isolated mouse vestibular neurons. Journal of Neurophysiology. 85 (3), 1017-1026 (2001).
- Risner, J. R., Holt, J. R. Heterogeneous potassium conductances contribute to the diverse firing properties of postnatal mouse vestibular ganglion neurons. Journal of Neurophysiology. 96 (5), 2364-2376 (2006).
- Iwasaki, S., Chihara, Y., Komuta, Y., Ito, K., Sahara, Y. Low-voltage-activated potassium channels underlie the regulation of intrinsic firing properties of rat vestibular ganglion cells. Journal of Neurophysiology. 100 (4), 2192-2204 (2008).
- Cervantes, B., Vega, R., Limón, A., Soto, E. Identity, expression and functional role of the sodium-activated potassium current in vestibular ganglion afferent neurons. Neuroscience. 240, 163-175 (2013).
- Biel, M., Wahl-Schott, C., Michalakis, S., Zong, X. Hyperpolarization-activated cation channels: From genes to function. Physiological Reviews. 89 (3), 847-885 (2009).
- Davis, R. L., Crozier, R. A. Dynamic firing properties of type I spiral ganglion neurons. Cell and Tissue Research. 361 (1), 115-127 (2015).
- Reijntjes, D. O. J., Pyott, S. J. The afferent signaling complex: Regulation of type I spiral ganglion neuron responses in the auditory periphery. Hearing Research. 336, 1-16 (2016).
- Eatock, R. A., Christov, F. . Ionic Conductances of Vestibular Afferent Neurons: Shaping Head Motion Signals From the Inner Ear. , (2020).
- Kalluri, R. Similarities in the biophysical properties of spiral-ganglion and vestibular-ganglion neurons in neonatal rats. Frontiers in Neuroscience. 15, 710275 (2021).
- Armstrong, C. E., Roberts, W. M. Electrical properties of frog saccular hair cells: distortion by enzymatic dissociation. The Journal of Neuroscience. 18 (8), 2962-2973 (1998).
- Rocha-Sanchez, S. M. S., et al. Developmental expression of Kcnq4 in vestibular neurons and neurosensory epithelia. Brain Research. 1139, 117-125 (2007).
- Meredith, F. L., Rennie, K. J. Zonal variations in K+ currents in vestibular crista calyx terminals. Journal of Neurophysiology. 113 (1), 264-276 (2015).
- Cai, H. Q., et al. Time-dependent activity of primary auditory neurons in the presence of neurotrophins and antibiotics. Hearing Research. 350, 122-132 (2017).
- Needham, K., Nayagam, B. A., Minter, R. L., O’Leary, S. J. Combined application of brain-derived neurotrophic factor and neurotrophin-3 and its impact on spiral ganglion neuron firing properties and hyperpolarization-activated currents. Hearing Research. 291 (1-2), 1-14 (2012).
- Adamson, C. L., Reid, M. A., Davis, R. L. Opposite actions of brain-derived neurotrophic factor and neurotrophin-3 on firing features and ion channel composition of murine spiral ganglion neurons. The Journal of Neuroscience. 22 (4), 1385-1396 (2002).
- Zhou, Z., Liu, Q., Davis, R. L. Complex regulation of spiral ganglion neuron firing patterns by neurotrophin-3. The Journal of Neuroscience. 25 (33), 7558-7566 (2005).
- Liu, X. -. P., et al. Sodium channel diversity in the vestibular ganglion: NaV1.5, NaV1.8, and tetrodotoxin-sensitive currents. Journal of Neurophysiology. 115 (5), 2536-2555 (2016).
