Summary
Cette étude présente un modèle chirurgical porcin d’ischémie myocardique chronique due à une sténose progressive de l’artère coronaire, entraînant une altération de la fonction cardiaque sans infarctus. Après l’ischémie, les animaux subissent un pontage aortocoronarien sans pompe avec mise en place épicardique d’un patch de collagène chargé d’exosomes dérivés de cellules souches. Ce traitement d’appoint améliore la fonction myocardique et la récupération.
Abstract
L’ischémie myocardique chronique résultant d’une sténose progressive de l’artère coronaire conduit à un myocarde en hibernation (HIB), défini comme un myocarde qui s’adapte à une disponibilité réduite de l’oxygène en réduisant l’activité métabolique, prévenant ainsi les lésions et les infarctus irréversibles des cardiomyocytes. Ceci est distinct de l’infarctus du myocarde, car le HIB a le potentiel de guérison avec la revascularisation. Les patients atteints d’une maladie coronarienne importante souffrent d’ischémie chronique, ce qui les expose à un risque d’insuffisance cardiaque et de mort subite. L’intervention chirurgicale standard pour la coronaropathie sévère est le pontage aortocoronarien (PAC), mais il s’est avéré qu’il s’agissait d’un traitement imparfait, mais il n’existe pas de traitements d’appoint pour récupérer les myocytes adaptés à l’ischémie chronique. Pour combler cette lacune, un modèle chirurgical de HIB utilisant des porcs qui se prête au PAC et imite le scénario clinique a été utilisé. Le modèle implique deux chirurgies. La première opération consiste à implanter un constricteur rigide de 1,5 mm sur l’artère descendante antérieure gauche (DAL). Au fur et à mesure que l’animal grandit, le constricteur provoque progressivement une sténose importante entraînant une réduction de la fonction systolique régionale. Une fois que la sténose atteint 80 %, le flux et la fonction myocardiques sont altérés, créant le HIB. Un PAC sans pompe est ensuite effectué avec l’artère mammaire interne gauche (LIMA) pour revasculariser la région ischémique. L’animal récupère pendant un mois pour permettre une amélioration optimale du myocarde avant le sacrifice. Cela permet des études physiologiques et tissulaires de différents groupes de traitement. Ce modèle animal démontre que la fonction cardiaque reste altérée malgré le PAC, ce qui suggère la nécessité de nouvelles interventions d’appoint. Dans cette étude, un patch de collagène intégré avec des exosomes dérivés de cellules souches mésenchymateuses (CSM) a été développé, qui peut être appliqué chirurgicalement sur la surface épicardique distale de l’anastomose LIMA. Le matériau est conforme à l’épicarde, est résorbable et fournit l’échafaudage pour la libération prolongée des facteurs de signalisation. Cette thérapie régénérative peut stimuler la récupération myocardique qui ne répond pas à la revascularisation seule. Ce modèle se traduit dans le domaine clinique en fournissant des moyens d’explorations physiologiques et mécanistes concernant la récupération dans le HIB.
Introduction
À l’échelle mondiale, la coronaropathie sévère touche plus de cent millions de patients et, bien que le taux de mortalité ait diminué, elle reste l’une des principales causes de décès 1,2. La coronaropathie a un large spectre clinique allant de l’infarctus du myocarde (IM) à l’ischémie avec viabilité préservée. La plupart des recherches précliniques portent sur l’IM, caractérisé par la présence de tissus infarctus, car il est possible de l’étudier dans des modèles animaux de petite et grande taille. Cependant, ce modèle ne s’adresse pas aux patients dont la viabilité est préservée et qui se prêtent à la revascularisation. La plupart des patients subissant un pontage aortocoronarien ont un apport sanguin diminué et une fonction limitée tout en maintenant une variabilité de la réserve contractile et de la viabilité3. Sans traitement, ces patients peuvent évoluer vers une insuffisance cardiaque avancée et une mort subite, en particulier en cas de charge de travail accrue4. Chez ces patients, le pontage aortocoronarien (PAC) est un traitement efficace mais peut ne pas entraîner une récupération fonctionnelle complète5. Il est important de noter que la dysfonction diastolique, qui est un marqueur de résultats cliniques plus mauvais, ne se rétablit pas après la revascularisation, ce qui suggère la nécessité de nouveaux traitements adjuvants pendant le PAC 6,7. Actuellement, il n’existe aucune intervention adjuvante cliniquement disponible utilisée avec le PAC pour restaurer les cardiomyocytes à leur pleine capacité fonctionnelle. Il s’agit d’une lacune thérapeutique majeure étant donné que de nombreux patients évoluent vers une insuffisance cardiaque avancée malgré une revascularisation appropriée8.
Un modèle porcin innovant d’ischémie myocardique chronique qui se prête au PAC, pour imiter l’expérience clinique de la coronaropathie a été créé9. Les porcs fournissent un bon modèle de maladie cardiaque par rapport aux autres gros animaux car ils n’ont pas de collatéraux de pontage épicardique, de sorte que la sténose de la DAL seule entraîne une ischémie régionale10. Dans cette étude, des porcs Yorkshire-Landrace femelles de 16 semaines ont été utilisés. Dans ce modèle, le DAL a été revascularisé par PAC sans pompe à l’aide de la greffe de l’artère mammaire interne gauche (LIMA) (tableau supplémentaire 1). L’intervention coronarienne percutanée (ICP) n’est pas possible pour ouvrir la sténose car le constricteur est un dispositif rigide. L’imagerie par résonance magnétique cardiaque (IRM) est utilisée pour évaluer la fonction globale et régionale, l’anatomie coronaire et la viabilité des tissus. L’analyse de l’IRM cardiaque a montré que la fonction diastolique, caractérisée par un taux de remplissage maximal (PFR), reste altérée malgré le PAC6. Le mécanisme de la dysfonction diastolique est probablement lié à une altération de la bioénergétique mitochondriale et de la formation de collagène dans le HIB qui persistent après un PAC11.
Les cellules souches mésenchymateuses (CSM) fournissent une signalisation thérapeutique par le biais d’exosomes pour améliorer la récupération myocardique lorsqu’elles sont appliquées pendant le PAC. Dans ce modèle porcin et des études in vitro parallèles, il a été démontré que la mise en place d’un patch épicardique de CSM vicryl pendant le PAC récupère la fonction contractile avec une augmentation des protéines mitochondriales clés, à savoir PGC-1α12, un régulateur important du métabolisme énergétique mitochondrial13. Le modèle in vitro nous a permis d’étudier le mécanisme de signalisation des CSM sur la fonction mitochondriale altérée. Les exosomes sont des microvésicules stables sécrétées (50-150 nm) qui contiennent des protéines ou des acides nucléiques, y compris des microARN (miARN)14. Des données in vitro récentes suggèrent que les exosomes dérivés des CSM sont un mécanisme de signalisation important nécessaire à la récupération de la respiration mitochondriale.
Les exosomes dérivés de cellules souches sont des thérapies complémentaires prometteuses car ils sont facilement accessibles, peuvent être produits commercialement et ne présentent pas de conflits éthiques. En tenant compte de la traduction clinique, un patch de collagène intégré avec des exosomes dérivés de CSM a été créé qui peut être suturé chirurgicalement à la région d’hibernation du myocarde. Il a été démontré qu’il y a une libération soutenue d’exosomes à l’aide de ce patch et qu’il fournit une thérapie régénérative acellulaire avec un mécanisme de signalisation paracrine qui cible la récupération mitochondriale et améliore la biogenèse mitochondriale15. Cette procédure fournit le modèle préclinique pour étudier l’impact des thérapies dérivées de CSM pour améliorer la fonction cardiaque en renforçant la fonction mitochondriale et en réduisant l’inflammation au moment de la revascularisation et en inversant les adaptations des myocytes à l’ischémie chronique.
Dans cette étude, une méthode chirurgicale de PAC sans pompe utilisant LIMA à l’anastomose LAD pour contourner la zone de sténose LAD proximale imitant le traitement standard pour les patients atteints de coronaropathie est présentée. En tant que traitement d’appoint par PAC, l’application chirurgicale d’un patch de collagène intégré à l’exosome dérivé de CSM sur la région ischémique du myocarde a été démontrée. Ce modèle chirurgical peut être utilisé pour étudier les réponses physiologiques à l’effet paracrine observé avec l’utilisation d’un patch d’exosomes ainsi que les mécanismes moléculaires de récupération.
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Protocol
Les comités institutionnels de protection et d’utilisation des animaux (IACUC) du Minneapolis VA Medical Center et de l’Université du Minnesota ont approuvé toutes les études sur les animaux. Les directives actuelles des National Institutes of Health (NIH) concernant l’utilisation et les soins des animaux de laboratoire ont été suivies.
1. Isolement de cellules souches mésenchymateuses et préparation et caractérisation d’exosomes
- Isolement de cellules souches mésenchymateuses (CSM) dérivées de la moelle osseuse
- Obtenez 30 à 50 ml de moelle osseuse stérile du sternum ou du tibia d’une porce Yorkshire-Landrace femelle de 20 semaines. Pour ce faire, introduisez une aiguille interosseuse 15G de 25 mm dans le sternum ou le tibia et prélevez l’échantillon dans une seringue de 60 ml avec 10 ml d’héparine.
REMARQUE : Pour plus de détails sur le prélèvement de moelle osseuse, veuillez consulter Pittenger et al. et Hocum-Stone et al.12,16. - En bref, faire passer l’échantillon de moelle osseuse dans un tube Vacutainer CPT avec de l’héparine pendant 30 min à 1800 x g.
- Retirez la couche leucocytaire contenant les cellules mononucléées et lavez-les avec la solution saline équilibrée de Hank. Granuler les cellules mononucléées par centrifugation et remise en suspension dans un milieu de croissance (10 % de sérum fœtal bovin [FBS]).
- Transférez les cellules mononucléées dans des flacons de culture cellulaire pour une croissance adhérente. Isoler les CSM de la fraction mononucléaire par leur caractère adhérent.
- Laver toutes les CSM non MSC dans les 24 heures, en laissant une monocouche de CSM dans le flacon de culture tissulaire. Confirmer le phénotype des CSM par cytométrie en flux, en assurant la négativité pour CD45, un marqueur hématopoïétique, et la positivité pour CD90 et CD105, marqueurs des CSM.
- Obtenez 30 à 50 ml de moelle osseuse stérile du sternum ou du tibia d’une porce Yorkshire-Landrace femelle de 20 semaines. Pour ce faire, introduisez une aiguille interosseuse 15G de 25 mm dans le sternum ou le tibia et prélevez l’échantillon dans une seringue de 60 ml avec 10 ml d’héparine.
- Préparation et caractérisation d’exosomes à partir de cellules souches mésenchymateuses porcines
- Grainez 1 x 104 cardiomyocytes de rat H9C2 et cultivez dans 1x DMEM+ 10% FBS et 1x Pen/streptocoque. Grainez 2 x 104 CSM porcines dans du DMEM avancé + 5% FBS et 1x Pen/streptocoque.
- Une fois que les deux lignées cellulaires sont confluentes à au moins 80 %, changez le milieu en milieu H9C2 et MSC appauvri en exosomes.
- Exposer les cardiomyocytes H9C2 à une hypoxie légère (1 %O2 pendant 24 h). Retirer les flacons de l’hypoxie après 24 h et pipeter le milieu H9C2.
- Retirez et jetez le support MSC de la fiole MSC. Ajouter le milieu H9C2 purifié dans la fiole MSC. Incuber le ballon pendant 6 h dans des conditions normoxiques (5 % de CO2, 20 % d’O2 et 37 °C).
- Extraire les exosomes du milieu conditionné en coculture à l’aide du réactif d’isolement total des exosomes en suivant les instructions du fabricant.
- Vérifier l’identification des exosomes par transfert Western de protéines exosomiques communes contenant des anticorps dirigés contre CD-63 (1 :1000)17.
- Effectuer une analyse de suivi des nanoparticules (NTA) pour quantifier les exosomes et évaluer la taille des nanoparticules et leur distribution. Pour ce faire, dissoudre les protéines totales (50 μg) des exosomes dans 500 μL de PBS pour déterminer la concentration et la distribution granulométrique des exosomes à l’aide d’un analyseur de suivi des nanoparticules.
- Analysez les données à l’aide d’un logiciel de suivi des nanoparticules.
2. Chirurgie de pontage aorto-coronarien sans pompe
- Préparation des animaux
- Pesez l’animal (porcs femelles Yorkshire-Landrace de 16 semaines) 3 jours avant la date prévue de l’opération. Jeûnez l’animal pendant 12 h avant la chirurgie tout en ayant accès à de l’eau pendant le jeûne.
- Administrer la buprénorphine 0,18 mg/kg par voie intramusculaire 2 à 4 h avant la chirurgie.
- Induction de l’animal
- Sédater l’animal en lui injectant par voie intramusculaire 6,6 mg/kg de tilétamine-zolazépam/xylazine.
- Attendez 15 minutes pour assurer une sédation adéquate en évaluant le tonus de la mâchoire suivi de la mise en place d’un cathéter 22G dans la veine centrale de l’oreille.
REMARQUE : Une autre veine périphérique peut être envisagée (c.-à-d. la veine céphalique) si la veine de l’oreille est inadéquate. - Administrer une pommade ophtalmique topique à chaque œil. Administrer 1 à 2 mg/kg de propofol par voie intraveineuse pour induire une anesthésie générale. Le tonus de la mâchoire reflète le plus fidèlement la profondeur de l’anesthésie et doit être évalué tout au long de la procédure.
- Intuber l’animal avec une sonde endotrachéale de taille appropriée.
- Chirurgie
- Rasez le sternum et l’aine de l’animal en vue de l’intervention chirurgicale.
- Réglez la ventilation mécanique à 10-15 respirations par minute, l’oxygène 1-4 L/min et l’isoflurane 1,0-3,0 % au besoin pour maintenir une anesthésie profonde pour la chirurgie. Vérifiez l’absence de réflexe oculaire ou de mâchoire pour confirmer une anesthésie profonde.
- Équipement de surveillance de la position (électrocardiogramme, CO2 en fin de courant, fréquence cardiaque, saturation en oxygène, pression artérielle et température) sur l’animal.
- Connectez le cathéter IV à un sac de solution saline normale ou de solution de sonnerie de lactate pour administrer des liquides d’entretien en continu.
- Préparez la peau en utilisant une technique aseptique avec povidone Gommage à l’iode et solution 3x pour une stérilité adéquate et pour minimiser le risque d’infection du site opératoire.
- Administrer la lidocaïne par voie intravasculaire (dose de charge de 2 mg/kg ou perfusion continue à une dose de 50 mcg/kg/min) pour prévenir les arythmies.
- Positionnez l’animal sur le dos et drapez-le avec des serviettes stériles.
- Effectuez une incision de l’artère fémorale gauche ou droite pour la mise en place d’un cathéter artériel par la technique Seldinger, suivie d’une connexion du cathéter au transducteur pour une surveillance continue de la pression artérielle au moment de la chirurgie.
- Utilisez l’électrocautérisation monopolaire pour faire une incision de 20 cm s’étendant de l’encoche sternale proximale jusqu’à l’apophyse xyphoïde distalement, et pour inciser des couches de muscles, de graisse sous-cutanée et de tissu conjonctif jusqu’au sternum.
- Effectuez une sternotomie médiane à l’aide d’une scie oscillante.
REMARQUE : La scie standard est évitée pour les sternotomies répétées car elle comporte un risque plus élevé de lésions myocardiques dues à des adhérences péricardiques antérieures de la procédure de thoracotomie gauche effectuée pour placer le constricteur LAD. - Divisez la plaque sternale postérieure à l’aide d’une paire de ciseaux. Utilisez un écarteur thoracique spécialisé pour une visualisation adéquate du médiastin.
- Disséquez les adhérences à l’aide de l’électrocautérisation monopolaire ou des ciseaux Metzenbaum. Disséquez soigneusement le muscle péristernal et la graisse pour exposer l’artère mammaire interne gauche (LIMA).
- Une fois que LIMA est exposé latéralement au bord sternal, séparez-le doucement de la paroi thoracique par dissection contondante avec embout électrocautérique. Utilisez le LIMA comme greffe squelettée.
- Commencer la dissection au niveau du 3èmeespace intercostal . Élevez doucement le bord sternal gauche pour une visualisation optimale.
- Utilisez une traction douce sur les adventices pour exposer les branches artérielles et veineuses de LIMA. Coupez le côté LIMA des branches à l’aide d’hémoclips et cautérisez le côté de la paroi thoracique des branches.
REMARQUE : Veillez à ne pas cautériser le clip sur le LIMA, car cela pourrait provoquer un rétrécissement du conduit. - Une fois qu’un segment initial de LIMA a été mobilisé, poursuivre la dissection en proximal vers le niveau de la veine sous-clavière et en distal jusqu’à la bifurcation de LIMA.
- Une fois la dissection terminée, administrer l’héparine par voie intraveineuse à une dose de 100 à 300 U/kg. Attendez 3 minutes après l’administration de l’héparine.
- Après 3 min, coupez l’extrémité distale du LIMA, juste avant le niveau de la bifurcation LIMA, et divisez le conduit. Cousez l’extrémité distale avec une suture en soie 2-0 gratuite.
- Préparez l’extrémité proximale pour la greffe. Inspectez visuellement la qualité de l’écoulement en laissant le greffon saigner pendant quelques secondes.
- Clampez doucement l’extrémité distale du conduit LIMA avec une pince bulldog atraumatique pour éviter les saignements. Ouvrez le péricarde avec un T inversé en faisant une incision d’environ 5 à 6 cm. Placez des sutures de taille 3-0 sur le péricarde pour une traction des deux côtés de la fente.
- Stabilisez le DAL avec des bandes de rétraction en silicone et un stabilisateur tissulaire, qui est fixé à l’écarteur sternal. Faire une artériotomie dans l’artère DAL distale à la sténose (causée par la bande constrictrice) avec une lame à 11 lames et étendre avec un ciseau à iris.
- Placez un shunt coronaire de taille appropriée dans le DAL. Effectuez l’anastomose LIMA à LAD avec une suture non résorbable 7-0 en utilisant une technique de dérivation hors pompe. Relâchez l’occlusion bouledogue sur le LIMA et confirmez l’hémostase.
- Préparation d’un patch d’exosomes dérivé de cellules souches mésenchymateuses (CSM)
- Après avoir réussi à isoler les exosomes des CSM, suspendre environ 3 x 108 exosomes dans 3 mL de solution saline normale et les ajouter à l’éponge de collagène.
- Porter 3 mL de suspension d’exosomes à température ambiante à environ 22 °C pendant 10 min. Placez 2 éponges de collage absorbables (chacune de 1,27 cm x 2,54 cm) dans une boîte de Pétri moyenne.
- Utilisez une seringue de 5 ml avec une aiguille de 18 G pour mélanger délicatement la suspension d’exosomes. Pipeter lentement 1,5 mL de suspension sur chaque éponge de collagène et attendre 5 minutes pour une absorption complète.
- Placement d’un patch d’exosome
- Placez l’éponge chargée d’exosomes à l’envers sur la région en hibernation du cœur, qui est l’épicarde de la région septale antérieure dans la distribution du DAL.
- Placez délicatement deux éponges pour couvrir la région hibernante du cœur. Utilisez un maillage en polyglactine de 3,5 cm x 1,0 cm pour couvrir chaque éponge de collagène.
- Cousez le maillage sur l’épicarde avec de fines sutures interrompues 7-0.
- Mise en place d’un drain thoracique
- Placez un drain thoracique à travers une incision séparée, près de la face inférieure de l’incision de sternotomie. Placez le drain thoracique avec précaution sur la face antérieure du cœur.
- Une fois le tube en place, placez une suture de cordon de bourse avec une suture 3-0 à l’aide d’un point de matelas horizontal pour permettre la fermeture de la plaie lors du retrait du tube.
- Le drain thoracique est maintenu jusqu’à la fermeture complète de la poitrine.
- Fermeture de la poitrine
- Approchez le sternum avec des sutures non résorbables en utilisant un motif en huit. Administrer 1 mg/kg de bupivacaïne par voie intramusculaire sur toute la longueur de l’incision.
REMARQUE : La suture est utilisée plutôt que des fils pour éviter les interférences avec l’imagerie IRM. - Fermez les couches de muscles et de peau de manière standard en utilisant des sutures résorbables 2-0 et 3-0, respectivement.
- Effectuez une apnée et une aspiration pour évacuer tout l’air de la cavité thoracique. Surveillez avec prudence la pression des voies respiratoires sur le ventilateur et maintenez-la entre 15 et 22 mmHg et relâchez-la une fois terminée.
- Une fois tout l’air évacué, retirez le drain thoracique tout en fermant la plaie à l’aide de la suture du cordon de bourse. Appliquez de la colle adhésive localement pour couvrir l’incision sternale.
- Approchez le sternum avec des sutures non résorbables en utilisant un motif en huit. Administrer 1 mg/kg de bupivacaïne par voie intramusculaire sur toute la longueur de l’incision.
- Soins postopératoires après la chirurgie
- Sevrez progressivement l’animal du ventilateur au fur et à mesure que l’incision cutanée se ferme. Assurez-vous que l’animal est capable de respirer spontanément et de protéger ses réflexes avant de le déconnecter de l’équipement d’anesthésie.
- Retirez la sonde endotrachéale après avoir confirmé que l’animal est capable de protéger ses voies respiratoires. Couvrir l’incision cutanée avec un pansement stérile et non adhérent incorporé dans une pommade antibiotique pour minimiser l’infection du site opératoire.
- Continuez à surveiller les signes vitaux, y compris la fréquence cardiaque, la fréquence respiratoire et la température corporelle, toutes les 15 minutes jusqu’à ce que l’animal soit capable de maintenir sa position sans aide.
- Assurez-vous que l’animal n’est pas laissé sans surveillance jusqu’à ce qu’il soit capable de soulever et de tenir sa tête haute et qu’il puisse se tenir debout sans aide. Administrer le méloxicam à une dose de 0,2 mg/kg par voie sous-cutanée avant de transporter l’animal à l’unité de récupération.
- Transporter l’animal à l’unité de récupération lorsque l’animal est stable. Conservez le pansement du site chirurgical sur l’incision jusqu’au 3e jour postopératoire. Remplacez le pansement s’il est souillé.
- Continuez à surveiller le niveau de douleur, l’incision cutanée et le bien-être général de l’animal pendant les 5 premiers jours suivant la chirurgie. Administrer une demi-dose de méloxicam (0,1 mg/kg) au besoin une fois par jour pour les accès douloureux paroxystiques.
- Hébergez l’animal pendant les 5 premiers jours après la chirurgie pendant que l’incision guérit pour réduire le risque d’infection du site opératoire par un autre animal. Remettre l’animal dans un logement de groupe après 5 jours.
- Signalez toute complication ou tout changement dans l’état de l’animal (fièvre, ascite, perte de poids, inappétence, etc.) au vétérinaire ou au personnel approprié.
3. Coronarographie par accès fémoral
- Fixez l’animal sur la table d’opération dans le décubitus dorsal. Amorcer la ventilation mécanique à raison de 10 à 15 respirations par minute. Réglez l’oxygène à 2-4 L/min, l’isoflurane à 1 % et 4 %, au besoin pour maintenir un plan d’anesthésie profond.
- Placez des électrodes ECG sur le membre de l’animal pour surveiller le rythme cardiaque. Évaluez la profondeur de l’anesthésie chez l’animal. Considérez l’animal profondément anesthésié en l’absence du réflexe de l’œil ou de la mâchoire.
- Nettoyez la poitrine et le cou avec un gommage à la povidone iodée, puis drapez l’animal avec des serviettes.
- Accéder à l’artère fémorale par une coupe chirurgicale et exposer l’artère et la veine fémorales. Faire une incision longitudinale de 1 à 2 mm avec une lame n° 11 dans l’artère fémorale et canuler l’artère à l’aide d’une gaine introductrice 11 Fr dans la lumière du vaisseau.
- Après avoir obtenu l’accès, avancez le cathéter pour effectuer une coronarographie afin d’évaluer la perméabilité anatomique du greffon LIMA-LAD.
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Representative Results
Après la revascularisation, une coronarographie est réalisée pour évaluer la sténose du DAL (supérieure à 80 %) et la perméabilité du greffon LIMA-DAL (Figure 1). Quatre semaines après la chirurgie de revascularisation et la mise en place du patch de collagène chargé d’exosomes, une IRM cardiaque est réalisée pour évaluer la fonction systolique et diastolique du cœur au repos et en situation de stress à l’aide d’une perfusion de dobutamine à faible dose à 5 g/kg/min. La fonction systolique est analysée en mesurant le pourcentage d’épaisseur de paroi (épaisseur de paroi à la fin de la systole - épaisseur de la paroi à la fin de la diastole). La fonction diastolique est analysée en mesurant le taux de remplissage maximal sur le volume diastolique final (PFR/EDV ; Figure 2). Une imagerie de contraste retardé a été réalisée pour confirmer l’absence d’infarctus du myocarde dans le territoire LAD. Si un infarctus dans la région de la DAL est présent, il est probablement dû à l’artère obstruée secondaire à la thrombose causée par le constricteur. L’absence d’anomalies régionales du mouvement de la paroi démontre l’absence de phénotype d’hibernation.
À faible dose de perfusion de dobutamine, les animaux HIB présentent une diminution significative de la fonction diastolique, mesurée par PFR/EDV, par rapport au groupe témoin (5,5 ± 0,8 vs 6,9 ± 1,5, respectivement, p < 0,05). Le groupe PAC montre une tendance à l’amélioration du PFR/EDV par rapport au groupe HIB (6,3 ± 0,9 vs 5,5 ± 0,8, respectivement, p = 0,06). Cependant, le groupe PAC + CSM présente une augmentation significative du PFR/EDV par rapport au groupe HIB (6,6 ± 1,1 vs 5,5± 0,8, respectivement, p = 0,03 ; Figure 3). L’IRM cardiaque a été utilisée pour confirmer l’absence de nécrose et de perméabilité du pontage de l’artère mammaire interne gauche (LIMA) à l’artère descendante antérieure gauche (DAL) distal à la zone de sténose18.
Au repos, le PAC + groupe CSM n’altère pas la fonction systolique régionale (mesurée par le pourcentage d’épaisseur de la paroi) par rapport au PAC seul (26,3 % ± 7,0 % vs 34,9 % ± 6,3 % ; p = 0,19). En cas de stress, le groupe PAC + CSM montre une amélioration significative de la fonction systolique régionale par rapport au PAC seul (78,3 % ± 19,6 % vs 39,2 % ± 5,6 % ; p = 0,05)12 (Figure 4).
Lors de l’autopsie, des dilatateurs coronaires de taille appropriée ont été utilisés pour assurer la sténose du DAL et la perméabilité LIMA. Le myocarde a été inspecté grossièrement pour s’assurer que la viabilité des tissus est présente dans toutes les régions, en particulier dans la région ischémique. La coloration au chlorure de triphényltétrazolium (TTC) a confirmé l’absence de cicatrice.
Graphique 1. Angiographie cardiaque démontrant l’anatomie. L’angiographie coronarienne montre une sténose de >80 % de l’artère DAL proximale et une anastomose patente du greffon LIMA-LAD. Abréviations : LIMA = artère mammaire interne gauche, DAL = descendante antérieure gauche Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Graphique 2. Évaluation de la relaxation diastolique, de la fonction contractile globale et de la viabilité à l’aide de l’IRM cardiaque. (A) Relaxation diastolique : relation entre le volume ventriculaire gauche (VG) au cours d’un cycle cardiaque. L’axe des x est le temps en s ; L’axe des y est le volume du ventricule gauche en mL. La ligne rouge indique le taux de remplissage maximal (taux le plus rapide auquel le VG augmente le volume). Le PFR est normalisé au volume de fin de diastolique de l’animal (PFR/EDV) pour tenir compte de la variance de taille entre les animaux. (B) Fonction contractile globale : déformation circonférentielle segmentaire (déformation circulatoire) pendant le cycle cardiaque (axe des x : temps en ms ; axe des y : variation en pourcentage de la longueur circonférentielle du segment du ventricule gauche par rapport à la mesure de fin de la diastolique). La déformation circonférentielle maximale est représentée par la valeur la plus négative du cycle. (C) Image IRM cardiaque représentative de la distribution de la DAL : La distribution de la DAL est surlignée en rouge et représente la paroi antéroseptale. Il n’y avait aucune preuve d’infarctus basée sur un contraste accru du gadolinium sur les vues à 4 chambres (D) sur l’axe long et (E) sur l’axe court. Abréviations : LV = ventricule gauche/ventriculaire ; LAD = descendant antérieur gauche ; IRM = imagerie par résonance magnétique. Cette figure a été modifiée de 6. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Graphique 3. Évaluation IRM du taux de remplissage maximal/volume diastolique final. La fonction diastolique, mesurée par PFR/EDV, a été comparée entre quatre groupes (témoin, HIB, PAC et PAC + CSM). Au repos, PFR/EDV est comparable entre quatre groupes d’animaux. Cependant, en cas de stress avec perfusion de dobutamine à faible dose (5 g/kg/min), le groupe HIB a montré une diminution significative du PFR/EDV par rapport au groupe témoin (p < 0,05) avec une tendance à l’amélioration dans le groupe PAC (p = 0,06) et une augmentation significative dans le groupe PAC + CSM (p < 0,05). Les analyses statistiques ont été effectuées à l’aide d’un test d’analyse de variance à un facteur (ANOVA). ±Abréviations : PAC = pontage aortocoronarien, PFR = taux de remplissage maximal, EDV = volume diastolique final ; IRM = Imagerie par résonance magnétique, MSC = Cellules souches mésenchymateuses, SD = Écart-type. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Graphique 4. Évaluation par IRM de la fonction systolique régionale par épaississement de la paroi. Le traitement par patch MSC montre une amélioration de la fonction cardiaque régionale par rapport au patch fictif. (A) La fonction systolique régionale, mesurée par le pourcentage d’épaississement de la paroi, ne s’améliore pas significativement au repos avec le traitement par patch MSC (n = 6) par rapport au placebo (n = 6). (B) En cas de stress avec une perfusion de dobutamine à faible dose (5 g/kg/min), il y a une amélioration significative de la fonction systolique régionale après le traitement avec le patch MSC par rapport aux animaux fictifs (P<,05). des analyses statistiques ont été effectuées à l’aide du test de Mann-Whitney. Les barres horizontales indiquent l’écart-type moyen. *P<.05. Abréviations : MSC = Cellules souches mésenchymateuses. Cette figure a été modifiée par rapport à 12. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Tableau supplémentaire 1. Aperçu des procédures et calendrier de chaque procédure. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.
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Discussion
Cette étude présente le premier modèle porcin de myocarde ischémique chronique, dans lequel il a été démontré que le traitement avec un patch de collagène chargé d’exosomes dérivé de CSM pendant la revascularisation chirurgicale récupère la fonction diastolique et systolique lors de la stimulation inotrope, potentiellement en ciblant la récupération mitochondriale. Auparavant, il a été démontré que dans un grand modèle animal de HIB, la fonction diastolique et systolique, mesurée par IRM cardiaque, reste altérée et ne s’améliore que légèrement avec la revascularisation sans récupération complète 6,19. Le dysfonctionnement s’est produit malgré la fraction d’éjection ventriculaire gauche préservée. Ces résultats imitent avec précision l’expérience clinique observée chez les patients atteints de myocarde ischémique chronique dans un territoire de vaisseau unique avec une fonction ventriculaire gauche préservée.
Il existe plusieurs défis critiques et techniques lors de la chirurgie de revascularisation, en particulier dans le cadre d’une thoracotomie antérieure. Une lésion cardiovasculaire à l’entrée sternale est un risque car le péricarde a déjà été percé et des adhérences peuvent être présentes. La sternotomie peut causer des lésions cardiaques en raison de la proximité ou de l’adhérence au sternum. Ce risque peut être atténué par l’utilisation d’une scie oscillante, dont il a été démontré qu’elle favorise une rentrée sternale sans incident.
Un aspect clé pour obtenir un PAC réussi est la qualité du greffon. La récolte méticuleuse de LIMA est un aspect technique important pour réussir un PAC de haute qualité et est associée à une meilleure perméabilité du greffon. LIMA peut être récolté selon deux techniques : pédiculée et squelettée. La technique pédiculée comprend la dissection du LIMA du sternum ainsi que de ses veines, de ses fascias, de sa graisse et de ses lymphatiques. La technique squelettée consiste à disséquer la LIMA sans aucun tissu environnant, et donc à ne donner que20 à l’artère. Dans ce modèle, la technique de squelettisation a été mise en œuvre car elle peut minimiser l’ischémie sternale et le greffon est plus long qu’un LIMA20 pédiculé. LIMA est une structure délicate, tout étirement excessif, serrage ou clips mal placés peut entraîner des lésions vasculaires et des résultats insatisfaisants. Pendant la dissection, l’embout de cautérisation doit être utilisé avec prudence et à basse tension. Lors de la séparation de l’artère de ses branches perforantes, le côté LIMA des branches est coupé à l’aide d’hémopercentes. Il faut veiller à ne pas cautériser les clips car cela peut entraîner un rétrécissement du conduit. Confirmez le flux pulsatile avant la greffe.
Assurez-vous que des quantités raisonnables d’anesthésie et de paralysie sont maintenues pour minimiser les mouvements pendant la chirurgie, en particulier lors de la couture de l’anastomose. Il est crucial d’utiliser les doses appropriées de lidocaïne et d’héparine (200-300 unités/kg) pour éliminer le risque d’arythmie et de thrombose, respectivement. Une deuxième dose de lidocaïne peut être indiquée si l’animal présente des arythmies pendant la chirurgie. L’utilisation d’un cathéter artériel fémoral permet une surveillance hémodynamique continue. Lors de l’anastomose, il est utile de placer 1 à 2 éponges chirurgicales derrière le cœur ou de placer des sutures de chaque côté du péricarde pour soulever le ventricule gauche vers le haut. Dans ce modèle, nous utilisons des rubans silastiques et le stabilisateur tissulaire qui utilise la pression d’aspiration pour immobiliser efficacement le site cible. Une légère baisse de la pression artérielle en plus de la dépression du segment ST sur l’ECG peut être notée une fois le stabilisateur placé et le cœur soulevé. Ces dérangements hémodynamiques sont généralement bien tolérés sans nécessiter d’interventions. Dans les situations où l’instabilité hémodynamique est importante, une dose de phényléphrine (5-20 μg/kg) par voie intraveineuse peut être administrée pour augmenter la pression artérielle. Si l’instabilité hémodynamique met la vie en danger, une dose d’épinéphrine (0,1 μg/kg ; diluée 1 :10 000) peut être administrée par voie intraveineuse comme médicament de secours d’urgence. Une fois que le DAL est exposé avec une lame de castor, une artériotomie est réalisée avec une lame de 11 lames et complétée avec des ciseaux microchirurgicaux. Il faut faire attention à ne pas blesser la paroi postérieure du DAL pendant cette manœuvre. Il est essentiel de garder le site de l’artériotomie non exsangue pendant le PAC sans pompe pour permettre une suture précise et plusieurs techniques ont été décrites, notamment l’irrigation intermittente avec une solution saline, l’utilisation d’un ventilateur de CO2 et les shunts coronaires intraluminaux21. Dans cette étude, le ventilateur de CO2 ainsi qu’un shunt coronaire intraluminal de taille appropriée ont été utilisés, car les deux sont couramment utilisés dans les opérations de PAC sans pompe. Une complication potentiellement mortelle du brumisateur de CO2 est une embolie gazeuse. Cependant, le risque d’embolie gazeuse peut être annulé en utilisant un shunt coronaire, qui peut agir comme une barrière physique dans l’artériotomie. De plus, l’utilisation d’un shunt coronaire aide à garder le champ opératoire sans effusion de sang, ce qui permet d’utiliser un débit de gaz plus faible et minimise davantage le risque d’embolie gazeuse. Les shunts améliorent également la précision technique de l’anastomose et préviennent les blessures accidentelles à la paroi arrière de l’artère lors de la suture22.
Dans ce modèle porcin bien établi, une technique sans pompe plutôt qu’avec pompe pendant le PAC a été utilisée. L’avantage d’utiliser cette technique, au lieu de la pompe à pompe, est de minimiser le temps opératoire et d’éviter la canulation centrale de l’aorte et de l’oreillette droite avec héparinisation complète. De plus, il aide à une récupération plus rapide de l’animal après la chirurgie en réduisant le risque de saignement postopératoire et/ou de temponade cardiaque. Il s’agit d’avantages présumés basés sur l’expérience clinique des patients subissant un PAC sur et hors pompe.
Ce patch de collagène chargé d’exosomes est nouveau en ce sens qu’il peut être quantifié et fixé chirurgicalement à la région d’ischémie qui a été revascularisée. Cela permet une libération prolongée des exosomes du patch sur plusieurs jours, ce qui entraîne un traitement continu et direct de la région ischémique. L’histopathologie du tissu en hibernation 4 semaines après le traitement par PAC et exosome a démontré une absence de réponse inflammatoire du myocarde au patch lui-même, bien qu’une certaine inflammation ait été notée au site des sutures, comme en témoigne la coloration des cellules inflammatoires. Bien qu’une variété de méthodes aient été suggérées pour l’administration d’exosomes dans le myocarde, des techniques courantes telles que l’injection directe d’exosomes entraînent une faible rétention du produit thérapeutique dans la zone lésée, car jusqu’à 90 % des exosomes sont emportés ou dispersés après l’injection23. L’analyse de la rétention des exosomes après l’injection a été effectuée jusqu’à 3 heures après l’injection et a montré des diminutions significatives de la teneur en exosomes24. Les exosomes sont faciles à isoler et ont plus de flexibilité dans les conditions de stockage sur de longues périodes, ce qui présente une opportunité pour des produits prêts à l’emploi qui peuvent être utilisés dans le cadre de soins aigus, ce qui les rend plus transposables aux patients.
Cette étude comporte plusieurs limites, notamment l’âge et le sexe des animaux. Compte tenu des limites chirurgicales et logistiques, des considérations relatives au bien-être animal et à la sécurité du personnel, seules les femelles porcines juvéniles ont été étudiées. Bien que le pontage aortocoronarien ajoute à la complexité du modèle, il s’agissait d’une intervention nécessaire car d’autres interventions moins invasives (intervention coronarienne percutanée ou ICP) ne permettraient pas d’ouvrir la région sténosée du DAL en raison de la nature rigide du constricteur18. De plus, ce modèle de sténose d’un seul vaisseau sans comorbidité ne simule pas entièrement l’étendue et les effets de l’athérosclérose coronarienne de longue date telle qu’elle est observée dans la population humaine. Les études futures se concentreront sur l’utilisation d’un modèle de maladie multivasculaire du myocarde en hibernation en plaçant chirurgicalement le constricteur sur l’artère circonflexe et le DAL. Cependant, ce modèle de maladie à deux vaisseaux entraînerait un myocarde en hibernation avec une fraction d’éjection réduite. La mortalité animale augmenterait probablement, et la revascularisation chirurgicale est plus complexe et nécessite un pontage sur pompe. À l’avenir, s’il y avait des problèmes avec les applications pratiques du type patch, d’autres options de matériaux d’échafaudage seront explorées, telles que la matrice extracellulaire décellularisée ou une autre forme d’hydrogels.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par le VA Merit Review #I01 BX000760 (RFK) des États-Unis (U.S.) Département des anciens combattants BLR&D et Département des anciens combattants des États-Unis subvention #I01 BX004146 (TAB). Nous remercions également l’Institut de cardiologie Lillehei de l’Université du Minnesota pour son soutien. Le contenu de cet ouvrage ne représente pas les points de vue du Département des anciens combattants des États-Unis du gouvernement des États-Unis.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 5 Ethibond | Ethicon | MG46G | Suture |
| # 40 clipper blade | Oster | 078919-016-701 | Remove hair from surgery sites |
| 0 Vicryl | Ethicon | J208H | Suture |
| 1 mL Syringe | Medtronic/Covidien | 1188100777 | Administer injectable agents |
| 1" medical tape | Medline | MMM15271Z | Secure wound dressing and IV catheters |
| 1000mL 0.9% Sodium chloride | Baxter | 2B1324X | IV replacement fluid |
| 12 mL Syringe | Medtronic/Covidien | 8881512878 | Administer injectable agents |
| 18 ga needles | BD | 305185 | Administration of injectable agents |
| 20 ga needles | BD | 305175 | Administration of injectable agents |
| 20 mL Syringe | Medtronic/Covidien | 8881520657 | Administer injectable agents |
| 2-0 Vicryl | Ethicon | J317H | Suture |
| 250 mL 0.9% saline | Baxter | UE1322D | Replacement IV Fluid |
| 3 mL Syinge | Medtronic/Covidien | 1180300555 | Administer injectable agents |
| 3-0 Vicryl | Ethicon | VCP824G | Suture |
| 36” Pressure monitoring tubing | Smith’s Medical | MX563 | Connect art. Line to transducer |
| 4.0 mm ID endotracheal tube | Medline | DYND43040 | Establish airway for Hibernation |
| 4-0 Tevdek II Strands | Deknatel | 7-922 | Suture to secure constrictor around LAD |
| 48” Pressure monitoring tubing | Smith’s Medical | MX564 | Connect art. Line to transducer |
| 500mL 0.9% Sodium chloride | Baxter | 2B1323Q | Drug delivery, Provide mist for Blower Mister |
| 6 mL Syringe | Medtronic/Covidien | 1180600777 | Administer injectable agents |
| 6.0 mm ID endotracheal tube | Mallinckrodt | 86049 | Establish airway for Revasc,MRI and Termination |
| 6.5 mm ID endotracheal tube | Medline | DYND43065 | Establish airway for Revasc,MRI and Termination |
| 6” pressure tubing line | Smith’s Medical | MX560 | Collect bone marrow |
| 60 mL Syringe | Medtronic/Covidien | 8881560125 | Administer injectable agents |
| 7.0 mm ID endotracheal tube | Medline | DYND43070 | Establish airway for Revasc,MRI and Termination |
| 7-0 Prolene | Ethicon | M8702 | Suture |
| Advanced DMEM (1X) | ThermoFisher Scientific | 12491023 | |
| Alcohol Prep pads | MedSource | MS-17402 | Skin disinfectant |
| Amicon Ultra-15 Centrifugal Filter Unit | Millipore Sigma | UFC910024 | |
| Anesthesia Machine | Drager | Fabious Trio | maintains general anesthesia |
| Anesthesia Machine + ventilator | DRE Drager- Fabius Tiro | DRE0603FT | Deliver Oxygen and inhalant to patient |
| Anesthesia Monitor | Phillips Intellivue | MP70 | Multiparameter for patient safety |
| Arterial Line Kit | Arrow | ASK-04510-HF | Femoral catheter for blood pressure monitoring |
| Artificial Tears | Rugby | 0536-1086-91 | Lubricate eyes to prevent corneal drying |
| Bair Hugger | 3M | Model 505 | Patient Warming system |
| Basic pack | Medline | DYNJP1000 | Sterile drapes and table cover |
| Blood Collection Tubes- green top | Fisher Scientific | 02-689-7 | Collect microsphere blood samples |
| Blower Mister Kit | Medtronic/Covidien | 22120 | Clears surgical field for vessel anastomosis |
| BODIPY TR Ceramide | ThermoFisher Scientific | D7540 | |
| Bone marrow needle- 25mm 15 ga IO needle | Vidacare | 9001-VC-005 | Collect bone marrow |
| Bone Wax | Medline | ETHW31G | Hemostasis of cut bone |
| Bovie Cautery hand piece | Covidien | E2516 | Hemostasis |
| Bupivicaine | Pfizer | 00409-1161-01 | Local Anesthetic |
| Buprenorphine 0.3 mg/mL | Sigma Aldrich | B9275 | Pre operative Analgesic for survivial procedures |
| Cell Scrapers | Corning | 353085 | |
| Cephazolin 1 gr | Pfizer | 00409-0805-01 | Antibiotic |
| Chest Tube | Covidien | 8888561043 | Evacuates air from chest cavity |
| Cloroprep | Becton Dickenson | 260815 | Surgical skin prep |
| CPT tube | BD | 362753 | MSC isolation from bone marrow |
| Delrin Constrictor | U of MN | Custom made | Creates stenosis of LAD |
| Dermabond | Ethicon | DNX12 | Skin adhesive |
| DMEM (1X) Dulbecco's Modified Eagle Medium, HEPES | ThermoFisher Scientific | 12430062 | |
| Dobutamine 12.5 mg/mL | Pfizer | 00409-2344-01 | Increases blood pressure and heart rate during the second microsphere blood collection |
| ECG Pads | DRE | 1496 | Monitor heart rhythm |
| Exosome-Depleted FBS | ThermoFisher Scientific | A2720801 | |
| Falcon Disposable Polystyrene Serological Pipets, Sterile, 10mL | Fisher Scientific | 13-675-20 | |
| Femoral and carotid introducer | Cordis- J&J | 504606P | femoral and carotis cannulas |
| Fetal Bovine Serum, Heat Inactivated, Gibco FBS | ThermoFisher Scientific | 16140089 | |
| Flo-thru 1.0 | Baxter | FT-12100 | used to anastomos LIMA to L |
| Flo-thru 1.25 | Baxter | FT-12125 | FT-12125 |
| Flo-thru 1.5 | Baxter | FT-12150 | FT-12150 |
| Flo-thru 2.0 | Baxter | FT-12200 | FT-12200 |
| GlutaMAX Supplement | ThermoFisher Scientific | 35050061 | |
| Hair Clipper | Oster | 078566-011-002 | Remove hair from surgery sites |
| Helistat collagen sponge | McKesson | 570973 1690ZZ | Sponge for embedding exosomes |
| Heparin | Pfizer | 0409-2720-03 | anticoaggulant |
| Histology Jars | Fisher Scientific | 316-154 | Formalin for tissue samples |
| HyClone Characterized Fetal Bovine Serum (FBS) | Cytiva | SH30071.03 | |
| Hypafix | BSN Medical | 4210 | Secure wound dressing and IV catheters |
| Isoflurane | Sigma Aldrich | CDS019936 | General Anesthestic- Inhalant |
| IV Tubing for Blower Mister | Carefusion | 42493E | Adapts to IV Fluids for Blower/Mister |
| Jelco 18 ga IV catheter | Smiths medical | 4054 | IV access in Revasc, MRI and Term |
| Lidocaine 2% | Pfizer | 00409-4277-01 | Local Anesthetic/ antiarrthymic |
| Ligaclips | Ethicon | MSC20 | Surgical Staples for LIMA takedown |
| Long blade for laryngoscope | DRE | 12521 | Allows for visualization of trachea for intubation |
| Meloxicam 5 mg/mL | Boehringer Ingelheim | 141-219 | Post operative Analgesic |
| Microsphere pump | Collect blood samples from femoral introducer | ||
| Monopolar Cautery | Covidien | Valleylab™ FT10 | Hemostasis |
| Nanosight NS 300 | Malvern Panalytical | MAN0541-03-EN | |
| NTA 3.1.54 software | Malvern Panalytical | MAN0520-01-EN-00 | |
| OPVAC Synergy II | Terumo Cardiovascular System | 401-230 | Heart positioner and Stabilizer |
| Oxygen Tank E cylinder | various | various | Used for Blower Mister if anesthesia machine doesn't have auxiliary flow meter |
| PBS, pH 7.2 | ThermoFisher Scientific | 20012050 | |
| Penicillin-Streptomycin-Neomycin (PSN) Antibiotic Mixture | ThermoFisher Scientific | 15640055 | |
| Pigtail 145 catheter 6 French | Boston Scientific | 08641-41 | Measure LV pressures |
| Pressure Transducer | various | Must adapt to anesthesia monitor | Monitor direct arterial pressures |
| Propofol | Diprivan | 269-29 | Induction agent |
| Roncuronium | Mylan | 67457-228-05 | Neuromuscular blocking agent |
| SR Buprenorphine 10 mg/mL | Abbott Labs | NADA 141-434 | Post operative Analgesic |
| Sterile Saline 20 mL | Fisher Scientific | 20T700220 | Flush for IV catheters |
| Sternal Saw/ Necropsy Saw | Thermo Fisher | 812822 | Used to open chest cavity |
| Stop Cocks | Smith Medical | MX5311L | 2 to connect to pig tail |
| Succinylcholine 20 mg/mL | Pfizer | 00409-6629-02 | Neuromuscular blocking agent |
| Suction tubing | Medline | DYND50223 | |
| Suction Container | Medline | DYNDCL03000 | |
| Surgery pack with chest retractor | various | See pack list | Femoral cut down and median sternotomy |
| Surgical Instruments | various | See pack list | Femoral and carotid cutdowns and sternotomy |
| Surgical Spring Clip | Applied Medical | A1801 | Clamp end of LIMA after takedown |
| Syringe pump | Harvard | Delivers IV Dobutamine infusion | |
| SYTO RNASelect Green Fluorescent cell Stain - 5 mM Solution in DMSO | Millipore Sigma | S32703 | |
| Telazol 100 mg/mL | Fort Dodge | 01L60030 | Pre operative Sedative |
| Telpha pad | Covidien | 2132 | Sterile wound dressing |
| Timer | Time collection of blood samples | ||
| Total Exosome Isolation Reagent (from cell culture media) | ThermoFisher Scientific | 4478359 | |
| TPP Tissue Culture Flask, T75, Filter Cap w/ 0.22uM PTFE | ThermoFisher Scientific | TP90076 | |
| Triple Antibiotic Ointment | Johnson & Johnson | 23734 | Topical over wound |
| Vicryl mesh | Ethicon | VKML | Patch for epicardial cell application |
| Vortex | Mix microspheres | ||
| Xylazine 100 mg/mL | Vedco | 468RX | Pre operative Sedative/ analgesic |
References
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