Summary
Diese Studie stellt ein chirurgisches Schweinemodell der chronischen Myokardischämie aufgrund einer progressiven Koronararterienstenose vor, die zu einer Beeinträchtigung der Herzfunktion ohne Infarkt führt. Nach einer Ischämie werden die Tiere einer Bypass-Transplantation außerhalb der Pumpe unterzogen, bei der ein mit Stammzellen gewonnenes Exosomen-beladenes Kollagenpflaster epikardial platziert wird. Diese Zusatztherapie verbessert die Myokardfunktion und die Genesung.
Abstract
Chronische Myokardischämie infolge einer progressiven Koronararterienstenose führt zu einem überwinternden Myokard (HIB), definiert als Myokard, das sich an eine verringerte Sauerstoffverfügbarkeit anpasst, indem es die Stoffwechselaktivität reduziert und so irreversible Kardiomyozytenverletzungen und Infarkte verhindert. Dies unterscheidet sich vom Myokardinfarkt, da HIB das Potenzial für eine Genesung mit Revaskularisation hat. Patienten mit signifikanter koronarer Herzkrankheit (KHK) leiden unter chronischer Ischämie, wodurch sie einem Risiko für Herzinsuffizienz und plötzlichen Tod ausgesetzt sind. Der chirurgische Standardeingriff bei schwerer KHK ist die Bypass-Operation der Koronararterien (CABG), aber es hat sich gezeigt, dass es sich um eine unvollkommene Therapie handelt, aber es gibt keine Zusatztherapien, um Myozyten wiederherzustellen, die an chronische Ischämie angepasst sind. Um diese Lücke zu schließen, wurde ein chirurgisches Modell von HIB mit Schweinen verwendet, das für CABG geeignet ist und das klinische Szenario nachahmt. Das Modell umfasst zwei Operationen. Bei der ersten Operation wird ein 1,5 mm starrer Constrictor an der linken vorderen absteigenden Arterie (LAD) implantiert. Während das Tier wächst, verursacht der Constrictor allmählich eine signifikante Stenose, die zu einer verminderten regionalen systolischen Funktion führt. Sobald die Stenose 80% erreicht, werden der Myokardfluss und die Funktion beeinträchtigt, wodurch eine HIB entsteht. Anschließend wird eine Off-Pump-CABG mit der linken inneren Brustarterie (LIMA) durchgeführt, um die ischämische Region zu revaskularisieren. Das Tier erholt sich einen Monat lang, um eine optimale Verbesserung des Myokards vor der Tötung zu ermöglichen. Dies ermöglicht physiologische und Gewebestudien verschiedener Behandlungsgruppen. Dieses Tiermodell zeigt, dass die Herzfunktion trotz CABG beeinträchtigt bleibt, was auf die Notwendigkeit neuartiger ergänzender Interventionen hindeutet. In dieser Studie wurde ein Kollagenpflaster entwickelt, das mit mesenchymalen Stammzellen (MSC)-abgeleiteten Exosomen eingebettet ist und chirurgisch auf die epikardiale Oberfläche distal der LIMA-Anastomose aufgebracht werden kann. Das Material passt sich dem Epikard an, ist resorbierbar und bildet das Gerüst für die verzögerte Freisetzung von Signalfaktoren. Diese regenerative Therapie kann die Erholung des Myokards stimulieren, die nicht nur auf die Revaskularisierung reagiert. Dieses Modell lässt sich auf den klinischen Bereich übertragen, indem es physiologische und mechanistische Untersuchungen zur Genesung von HIB ermöglicht.
Introduction
Weltweit sind über hundert Millionen Patienten von schwerer KHK betroffen, und obwohl die Sterblichkeitsrate gesunken ist, bleibt sie eine der häufigsten Todesursachen 1,2. CAD hat ein breites klinisches Spektrum von Myokardinfarkt (MI) bis hin zu Ischämie mit erhaltener Lebensfähigkeit. Die meisten präklinischen Forschungen konzentrieren sich auf MI, das durch das Vorhandensein von infarktiertem Gewebe gekennzeichnet ist, wie es in kleinen und großen Tiermodellen untersucht werden kann. Dieses Modell richtet sich jedoch nicht an Patienten mit erhaltener Lebensfähigkeit, die für eine Revaskularisierung zugänglich sind. Die meisten Patienten, die sich einer CABG unterziehen, haben eine verminderte Blutversorgung und eine eingeschränkte Funktion, während die Variabilität der kontraktilen Reserve und Lebensfähigkeit erhaltenbleibt 3. Ohne Behandlung können diese Patienten zu fortgeschrittener Herzinsuffizienz und plötzlichem Tod führen, insbesondere bei erhöhter Arbeitsbelastung4. Bei diesen Patienten ist die Koronararterien-Bypass-Transplantation (CABG) eine wirksame Therapie, führt jedoch möglicherweise nicht zu einer vollständigen funktionellen Wiederherstellung5. Wichtig ist, dass sich die diastolische Dysfunktion, die ein Marker für schlechtere klinische Ergebnisse ist, nach der Revaskularisierung nicht erholt, was auf die Notwendigkeit neuartiger adjuvanter Therapien während der CABGhindeutet 6,7. Derzeit gibt es keine klinisch verfügbaren adjuvanten Interventionen, die mit CABG verwendet werden, um Kardiomyozyten wieder voll funktionsfähig zu machen. Dies ist eine große therapeutische Lücke, da viele Patienten trotz entsprechender Revaskularisierung zu fortgeschrittener Herzinsuffizienz fortschreiten8.
Es wurde ein innovatives Schweinemodell der chronischen Myokardischämie entwickelt, das für CABG geeignet ist, um die klinische CAD-Erfahrung nachzuahmen9. Schweine sind ein gutes Modell für Herzerkrankungen gegenüber anderen Großtieren, da sie keine epikardialen Brückenkollateralen haben, so dass eine Stenose der LAD allein zu einer regionalen Ischämie führt10. In dieser Studie wurden 16 Wochen alte weibliche Yorkshire-Landrasse-Schweine verwendet. In diesem Modell wurde die LAD mit Off-Pump-CABG unter Verwendung des linken inneren Brustarterientransplantats (LIMA) revaskularisiert (Ergänzende Tabelle 1). Eine perkutane Koronarintervention (PCI) ist nicht möglich, um die Stenose zu öffnen, da der Konstriktor ein starres Gerät ist. Die kardiale Magnetresonanztomographie (MRT) wird verwendet, um die globale und regionale Funktion, die koronare Anatomie und die Lebensfähigkeit des Gewebes zu beurteilen. Die kardiale MRT-Analyse zeigte, dass die diastolische Funktion, die durch die maximale Füllrate (PFR) gekennzeichnet ist, trotz CABG6 beeinträchtigt bleibt. Der Mechanismus der diastolischen Dysfunktion hängt wahrscheinlich mit einer gestörten mitochondrialen Bioenergetik und Kollagenbildung in HIB zusammen, die nach CABG11 bestehen bleiben.
Mesenchymale Stammzellen (MSC) liefern therapeutische Signale über Exosomen, um die Erholung des Myokards zu verbessern, wenn sie während der CABG angewendet werden. In diesem Schweinemodell und parallelen In-vitro-Studien wurde gezeigt, dass die Platzierung eines epikardialen MSC-Vicryl-Pflasters während der CABG die kontraktile Funktion mit einem Anstieg der wichtigsten mitochondrialen Proteine, nämlich PGC-1α12, einem wichtigen Regulator des mitochondrialen Energiestoffwechsels, wiederherstellt13. Das In-vitro-Modell ermöglichte es uns, den Signalmechanismus von MSCs auf eine beeinträchtigte mitochondriale Funktion zu untersuchen. Exosomen sind sezernierte stabile Mikrovesikel (50-150 nm), die Proteine oder Nukleinsäuren enthalten, einschließlich microRNA (miRNA)14. Jüngste In-vitro-Daten deuten darauf hin, dass MSC-abgeleitete Exosomen ein wichtiger Signalmechanismus sind, der für die Wiederherstellung der mitochondrialen Atmung notwendig ist.
Aus Stammzellen gewonnene Exosomen sind vielversprechende Zusatztherapeutika, da sie leicht zugänglich sind, kommerziell hergestellt werden können und keine ethischen Konflikte aufweisen. Unter Berücksichtigung der klinischen Translation wurde ein Kollagenpflaster erstellt, das in MSC-abgeleitete Exosomen eingebettet ist und chirurgisch an die Überwinterungsregion des Myokards genäht werden kann. Es wurde gezeigt, dass dieses Pflaster eine anhaltende Abgabe von Exosomen bewirkt und eine zellfreie regenerative Therapie mit parakrinen Signalmechanismen bietet, die auf die mitochondriale Erholung abzielt und die mitochondriale Biogenese verbessert15. Dieses Verfahren bietet das präklinische Modell, um die Auswirkungen von MSC-abgeleiteten Therapien zur Verbesserung der Herzfunktion durch Verbesserung der Mitochondrienfunktion und Verringerung der Entzündung zum Zeitpunkt der Revaskularisierung zu untersuchen und die Myozytenanpassungen an chronische Ischämie umzukehren.
In dieser Studie wird eine chirurgische Methode der Off-Pump-CABG unter Verwendung der LIMA-zu-LAD-Anastomose gezeigt, um den Bereich der proximalen LAD-Stenose zu umgehen, die die Standardbehandlung für Patienten mit KHK nachahmt. Als Zusatztherapie mit CABG wurde die chirurgische Anwendung eines MSC-abgeleiteten Exosomen-eingebetteten Kollagenpflasters auf der ischämischen Region des Myokards demonstriert. Dieses chirurgische Modell kann verwendet werden, um die physiologischen Reaktionen auf den parakrinen Effekt zu untersuchen, der bei der Verwendung eines Exosomenpflasters beobachtet wird, sowie die molekularen Mechanismen der Genesung.
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Protocol
Die Institutional Animal Care and Use Committees (IACUC) des Minneapolis VA Medical Center und der University of Minnesota haben alle Tierversuche genehmigt. Die aktuellen Richtlinien der National Institutes of Health (NIH) für die Verwendung und Pflege von Labortieren wurden befolgt.
1. Isolierung mesenchymaler Stammzellen und Präparation und Charakterisierung von Exosomen
- Isolierung von mesenchymalen Stammzellen (MSCs) aus dem Knochenmark
- Entnehmen Sie 30-50 ml steriles Knochenmark aus dem Brustbein oder Schienbein eines 20 Wochen alten weiblichen Yorkshire-Landrassenschweins. Führen Sie dazu eine interossäre 25-mm-15G-Nadel in das Brustbein oder die Tibia ein und ziehen Sie die Probe in eine 60-ml-Spritze mit 10 ml Heparin.
HINWEIS: Weitere Einzelheiten zur Knochenmarkentnahme finden Sie bei Pittenger et al. und Hocum-Stone et al.12,16. - Kurz gesagt, führen Sie die Knochenmarkprobe 30 Minuten lang bei 1800 x g durch ein Vacutainer-CPT-Röhrchen mit Heparin.
- Entfernen Sie den Buffy Coat mit den mononukleären Zellen und waschen Sie ihn mit Hanks ausgewogener Salzlösung. Mononukleäre Zellen durch Zentrifugation pelletieren und in Wachstumsmedium (10% fötales Rinderserum [FBS]) resuspendieren.
- Die mononukleären Zellen werden für das adhärente Wachstum in Zellkulturflaschen überführt. Isolieren Sie die MSCs von der mononukleären Fraktion durch ihre adhärente Natur.
- Waschen Sie alle Nicht-MSCs innerhalb von 24 Stunden, wobei eine Monoschicht MSCs im Gewebekulturkolben verbleibt. Bestätigen Sie den MSC-Phänotyp durch Durchflusszytometrie, um die Negativität für CD45, einen hämatopoetischen Marker, und die Positivität für CD90 und CD105, die Marker von MSCs, sicherzustellen.
- Entnehmen Sie 30-50 ml steriles Knochenmark aus dem Brustbein oder Schienbein eines 20 Wochen alten weiblichen Yorkshire-Landrassenschweins. Führen Sie dazu eine interossäre 25-mm-15G-Nadel in das Brustbein oder die Tibia ein und ziehen Sie die Probe in eine 60-ml-Spritze mit 10 ml Heparin.
- Präparation und Charakterisierung von Exosomen aus mesenchymalen Stammzellen von Schweinen
- 1 x 104 H9C2-Ratten-Kardiomyozyten und Kultur in 1x DMEM+ 10% FBS und 1x Pen/Streptokokken auslegen. Saatgut 2 x 104 Schweine-MSCs in fortgeschrittenem DMEM + 5% FBS und 1x Pen/Streptokokken.
- Sobald beide Zelllinien zu mindestens 80 % konfluierend sind, wechseln Sie das Medium zu exosomenabgereichertem H9C2- und MSC-Medien.
- H9C2-Kardiomyozyten einer leichten Hypoxie aussetzen (1% O2 für 24 h). Entfernen Sie die Kolben nach 24 Stunden aus der Hypoxie und pipettieren Sie das H9C2-Medium.
- Entfernen und entsorgen Sie das MSC-Medium aus dem MSC-Kolben. Gereinigtes H9C2-Medium in den MSC-Kolben geben. Der Kolben wird 6 Stunden lang unter normoxischen Bedingungen (5 % CO2, 20 % O2 und 37 °C) inkubiert.
- Extrahieren Sie die Exosomen aus dem co-kultivierten konditionierten Medium unter Verwendung des Reagenzes für die Gesamtexosomenisolierung gemäß den Anweisungen des Herstellers.
- Überprüfung der Identifizierung von Exosomen durch Western-Blot-Nachweis gängiger exosomaler Proteine mit Antikörpern gegen CD-63 (1:1000)17.
- Führen Sie eine Nanopartikel-Tracking-Analyse (NTA) durch, um die Exosomen zu quantifizieren und die Nanopartikelgröße und ihre Verteilung zu bewerten. Lösen Sie dazu das Gesamtprotein (50 μg) der Exosomen in 500 μl PBS auf, um die Konzentration und Größenverteilung der Exosomen mit Hilfe eines Nanopartikel-Tracking-Analysators zu bestimmen.
- Analysieren Sie die Daten mit einer Nanopartikel-Tracking-Software.
2. Bypass-Operation der Koronararterien aus der Pumpe
- Tierische Vorbereitung
- Wiegen Sie das Tier (16 Wochen alte weibliche Yorkshire-Landrasse-Schweine) 3 Tage vor der geplanten Operation. Fasten Sie das Tier vor der Operation 12 Stunden lang, während Sie während des Fastens Zugang zu Wasser haben.
- Geben Sie Buprenorphin 0,18 mg/kg intramuskulär 2-4 h vor der Operation.
- Induktion des Tieres
- Sedieren Sie das Tier durch intramuskuläre Injektion von 6,6 mg/kg Tiletamin-Zolazepam/Xylazin.
- Warten Sie 15 Minuten, um eine ausreichende Sedierung zu gewährleisten, indem Sie den Kiefertonus beurteilen und anschließend einen 22-G-Katheter in die zentrale Ohrvene legen.
HINWEIS: Eine andere periphere Vene kann in Betracht gezogen werden (z. B. Kopfvene), wenn die Ohrvene unzureichend ist. - Verabreichen Sie die Augensalbe topisch auf jedes Auge. Verabreichen Sie 1-2 mg/kg Propofol intravenös, um eine Vollnarkose einzuleiten. Der Kiefertonus spiegelt die Tiefe der Anästhesie am zuverlässigsten wider und sollte während des gesamten Eingriffs beurteilt werden.
- Intubieren Sie das Tier mit einem Endotrachealtubus geeigneter Größe.
- Chirurgie
- Rasieren Sie das Brustbein und die Leiste des Tieres, um sich auf den chirurgischen Eingriff vorzubereiten.
- Stellen Sie die mechanische Beatmung je nach Bedarf auf 10-15 Atemzüge pro Minute, Sauerstoff 1-4 l/min und Isofluran 1,0-3,0% ein, um eine tiefe Anästhesie für die Operation aufrechtzuerhalten. Überprüfen Sie, ob keine Augen- oder Kieferreflexe vorhanden sind, um eine tiefe Anästhesie zu bestätigen.
- Positionsüberwachungsgeräte (Elektrokardiogramm, CO2 am Ende der Tidale, Herzfrequenz, Sauerstoffsättigung, Blutdruck und Temperatur) am Tier.
- Schließen Sie den IV-Katheter an einen Beutel mit normaler Kochsalzlösung oder Laktatringerlösung an, um kontinuierlich Erhaltungsflüssigkeiten zu verabreichen.
- Bereiten Sie die Haut mit aseptischer Technik mit Povidon-Jod-Peeling und -Lösung 3x vor, um eine ausreichende Sterilität zu gewährleisten und das Risiko einer Infektion an der Operationsstelle zu minimieren.
- Lidocain intravaskulär verabreichen (Aufsättigungsdosis von 2 mg/kg oder kontinuierliche Infusion in einer Dosis von 50 μg/kg/min), um Arrhythmien vorzubeugen.
- Positionieren Sie das Tier dorsal und drapieren Sie es mit sterilen Handtüchern.
- Führen Sie entweder die linke oder die rechte Oberschenkelarterie durch, um die arterielle Leitung durch die Seldinger-Technik zu platzieren, gefolgt von einem Anschluss des Katheters an den Schallkopf zur kontinuierlichen Blutdrucküberwachung zum Zeitpunkt der Operation.
- Verwenden Sie einen monopolaren Elektrokauter, um einen 20 cm langen Schnitt zu machen, der sich von der sternalen Kerbe proximal bis zum Xyphoidfortsatz distal erstreckt, und um Schichten von Muskeln, Unterhautfett und Bindegewebe bis zum Brustbein einzuschneiden.
- Führen Sie eine mediane Sternotomie mit einer oszillierenden Säge durch.
HINWEIS: Die Standardsäge wird für eine wiederholte Sternotomie vermieden, da sie ein höheres Risiko für Myokardverletzungen durch frühere Perikardadhäsionen aus der linken Thorakotomie birgt, die zur Platzierung des LAD-Konstriktors durchgeführt wurde. - Teilen Sie die hintere Sternumplatte mit einer Schere. Verwenden Sie einen speziellen Brustretraktor für eine angemessene Visualisierung des Mediastinums.
- Präparieren Sie Adhäsionen entweder mit monopolarem Elektrokauter oder der Metzenbaumschere. Präparieren Sie vorsichtig den peristernalen Muskel und das Fett, um die linke innere Brustarterie (LIMA) freizulegen.
- Sobald LIMA seitlich am Brustbeinrand freigelegt ist, trennen Sie es vorsichtig von der Brustwand, indem Sie es stumpf mit der Elektrokauterspitze dissektionieren. Verwenden Sie das LIMA als skelettiertes Transplantat.
- Beginnen Sie mit der Dissektion auf Höhe des 3. Interkostalraums. Heben Sie den linken Sternumrand sanft an, um eine optimale Visualisierung zu erzielen.
- Verwenden Sie eine sanfte Traktion auf der Adventitia, um die arteriellen und venösen Äste von LIMA freizulegen. Schneiden Sie die LIMA-Seite der Äste mit Hämoclips ab und kauterisieren Sie die Brustwandseite der Äste.
HINWEIS: Es muss darauf geachtet werden, dass der Clip am LIMA nicht verätzt wird, da dies zu einer Verengung der Leitung führen kann. - Sobald ein erstes LIMA-Segment mobilisiert wurde, setzen Sie die Dissektion proximal in Richtung der Vena subclavia und distal bis zur LIMA-Bifurkation fort.
- Sobald die Dissektion abgeschlossen ist, verabreichen Sie Heparin intravenös in einer Dosis von 100-300 E/kg. Warten Sie 3 Minuten nach der Verabreichung des Heparins.
- Nach 3 Minuten das distale Ende der LIMA kurz vor der Höhe der LIMA-Gabelung abschneiden und den Kanal teilen. Nähen Sie das distale Ende mit einem kostenlosen 2-0-Seidennahtband.
- Bereiten Sie das proximale Ende für die Transplantation vor. Überprüfen Sie die Fließqualität visuell, indem Sie das Transplantat einige Sekunden lang bluten lassen.
- Klemmen Sie das distale Ende des LIMA-Schlauchs vorsichtig mit einer atraumatischen Bulldoggenklemme fest, um Blutungen zu vermeiden. Öffnen Sie das Perikard mit einem umgekehrten T und machen Sie einen etwa 5-6 cm langen Schnitt. Legen Sie Nähte der Größe 3-0 auf das Perikard, um auf beiden Seiten des Schlitzes zu ziehen.
- Stabilisieren Sie den LAD mit Silikon-Retraktionsbändern und Gewebestabilisator, der am Brustbein-Retraktor befestigt ist. Führen Sie eine Arteriotomie in der LAD-Arterie distal der Stenose (verursacht durch ein Constrictorband) mit einer 11-Klinge durch und verlängern Sie sie mit einer Irisschere.
- Platzieren Sie einen Koronarshunt in geeigneter Größe im LAD. Führen Sie die LIMA-zu-LAD-Anastomose mit 7-0 laufendem, nicht resorbierbarem Nahtmaterial unter Verwendung einer Off-Pump-Bypass-Technik durch. Lassen Sie den Bulldoggen-Okkluder auf dem LIMA los und bestätigen Sie die Hämostase.
- Herstellung eines aus mesenchymalen Stammzellen (MSC) gewonnenen Exosomenpflasters
- Nach erfolgreicher Isolierung von Exosomen aus MSCs werden etwa 3 x 108 Exosomen in 3 ml normaler Kochsalzlösung suspendiert und dem Kollagenschwamm hinzugefügt.
- 3 ml Exosomensuspension für 10 min bei Raumtemperatur bei ca. 22 °C erhitzen. 2 resorbierbare Collage-Schwämme (je 1,27 cm x 2,54 cm) in eine mittelgroße Petrischale geben.
- Verwenden Sie eine 5-ml-Spritze mit einer 18G-Nadel, um die Exosomensuspension vorsichtig zu mischen. Pipettieren Sie langsam 1,5 ml Suspension auf jeden Kollagenschwamm und warten Sie 5 Minuten auf die vollständige Absorption.
- Platzierung des Exosomenpflasters
- Legen Sie den mit Exosomen beladenen Schwamm kopfüber auf die überwinternde Region des Herzens, die das Epikard der vorderen Septumregion in der Verteilung des LAD ist.
- Legen Sie vorsichtig zwei Schwämme auf die Winterschlafregion des Herzens. Verwenden Sie ein 3,5 cm x 1,0 cm großes Polyglactin-Netz, um jeden Kollagenschwamm abzudecken.
- Nähen Sie das Netz mit feinen 7-0 unterbrochenen Nähten auf das Epikard.
- Platzierung der Thoraxdrainage
- Legen Sie eine Thoraxdrainage durch einen separaten Stichschnitt in der Nähe des unteren Aspekts des Sternotomieschnitts. Legen Sie die Thoraxdrainage vorsichtig über die vordere Seite des Herzens.
- Sobald der Schlauch an Ort und Stelle ist, legen Sie eine Taschenschnurnaht mit 3-0-Naht mit einem horizontalen Matratzenstich an, um den Verschluss der Wunde beim Entfernen des Schlauchs zu ermöglichen.
- Die Thoraxdrainage wird bis zum vollständigen Verschluss des Brustkorbs aufrechterhalten.
- Brustverschluss
- Nähern Sie sich dem Brustbein mit nicht resorbierbaren Nähten mit einem Achtermuster an. Verabreichen Sie 1 mg/kg Bupivacain intramuskulär über die gesamte Länge des Einschnitts.
HINWEIS: Es wird anstelle von Drähten Nahtmaterial verwendet, um Interferenzen mit der MRT-Bildgebung zu vermeiden. - Schließen Sie Muskel- und Hautschichten auf die übliche Weise mit resorbierbarem 2-0- bzw. 3-0-Nahtmaterial.
- Führen Sie ein Atemanhalten und Saugen durch, um die gesamte Luft aus der Brusthöhle zu evakuieren. Überwachen Sie den Atemwegsdruck am Beatmungsgerät vorsichtig und halten Sie den Druck zwischen 15 und 22 mmHg und lassen Sie ihn frei, wenn er fertig ist.
- Sobald die gesamte Luft evakuiert ist, entfernen Sie die Thoraxdrainage und schließen Sie die Wunde mit der Handtaschennaht. Tragen Sie den Klebekleber topisch auf, um den Sternumschnitt abzudecken.
- Nähern Sie sich dem Brustbein mit nicht resorbierbaren Nähten mit einem Achtermuster an. Verabreichen Sie 1 mg/kg Bupivacain intramuskulär über die gesamte Länge des Einschnitts.
- Nachsorge nach der Operation
- Entwöhnen Sie das Tier allmählich vom Beatmungsgerät, während der Hautschnitt geschlossen wird. Stellen Sie sicher, dass das Tier in der Lage ist, spontan zu atmen und die Reflexe zu schützen, bevor Sie das Tier von der Anästhesieausrüstung trennen.
- Entfernen Sie den Endotrachealtubus, nachdem Sie bestätigt haben, dass das Tier seine Atemwege schützen kann. Decken Sie den Hautschnitt mit einem sterilen und nicht haftenden Verband ab, der mit einer antibiotischen Salbe eingebettet ist, um eine Infektion an der Operationsstelle zu minimieren.
- Überwachen Sie weiterhin alle 15 Minuten die Vitalfunktionen wie Herzfrequenz, Atemfrequenz und Körpertemperatur, bis das Tier seine Position ohne Hilfe halten kann.
- Stellen Sie sicher, dass das Tier nicht unbeaufsichtigt gelassen wird, bis es seinen Kopf heben und hochhalten kann und ohne Hilfe stehen kann. Meloxicam ist in einer Dosis von 0,2 mg/kg subkutan zu verabreichen, bevor das Tier in die Aufwachstation transportiert wird.
- Transportieren Sie das Tier zur Aufwacheinheit, wenn das Tier stabil ist. Lassen Sie den Verband an der Operationsstelle bis zum postoperativen Tag 3 auf dem Schnitt. Ersetzen Sie den Verband, wenn er verschmutzt ist.
- Überwachen Sie weiterhin das Ausmaß der Schmerzen, den Hautschnitt und das allgemeine Wohlbefinden des Tieres in den ersten 5 Tagen nach der Operation. Verabreichen Sie bei Durchbruchschmerzen einmal täglich eine halbe Dosis Meloxicam (0,1 mg / kg) nach Bedarf.
- Bringen Sie das Tier in den ersten 5 Tagen nach der Operation in Einzelhaltung, während die Schnitte(n) heilen, um das Risiko einer Infektion der Operationsstelle durch ein anderes Tier zu verringern. Bringen Sie das Tier nach 5 Tagen in die Gruppenhaltung zurück.
- Melden Sie alle Komplikationen oder Veränderungen des Zustands des Tieres (Fieber, Aszites, Gewichtsverlust, Appetitlosigkeit usw.) dem Tierarzt oder dem zuständigen Personal.
3. Koronarangiographie mit Femurzugang
- Befestigen Sie das Tier auf dem OP-Tisch in der dorsalen Liege. Beginnen Sie die mechanische Beatmung mit 10-15 Atemzügen pro Minute. Stellen Sie Sauerstoff auf 2-4 l/min, Isofluran auf 1% und 4% ein, je nach Bedarf, um eine tiefe Anästhesieebene aufrechtzuerhalten.
- Legen Sie EKG-Ableitungen an die Gliedmaße des Tieres, um den Herzrhythmus zu überwachen. Bewerten Sie das Tier auf die Tiefe der Anästhesie. Betrachten Sie das Tier als tief betäubt, wenn der Augen- oder Kieferreflex fehlt.
- Reinigen Sie den Brust- und Halsbereich mit Povidon-Jod-Peeling und drapieren Sie das Tier anschließend mit Handtüchern.
- Zugang zur Oberschenkelarterie über einen chirurgischen Schnitt und Freilegung der Oberschenkelarterie und -vene. Machen Sie einen 1-2 mm langen Längsschnitt mit einer Klinge Nr. 11 in der Oberschenkelarterie und kanülieren Sie die Arterie mit einer 11 Fr-Einführschleuse im Gefäßlumen.
- Nach Erhalt des Zugangs wird der Katheter vorgeschoben, um eine Koronarangiographie durchzuführen, um die Anatomiedurchgängigkeit des LIMA-LAD-Transplantats zu beurteilen.
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Representative Results
Nach der Revaskularisation wird eine Koronarangiographie durchgeführt, um die LAD-Stenose (mehr als 80%) und die Durchgängigkeit des LIMA-LAD-Transplantats zu beurteilen (Abbildung 1). Vier Wochen nach der Revaskularisierungsoperation und dem Einsetzen des exosomenbeladenen Kollagenpflasters wird eine kardiale MRT durchgeführt, um die systolische und diastolische Funktion des Herzens in Ruhe und unter Stress mit einer niedrig dosierten Dobutamininfusion mit 5 μg/kg/min zu beurteilen. Die systolische Funktion wird durch Messung des Wanddickenprozentsatzes (Wanddicke an der Endsystole - Wandstärke an der Enddiastole) analysiert. Die diastolische Funktion wird analysiert, indem die Spitzenfüllrate über das enddiastolische Volumen (PFR/EDV; Abbildung 2). Eine verzögerte Kontrastbildgebung wurde durchgeführt, um das Fehlen eines Myokardinfarkts im LAD-Gebiet zu bestätigen. Wenn ein Infarkt in der LAD-Region vorliegt, ist dies wahrscheinlich auf die verschlossene Arterie infolge einer durch den Konstriktor verursachten Thrombose zurückzuführen. Das Fehlen regionaler Wandbewegungsanomalien zeigt das Fehlen eines überwinternden Phänotyps.
Bei niedriger Dosis der Dobutamininfusion zeigen HIB-Tiere eine signifikante Abnahme der diastolischen Funktion, gemessen an PFR/EDV, im Vergleich zur Kontrollgruppe (5,5 ± 0,8 vs. 6,9 ± 1,5, p < 0,05). Die CABG-Gruppe zeigt einen Trend zur Verbesserung der PFR/EDV im Vergleich zur HIB-Gruppe (6,3 ± 0,9 vs. 5,5 ± 0,8, p = 0,06). Die CABG + MSC-Gruppe zeigt jedoch einen signifikanten Anstieg der PFR/EDV im Vergleich zur HIB-Gruppe (6,6 ± 1,1 vs. 5,5± 0,8 bzw. p = 0,03; Abbildung 3). Die kardiale MRT wurde verwendet, um das Fehlen von Nekrose und Durchgängigkeit des Bypass-Transplantats der linken inneren Brustarterie (LIMA) zur linken vorderen absteigenden Arterie (LAD) distal des Bereichs der Stenose18 zu bestätigen.
Im Ruhezustand verändert die CABG + MSC-Gruppe die regionale systolische Funktion (gemessen an der prozentualen Wanddicke) im Vergleich zu CABG allein nicht (26,3 % ± 7,0 % vs. 34,9 % ± 6,3 %; p = 0,19). Unter Stress zeigt die CABG + MSC-Gruppe eine signifikante Verbesserung der regionalen systolischen Funktion im Vergleich zu CABG allein (78,3 % ± 19,6 % vs. 39,2 % ± 5,6 %; p = 0,05)12 (Abbildung 4).
Bei der Autopsie wurden Koronardilatatoren in geeigneter Größe verwendet, um die LAD-Stenose und die LIMA-Durchgängigkeit sicherzustellen. Das Myokard wurde grob untersucht, um sicherzustellen, dass die Lebensfähigkeit des Gewebes in allen Regionen, insbesondere in der ischämischen Region, vorhanden ist. Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC)-Färbung bestätigte das Fehlen von Narben.
Abbildung 1. Herzangiogramm, das die Anatomie zeigt. Die Koronarangiographie zeigt eine >80%ige Stenose der proximalen LAD-Arterie und eine offene LIMA-LAD-Transplantatanastomose. Abkürzungen: LIMA= Linke innere Brustarterie, LAD= Links anterior absteigend Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2. Beurteilung der diastolischen Relaxation, der globalen kontraktilen Funktion und der Lebensfähigkeit mittels Herz-MRT. (A) Diastolische Relaxation: Verhältnis des linksventrikulären (LV) Volumens während eines Herzzyklus. Die x-Achse ist die Zeit in s; y-Achse ist das Volumen des linken Ventrikels in ml. Die rote Linie zeigt die Spitzenfüllrate an (schnellste Rate, mit der das LV das Volumen erhöht). Die PFR wird auf das enddiastolische Volumen (PFR/EDV) des Tieres normalisiert, um die Größenunterschiede zwischen den Tieren zu berücksichtigen. (B) Globale kontraktile Funktion: Segmentale Umfangsdehnung (Circ-Dehnung) während des Herzzyklus (x-Achse: Zeit in ms; y-Achse: prozentuale Änderung der Umfangslänge des linken Ventrikelsegments im Vergleich zur enddiastolischen Messung). Die maximale Umfangsdehnung wird durch den negativsten Wert des Zyklus dargestellt. (C) Repräsentatives kardiales MRT-Bild der LAD-Verteilung: Die LAD-Verteilung ist rot hervorgehoben und stellt die anteroseptale Wand dar. Es gab keine Hinweise auf einen Infarkt aufgrund eines erhöhten Gadoliniumkontrasts in 4-Kammer-Ansichten (D) der Längsachse und (E) der kurzen Achse. Abkürzungen: LV= linker Ventrikel/Ventrikulär; LAD= links anterior absteigend; MRT = Magnetresonanztomographie. Diese Zahl wurde von 6 geändert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3. MRT-Beurteilung der maximalen Füllrate/des diastolischen Endvolumens. Die diastolische Funktion, gemessen durch PFR/EDV, wurde in vier Gruppen (Kontrolle, HIB, CABG und CABG + MSC) verglichen. Im Ruhezustand ist PFR/EDV zwischen vier Tiergruppen vergleichbar. Unter Stress mit niedrig dosierter Dobutamininfusion (5 μg/kg/min) zeigte die HIB-Gruppe jedoch eine signifikante Abnahme der PFR/EDV im Vergleich zur Kontrollgruppe (p < 0,05) mit einem Trend zur Verbesserung der CABG-Gruppe (p = 0,06) und einem signifikanten Anstieg der CABG + MSC-Gruppe (p < 0,05). Die statistischen Analysen wurden mit einem Einweg-Varianztest (ANOVA) durchgeführt. Die Daten werden als Mittel ± SD dargestellt. Abkürzungen: CABG= Koronararterien-Bypass-Transplantat, PFR= Peak-Füllungsrate, EDV= enddiastolisches Volumen; MRT = Magnetresonanztomographie, MSC = mesenchymale Stammzellen, SD = Standardabweichung. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4. MRT-Beurteilung der regionalen systolischen Funktion durch Wandverdickung %. Die Behandlung mit dem MSC-Pflaster zeigt eine Verbesserung der regionalen Herzfunktion im Vergleich zum Scheinpflaster. (A) Die regionale systolische Funktion, gemessen am Prozentsatz der Wandverdickung, verbessert sich in Ruhe mit MSC-Pflasterbehandlung (n = 6) im Vergleich zu Scheinpflaster (n = 6) nicht signifikant. (B) Unter Stress unter Verwendung einer niedrig dosierten Dobutamininfusion (5 μg/kg/min) kommt es nach der Behandlung mit dem MSC-Pflaster zu einer signifikanten Verbesserung der regionalen systolischen Funktion im Vergleich zu Scheintieren (P<.05). statistische Analysen wurden mit dem Mann-Whitney-Test durchgeführt. Horizontale Balken zeigen die mittlere Standardabweichung an. *S<.05. Abkürzungen: MSC= mesenchymale Stammzellen. Diese Zahl wurde von 12 geändert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Ergänzende Tabelle 1. Überblick über die Verfahren und den Zeitplan der einzelnen Verfahren. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.
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Discussion
Diese Studie stellt das erste Schweinemodell des chronisch ischämischen Myokards vor, in dem gezeigt wurde, dass die Behandlung mit einem MSC-abgeleiteten Exosom-beladenen Kollagenpflaster während der chirurgischen Revaskularisierung die diastolische und systolische Funktion nach inotroper Stimulation wiederherstellt, möglicherweise durch gezielte mitochondriale Erholung. Zuvor wurde gezeigt, dass in einem Großtiermodell der HIB die diastolische und systolische Funktion, gemessen durch Herz-MRT, beeinträchtigt bleibt und sich mit Revaskularisierung ohne vollständige Erholung nur geringfügig verbessert 6,19. Die Dysfunktion trat trotz erhaltener linksventrikulärer Ejektionsfraktion auf. Diese Ergebnisse ahmen die klinische Erfahrung bei Patienten mit chronisch ischämischem Myokard in einem einzelnen Gefäßgebiet mit erhaltener linksventrikulärer Funktion genau nach.
Es gibt mehrere kritische und technische Herausforderungen während der Revaskularisationsoperation, insbesondere im Rahmen einer früheren Thorakotomie. Herz-Kreislauf-Verletzungen am Brustbeineintritt sind ein Risiko, da das Perikard bereits durchbrochen wurde und Adhäsionen vorhanden sein können. Die Sternotomie kann aufgrund der Nähe oder des Anhaftens am Brustbein zu Herzverletzungen führen. Dieses Risiko kann durch den Einsatz einer oszillierenden Säge gemindert werden, die nachweislich einen ereignislosen Sternumeintritt fördert.
Ein Schlüsselaspekt für eine erfolgreiche CABG ist die Qualität der Transplantate. Die sorgfältige LIMA-Entnahme ist ein wichtiger technischer Aspekt für die erfolgreiche Durchführung einer qualitativ hochwertigen CABG und mit einer verbesserten Durchgängigkeit der Transplantate verbunden. LIMA kann mit zwei Techniken geerntet werden: gestielt und skelettiert. Die Pedicled-Technik umfasst das Sezieren des LIMA vom Brustbein zusammen mit seinen Venen, Faszien, Fett und Lymphgefäßen. Die skelettierte Technik beinhaltet das Präparieren der LIMA frei von allem umgebenden Gewebe und ergibt daher nur20 Arterie. In diesem Modell wurde die Skelettierungstechnik implementiert, da sie die sternale Ischämie minimieren kann und das Transplantat länger ist als ein gestieltes LIMA20. LIMA ist eine empfindliche Struktur, jede übermäßige Dehnung, Klemmung oder falsch platzierte Clips kann zu Gefäßverletzungen und unbefriedigenden Ergebnissen führen. Während der Dissektion sollte die Kauterspitze mit Vorsicht und niedriger Spannung verwendet werden. Beim Trennen der Arterie von ihren perforierenden Ästen wird die LIMA-Seite der Äste mit Hämoclips abgeschnitten. Es muss darauf geachtet werden, dass die Clips nicht kauterisiert werden, da dies zu einer Verengung des Rohrs führen kann. Bestätigen Sie den pulsierenden Fluss vor dem Pfropfen.
Stellen Sie sicher, dass angemessene Mengen an Anästhesie und Lähmungsmitteln aufrechterhalten werden, um die Bewegung während der Operation zu minimieren, insbesondere beim Nähen der Anastomose. Es ist wichtig, die geeigneten Dosen von Lidocain und Heparin (200-300 Einheiten/kg) zu verwenden, um das Risiko von Herzrhythmusstörungen bzw. Thrombosen auszuschließen. Eine zweite Dosis Lidocain kann angezeigt sein, wenn das Tier während der Operation Herzrhythmusstörungen aufweist. Die Verwendung der femoralen Arterienleitung ermöglicht eine kontinuierliche hämodynamische Überwachung. Bei der Durchführung der Anastomose ist es sinnvoll, entweder 1-2 chirurgische Schwämme hinter das Herz zu legen oder Nähte auf beiden Seiten des Perikards zu legen, um den linken Ventrikel nach oben anzuheben. In diesem Modell verwenden wir silastische Bänder und den Gewebestabilisator, der den Saugdruck nutzt, um die Zielstelle effektiv zu immobilisieren. Ein leichter Abfall des arteriellen Blutdrucks zusätzlich zu einer ST-Depression im EKG kann festgestellt werden, sobald der Stabilisator platziert und das Herz angehoben wird. Diese hämodynamischen Störungen werden in der Regel gut vertragen, ohne dass Eingriffe erforderlich sind. In Situationen, in denen eine hämodynamische Instabilität signifikant ist, kann eine Dosis Phenylephrin (5-20 μg/kg) intravenös verabreicht werden, um den arteriellen Blutdruck zu erhöhen. Wenn die hämodynamische Instabilität lebensbedrohlich ist, kann eine Dosis Adrenalin (0,1 μg/kg; verdünnt 1:10.000) intravenös als Notfall-Rettungsmedikament verabreicht werden. Sobald das LAD mit einer Biberklinge freigelegt ist, wird eine Arteriotomie mit einer 11-Klinge durchgeführt und mit einer mikrochirurgischen Schere abgeschlossen. Man muss aufpassen, dass man bei diesem Manöver die hintere Wand des LAD nicht verletzt. Es ist wichtig, die Arteriotomiestelle während der Off-Pump-CABG unblutig zu halten, um eine genaue Naht zu ermöglichen, und es wurden mehrere Techniken beschrieben, darunter intermittierende Spülung mit Kochsalzlösung, Verwendung eines CO2 -Gebläses und intraluminale Koronarshunts21. In dieser Studie wurde das CO2 - Gebläse zusammen mit einem entsprechend dimensionierten intraluminalen Koronar-Shunt verwendet, da beide routinemäßig in den Off-Pump-CABG-Operationen verwendet werden. Eine potenziell tödliche Komplikation des CO2 -Gebläses ist eine Luftembolie. Das Risiko einer Luftembolie kann jedoch durch den Einsatz eines Koronarshunts negiert werden, der als physikalische Barriere innerhalb der Arteriotomie fungieren kann. Darüber hinaus trägt die Verwendung von Koronarshunts dazu bei, das Operationsfeld blutfrei zu halten, was die Verwendung eines geringeren Gasflusses ermöglicht und das Risiko einer Luftembolie weiter minimiert. Shunts verbessern auch die technische Präzision für die Anastomose und verhindern die versehentliche Verletzung der Rückwand der Arterie beim Nähen22.
In diesem etablierten Schweinemodell wurde während der CABG-Operation eine Off-Pump- statt On-Pump-Technik angewendet. Der Vorteil dieser Technik anstelle der On-Pump besteht darin, die Operationszeit zu minimieren und die zentrale Kanülierung der Aorta und des rechten Vorhofs bei vollständiger Heparinisierung zu vermeiden. Darüber hinaus hilft es bei der schnelleren Genesung des Tieres nach der Operation, indem es das Risiko von postoperativen Blutungen und/oder Herztemponade verringert. Dies sind vermutete Vorteile, die auf klinischen Erfahrungen bei Patienten basieren, die sich einer CABG sowohl auf als auch auf der Pumpe unterziehen.
Dieses exosomenbeladene Kollagenpflaster ist insofern neuartig, als es quantifiziert und chirurgisch an der Region der Revaskularisation befestigt werden kann. Dies ermöglicht eine anhaltende Freisetzung von Exosomen aus dem Pflaster über mehrere Tage, was zu einer kontinuierlichen und direkten Behandlung der ischämischen Region führt. Die Histopathologie des überwinternden Gewebes 4 Wochen nach der Behandlung mit CABG und Exosom zeigte das Fehlen einer Entzündungsreaktion des Myokards auf das Pflaster selbst, obwohl an der Stelle der Nähte eine gewisse Entzündung festgestellt wurde, die durch Färbung auf Entzündungszellen offensichtlich war. Während eine Vielzahl von Methoden für die Exosomenabgabe in das Myokard vorgeschlagen wurde, führen gängige Techniken wie die direkte Injektion von Exosomen zu einer geringen Retention des therapeutischen Produkts im verletzten Bereich, da bis zu 90 % der Exosomen nach der Injektion weggespült oder dispergiertwerden 23. Die Analyse der Exosomenretention nach der Injektion wurde bis zu 3 Stunden nach der Injektion abgeschlossen und hat eine signifikante Abnahme des Exosomengehalts gezeigt24. Exosomen sind leicht zu isolieren und haben über lange Zeiträume mehr Flexibilität bei den Lagerbedingungen, was eine Möglichkeit für Standardprodukte bietet, die in der Akutumgebung verwendet werden können, wodurch sie für Patienten besser übertragbar sind.
Diese Studie hat mehrere Einschränkungen, einschließlich Alter und Geschlecht der Tiere. Angesichts chirurgischer und logistischer Einschränkungen, Überlegungen zu Tierschutzbestimmungen und Personalsicherheit wurden nur junge weibliche Schweine untersucht. Obwohl die CABG-Chirurgie die Komplexität des Modells erhöht, war sie ein erforderlicher Eingriff, da andere weniger invasive Eingriffe (perkutane Koronarintervention oder PCI) es aufgrund der starren Natur des Konstriktors nicht erlaubten, die stenotische Region der LAD zu öffnen18. Darüber hinaus simuliert dieses Modell der Einzelgefäßstenose ohne Komorbiditäten nicht vollständig das Ausmaß und die Auswirkungen einer langjährigen koronaren Atherosklerose, wie sie in der menschlichen Bevölkerung beobachtet wird. Zukünftige Studien werden sich auf die Verwendung eines Modells für Mehrgefäßerkrankungen des überwinternden Myokards konzentrieren, indem der Constrictor chirurgisch an der Zirkumflexarterie und LAD platziert wird. Dieses Zwei-Gefäß-Krankheitsmodell würde jedoch zu einem überwinternden Myokard mit reduzierter Ejektionsfraktion führen. Die Tiersterblichkeit würde wahrscheinlich steigen, und die Revaskularisierung ist chirurgisch komplexer und erfordert Bypass-Unterstützung an der Pumpe. Wenn es in Zukunft Probleme mit der praktischen Anwendung des Patch-Typs gab, werden andere Gerüstmaterialoptionen untersucht, wie z. B. dezellularisierte extrazelluläre Matrix oder alternative Formen von Hydrogelen.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts offenzulegen.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde von der VA Merit Review #I01 BX000760 (RFK) aus den Vereinigten Staaten (U.S.) Grant #I01 BX004146 des Department of Veterans Affairs BLR&D und des U.S. Department of Veterans Affairs (TAB). Wir danken auch dem Lillehei Heart Institute der University of Minnesota für die Unterstützung. Der Inhalt dieser Arbeit gibt nicht die Ansichten des US-Ministeriums für Veteranenangelegenheiten der Regierung der Vereinigten Staaten wieder.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 5 Ethibond | Ethicon | MG46G | Suture |
| # 40 clipper blade | Oster | 078919-016-701 | Remove hair from surgery sites |
| 0 Vicryl | Ethicon | J208H | Suture |
| 1 mL Syringe | Medtronic/Covidien | 1188100777 | Administer injectable agents |
| 1" medical tape | Medline | MMM15271Z | Secure wound dressing and IV catheters |
| 1000mL 0.9% Sodium chloride | Baxter | 2B1324X | IV replacement fluid |
| 12 mL Syringe | Medtronic/Covidien | 8881512878 | Administer injectable agents |
| 18 ga needles | BD | 305185 | Administration of injectable agents |
| 20 ga needles | BD | 305175 | Administration of injectable agents |
| 20 mL Syringe | Medtronic/Covidien | 8881520657 | Administer injectable agents |
| 2-0 Vicryl | Ethicon | J317H | Suture |
| 250 mL 0.9% saline | Baxter | UE1322D | Replacement IV Fluid |
| 3 mL Syinge | Medtronic/Covidien | 1180300555 | Administer injectable agents |
| 3-0 Vicryl | Ethicon | VCP824G | Suture |
| 36” Pressure monitoring tubing | Smith’s Medical | MX563 | Connect art. Line to transducer |
| 4.0 mm ID endotracheal tube | Medline | DYND43040 | Establish airway for Hibernation |
| 4-0 Tevdek II Strands | Deknatel | 7-922 | Suture to secure constrictor around LAD |
| 48” Pressure monitoring tubing | Smith’s Medical | MX564 | Connect art. Line to transducer |
| 500mL 0.9% Sodium chloride | Baxter | 2B1323Q | Drug delivery, Provide mist for Blower Mister |
| 6 mL Syringe | Medtronic/Covidien | 1180600777 | Administer injectable agents |
| 6.0 mm ID endotracheal tube | Mallinckrodt | 86049 | Establish airway for Revasc,MRI and Termination |
| 6.5 mm ID endotracheal tube | Medline | DYND43065 | Establish airway for Revasc,MRI and Termination |
| 6” pressure tubing line | Smith’s Medical | MX560 | Collect bone marrow |
| 60 mL Syringe | Medtronic/Covidien | 8881560125 | Administer injectable agents |
| 7.0 mm ID endotracheal tube | Medline | DYND43070 | Establish airway for Revasc,MRI and Termination |
| 7-0 Prolene | Ethicon | M8702 | Suture |
| Advanced DMEM (1X) | ThermoFisher Scientific | 12491023 | |
| Alcohol Prep pads | MedSource | MS-17402 | Skin disinfectant |
| Amicon Ultra-15 Centrifugal Filter Unit | Millipore Sigma | UFC910024 | |
| Anesthesia Machine | Drager | Fabious Trio | maintains general anesthesia |
| Anesthesia Machine + ventilator | DRE Drager- Fabius Tiro | DRE0603FT | Deliver Oxygen and inhalant to patient |
| Anesthesia Monitor | Phillips Intellivue | MP70 | Multiparameter for patient safety |
| Arterial Line Kit | Arrow | ASK-04510-HF | Femoral catheter for blood pressure monitoring |
| Artificial Tears | Rugby | 0536-1086-91 | Lubricate eyes to prevent corneal drying |
| Bair Hugger | 3M | Model 505 | Patient Warming system |
| Basic pack | Medline | DYNJP1000 | Sterile drapes and table cover |
| Blood Collection Tubes- green top | Fisher Scientific | 02-689-7 | Collect microsphere blood samples |
| Blower Mister Kit | Medtronic/Covidien | 22120 | Clears surgical field for vessel anastomosis |
| BODIPY TR Ceramide | ThermoFisher Scientific | D7540 | |
| Bone marrow needle- 25mm 15 ga IO needle | Vidacare | 9001-VC-005 | Collect bone marrow |
| Bone Wax | Medline | ETHW31G | Hemostasis of cut bone |
| Bovie Cautery hand piece | Covidien | E2516 | Hemostasis |
| Bupivicaine | Pfizer | 00409-1161-01 | Local Anesthetic |
| Buprenorphine 0.3 mg/mL | Sigma Aldrich | B9275 | Pre operative Analgesic for survivial procedures |
| Cell Scrapers | Corning | 353085 | |
| Cephazolin 1 gr | Pfizer | 00409-0805-01 | Antibiotic |
| Chest Tube | Covidien | 8888561043 | Evacuates air from chest cavity |
| Cloroprep | Becton Dickenson | 260815 | Surgical skin prep |
| CPT tube | BD | 362753 | MSC isolation from bone marrow |
| Delrin Constrictor | U of MN | Custom made | Creates stenosis of LAD |
| Dermabond | Ethicon | DNX12 | Skin adhesive |
| DMEM (1X) Dulbecco's Modified Eagle Medium, HEPES | ThermoFisher Scientific | 12430062 | |
| Dobutamine 12.5 mg/mL | Pfizer | 00409-2344-01 | Increases blood pressure and heart rate during the second microsphere blood collection |
| ECG Pads | DRE | 1496 | Monitor heart rhythm |
| Exosome-Depleted FBS | ThermoFisher Scientific | A2720801 | |
| Falcon Disposable Polystyrene Serological Pipets, Sterile, 10mL | Fisher Scientific | 13-675-20 | |
| Femoral and carotid introducer | Cordis- J&J | 504606P | femoral and carotis cannulas |
| Fetal Bovine Serum, Heat Inactivated, Gibco FBS | ThermoFisher Scientific | 16140089 | |
| Flo-thru 1.0 | Baxter | FT-12100 | used to anastomos LIMA to L |
| Flo-thru 1.25 | Baxter | FT-12125 | FT-12125 |
| Flo-thru 1.5 | Baxter | FT-12150 | FT-12150 |
| Flo-thru 2.0 | Baxter | FT-12200 | FT-12200 |
| GlutaMAX Supplement | ThermoFisher Scientific | 35050061 | |
| Hair Clipper | Oster | 078566-011-002 | Remove hair from surgery sites |
| Helistat collagen sponge | McKesson | 570973 1690ZZ | Sponge for embedding exosomes |
| Heparin | Pfizer | 0409-2720-03 | anticoaggulant |
| Histology Jars | Fisher Scientific | 316-154 | Formalin for tissue samples |
| HyClone Characterized Fetal Bovine Serum (FBS) | Cytiva | SH30071.03 | |
| Hypafix | BSN Medical | 4210 | Secure wound dressing and IV catheters |
| Isoflurane | Sigma Aldrich | CDS019936 | General Anesthestic- Inhalant |
| IV Tubing for Blower Mister | Carefusion | 42493E | Adapts to IV Fluids for Blower/Mister |
| Jelco 18 ga IV catheter | Smiths medical | 4054 | IV access in Revasc, MRI and Term |
| Lidocaine 2% | Pfizer | 00409-4277-01 | Local Anesthetic/ antiarrthymic |
| Ligaclips | Ethicon | MSC20 | Surgical Staples for LIMA takedown |
| Long blade for laryngoscope | DRE | 12521 | Allows for visualization of trachea for intubation |
| Meloxicam 5 mg/mL | Boehringer Ingelheim | 141-219 | Post operative Analgesic |
| Microsphere pump | Collect blood samples from femoral introducer | ||
| Monopolar Cautery | Covidien | Valleylab™ FT10 | Hemostasis |
| Nanosight NS 300 | Malvern Panalytical | MAN0541-03-EN | |
| NTA 3.1.54 software | Malvern Panalytical | MAN0520-01-EN-00 | |
| OPVAC Synergy II | Terumo Cardiovascular System | 401-230 | Heart positioner and Stabilizer |
| Oxygen Tank E cylinder | various | various | Used for Blower Mister if anesthesia machine doesn't have auxiliary flow meter |
| PBS, pH 7.2 | ThermoFisher Scientific | 20012050 | |
| Penicillin-Streptomycin-Neomycin (PSN) Antibiotic Mixture | ThermoFisher Scientific | 15640055 | |
| Pigtail 145 catheter 6 French | Boston Scientific | 08641-41 | Measure LV pressures |
| Pressure Transducer | various | Must adapt to anesthesia monitor | Monitor direct arterial pressures |
| Propofol | Diprivan | 269-29 | Induction agent |
| Roncuronium | Mylan | 67457-228-05 | Neuromuscular blocking agent |
| SR Buprenorphine 10 mg/mL | Abbott Labs | NADA 141-434 | Post operative Analgesic |
| Sterile Saline 20 mL | Fisher Scientific | 20T700220 | Flush for IV catheters |
| Sternal Saw/ Necropsy Saw | Thermo Fisher | 812822 | Used to open chest cavity |
| Stop Cocks | Smith Medical | MX5311L | 2 to connect to pig tail |
| Succinylcholine 20 mg/mL | Pfizer | 00409-6629-02 | Neuromuscular blocking agent |
| Suction tubing | Medline | DYND50223 | |
| Suction Container | Medline | DYNDCL03000 | |
| Surgery pack with chest retractor | various | See pack list | Femoral cut down and median sternotomy |
| Surgical Instruments | various | See pack list | Femoral and carotid cutdowns and sternotomy |
| Surgical Spring Clip | Applied Medical | A1801 | Clamp end of LIMA after takedown |
| Syringe pump | Harvard | Delivers IV Dobutamine infusion | |
| SYTO RNASelect Green Fluorescent cell Stain - 5 mM Solution in DMSO | Millipore Sigma | S32703 | |
| Telazol 100 mg/mL | Fort Dodge | 01L60030 | Pre operative Sedative |
| Telpha pad | Covidien | 2132 | Sterile wound dressing |
| Timer | Time collection of blood samples | ||
| Total Exosome Isolation Reagent (from cell culture media) | ThermoFisher Scientific | 4478359 | |
| TPP Tissue Culture Flask, T75, Filter Cap w/ 0.22uM PTFE | ThermoFisher Scientific | TP90076 | |
| Triple Antibiotic Ointment | Johnson & Johnson | 23734 | Topical over wound |
| Vicryl mesh | Ethicon | VKML | Patch for epicardial cell application |
| Vortex | Mix microspheres | ||
| Xylazine 100 mg/mL | Vedco | 468RX | Pre operative Sedative/ analgesic |
References
- Dai, H., et al. Global, regional, and burden of ischaemic heart disease and its attributable risk factors, 1990-2017: results from the Global Burden of Disease Study 2017. European heart journal. Quality of care & clinical outcomes. 8 (1), 50-60 (2022).
- Tsao, C. W., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2022 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 145 (8), e153-e639 (2022).
- Rahimtoola, S. H.
- Canty, J. M. Jr, Fallavollita, J. A.
- Page, B. J., et al. Revascularization of chronic hibernating myocardium stimulates myocyte proliferation and partially reverses chronic adaptations to ischemia. Journal of the American College of Cardiology. 65 (7), 684-697 (2015).
- Aggarwal, R., et al. Persistent diastolic dysfunction in chronically ischemic hearts following coronary artery bypass graft. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 165 (6), e269-e279 (2023).
- Olsen, F. J., et al. Prognostic Value and Interplay Between Myocardial Tissue Velocities in Patients Undergoing Coronary Artery Bypass Grafting. The American Journal of Cardiology. 144, 37-45 (2021).
- Virani, S. S. Heart Disease and Stroke Statistics-2021 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 143 (8), e254-e743 (2021).
- Hocum Stone, L., et al. Surgical Swine Model of Chronic Cardiac Ischemia Treated by Off-Pump Coronary Artery Bypass Graft Surgery. Journal of Visualized Experiments:JoVE. (133), e57229 (2018).
- White, F. C., Carroll, S. M., Magnet, A., Bloor, C. M. Coronary collateral development in swine after coronary artery occlusion. Circulation Research. 71 (6), 1490-1500 (1992).
- Righetti, A., et al. Interventricular septal motion and left ventricular function after coronary bypass surgery: evaluation with echocardiography and radionuclide angiography. The American Journal of Cardiology. 39 (3), 372-377 (1977).
- Hocum Stone, L. L., et al. Recovery of hibernating myocardium using stem cell patch with coronary bypass surgery. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 62 (1), e3-e16 (2021).
- Puigserver, P., Spiegelman, B. M. Peroxisome proliferator-activated receptor-gamma coactivator 1 alpha (PGC-1 alpha): transcriptional coactivator and metabolic regulator. Endocrine Reviews. 24 (1), 78-90 (2003).
- Henning, R. J. Cardiovascular Exosomes and MicroRNAs in Cardiovascular Physiology and Pathophysiology. Journal of Cardiovascular Translational Research. 14 (2), 195-212 (2021).
- Chen, Y., Liu, Y., Dorn, G. W. 2nd. Mitochondrial fusion is essential for organelle function and cardiac homeostasis. Circulation Research. 109 (12), 1327-1331 (2011).
- Pittenger, M. F., Martin, B. J. Mesenchymal stem cells and their potential as cardiac therapeutics. Circulation Research. 95 (1), 9-20 (2004).
- Campos-Silva, C., et al. High sensitivity detection of extracellular vesicles immune-captured from urine by conventional flow cytometry. Scientific Reports. 9 (1), 2042 (2019).
- Hocum Stone, L. L., et al. Magnetic resonance imaging assessment of cardiac function in a swine model of hibernating myocardium 3 months following bypass surgery. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 153 (3), 582-590 (2017).
- Stone, L. L. H., et al. Mitochondrial Respiratory Capacity is Restored in Hibernating Cardiomyocytes Following Co-Culture with Mesenchymal Stem Cells. Cell Medicine. 11, 2155179019834938 (2019).
- Lamy, A., et al. Skeletonized vs Pedicled Internal Mammary Artery Graft Harvesting in Coronary Artery Bypass Surgery: A Post Hoc Analysis From the COMPASS Trial. JAMA Cardiology. 6 (9), 1042-1049 (2021).
- Shim, J. K., Choi, Y. S., Yoo, K. J., Kwak, Y. L. Carbon dioxide embolism induced right coronary artery ischaemia during off-pump obtuse marginalis artery grafting. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 36 (3), 598-599 (2009).
- Aklog, L. Future technology for off-pump coronary artery bypass (OPCAB). Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery. 15 (1), 92-102 (2003).
- Hou, D., et al. Radiolabeled cell distribution after intramyocardial, intracoronary, and interstitial retrograde coronary venous delivery: implications for current clinical trials. Circulation. 112 (9 Suppl), I150-I156 (2005).
- Gallet, R., et al. Exosomes secreted by cardiosphere-derived cells reduce scarring, attenuate adverse remodelling, and improve function in acute and chronic porcine myocardial infarction. European Heart Journal. 38 (3), 201-211 (2017).
