Summary
Questo studio presenta un modello suino chirurgico di ischemia miocardica cronica dovuta a stenosi progressiva dell'arteria coronaria, con conseguente compromissione della funzione cardiaca senza infarto. Dopo l'ischemia, gli animali vengono sottoposti a trapianto di bypass aortocoronarico off-pump con posizionamento epicardico di cerotti di collagene carichi di esosomi derivati da cellule staminali. Questa terapia aggiuntiva migliora la funzione miocardica e il recupero.
Abstract
L'ischemia miocardica cronica derivante dalla stenosi progressiva dell'arteria coronaria porta al miocardio in letargo (HIB), definito come miocardio che si adatta alla ridotta disponibilità di ossigeno riducendo l'attività metabolica, prevenendo così il danno irreversibile dei cardiomiociti e l'infarto. Questo è distinto dall'infarto del miocardio, poiché l'HIB ha il potenziale per il recupero con la rivascolarizzazione. I pazienti con malattia coronarica significativa (CAD) soffrono di ischemia cronica, che li mette a rischio di insufficienza cardiaca e morte improvvisa. L'intervento chirurgico standard per la CAD grave è la chirurgia di bypass aortocoronarico (CABG), ma è stato dimostrato che è una terapia imperfetta, ma non esistono terapie aggiuntive per recuperare i miociti adattati all'ischemia cronica. Per colmare questa lacuna, è stato utilizzato un modello chirurgico di HIB che utilizza carne suina che è suscettibile di CABG e imita lo scenario clinico. Il modello prevede due interventi chirurgici. Il primo intervento prevede l'impianto di un costrittore rigido di 1,5 mm sull'arteria discendente anteriore sinistra (LAD). Man mano che l'animale cresce, il costrittore provoca gradualmente una stenosi significativa con conseguente riduzione della funzione sistolica regionale. Una volta che la stenosi raggiunge l'80%, il flusso e la funzione del miocardio sono compromessi, creando HIB. Viene quindi eseguita una CABG off-pump con l'arteria mammaria interna sinistra (LIMA) per rivascolarizzare la regione ischemica. L'animale si riprende per un mese per consentire un miglioramento ottimale del miocardio prima del sacrificio. Ciò consente studi fisiologici e tissutali di diversi gruppi di trattamento. Questo modello animale dimostra che la funzione cardiaca rimane compromessa nonostante il CABG, suggerendo la necessità di nuovi interventi aggiuntivi. In questo studio, è stato sviluppato un cerotto di collagene incorporato con esosomi derivati da cellule staminali mesenchimali (MSC), che può essere applicato chirurgicamente alla superficie epicardica distale all'anastomosi LIMA. Il materiale è conforme all'epicardio, è assorbibile e fornisce l'impalcatura per il rilascio prolungato dei fattori di segnalazione. Questa terapia rigenerativa può stimolare il recupero miocardico che non risponde alla sola rivascolarizzazione. Questo modello si traduce in ambito clinico fornendo mezzi di esplorazione fisiologica e meccanicistica per quanto riguarda il recupero nell'HIB.
Introduction
A livello globale, la CAD grave colpisce oltre cento milioni di pazienti e, sebbene il tasso di mortalità sia diminuito, rimane una delle principali cause di morte 1,2. La CAD ha un ampio spettro clinico, dall'infarto del miocardio (IM) all'ischemia, con vitalità preservata. La maggior parte della ricerca pre-clinica si concentra sull'infarto miocardico, caratterizzato dalla presenza di tessuto infartuato come è possibile studiare in modelli animali di piccole e grandi dimensioni. Tuttavia, tale modello non si rivolge ai pazienti con vitalità conservata e suscettibili di rivascolarizzazione. La maggior parte dei pazienti sottoposti a CABG ha una diminuzione dell'afflusso di sangue e una funzione limitata, pur mantenendo la variabilità nella riserva contrattile e nella vitalità3. Senza trattamento, questi pazienti possono progredire verso l'insufficienza cardiaca avanzata e la morte improvvisa, specialmente durante l'aumento del carico di lavoro4. Tra questi pazienti, l'innesto di bypass aortocoronarico (CABG) è una terapia efficace, ma potrebbe non portare a un recupero funzionale completo5. È importante sottolineare che la disfunzione diastolica, che è un marker per esiti clinici peggiori, non riesce a riprendersi dopo la rivascolarizzazione, suggerendo la necessità di nuove terapie adiuvanti durante il CABG 6,7. Attualmente, non ci sono interventi adiuvanti clinicamente disponibili utilizzati con CABG per ripristinare i cardiomiociti alla piena capacità funzionale. Si tratta di una grave lacuna terapeutica, dato che molti pazienti progrediscono verso un'insufficienza cardiaca avanzata nonostante un'appropriata rivascolarizzazione8.
È stato creato un modello suino innovativo di ischemia miocardica cronica suscettibile di CABG, per imitare l'esperienza clinica della CAD9. I suini forniscono un buon modello di cardiopatia rispetto ad altri animali di grandi dimensioni in quanto non hanno collaterali di ponte epicardico, quindi la stenosi del LAD da sola provoca ischemia regionale10. In questo studio sono state utilizzate femmine di maiali Yorkshire di 16 settimane. In questo modello, il LAD è stato rivascolarizzato con CABG off-pump utilizzando l'innesto dell'arteria mammaria interna sinistra (LIMA) (Tabella supplementare 1). L'intervento coronarico percutaneo (PCI) non è possibile aprire la stenosi poiché il costrittore è un dispositivo rigido. La risonanza magnetica cardiaca (MRI) viene utilizzata per valutare la funzione globale e regionale, l'anatomia coronarica e la vitalità tissutale. L'analisi della risonanza magnetica cardiaca ha mostrato che la funzione diastolica, caratterizzata da un picco di riempimento (PFR), rimane compromessa nonostante il CABG6. Il meccanismo della disfunzione diastolica è probabilmente correlato alla compromissione della bioenergetica mitocondriale e alla formazione di collagene nell'HIB che persistono dopo CABG11.
Le cellule staminali mesenchimali (MSC) forniscono una segnalazione terapeutica attraverso gli esosomi per migliorare il recupero miocardico quando applicate durante il CABG. In questo modello suino e in studi paralleli in vitro , è stato dimostrato che il posizionamento di un cerotto epicardico MSC vicryl durante il CABG recupera la funzione contrattile con l'aumento delle proteine mitocondriali chiave, vale a dire PGC-1α12, un importante regolatore del metabolismo energetico mitocondriale13. Il modello in vitro ci ha permesso di studiare il meccanismo di segnalazione delle MSC sulla compromissione della funzione mitocondriale. Gli esosomi sono microvescicole stabili secrete (50-150 nm) che contengono proteine o acidi nucleici, inclusi i microRNA (miRNA)14. Recenti dati in vitro suggeriscono che gli esosomi derivati da MSC sono un importante meccanismo di segnalazione necessario per il recupero della respirazione mitocondriale.
Gli esosomi derivati da cellule staminali sono promettenti per terapie aggiuntive in quanto sono facilmente accessibili, possono essere prodotti commercialmente e mancano di conflitti etici. In considerazione della traduzione clinica, è stato creato un cerotto di collagene incorporato con esosomi derivati da MSC che può essere suturato chirurgicamente nella regione di ibernazione del miocardio. È stato dimostrato che c'è una consegna sostenuta di esosomi utilizzando questo cerotto e fornisce una terapia rigenerativa senza cellule con meccanismo di segnalazione paracrina che mira al recupero mitocondriale e migliora la biogenesi mitocondriale15. Questa procedura fornisce il modello pre-clinico per studiare l'impatto delle terapie derivate dalle MSC per migliorare la funzione cardiaca attraverso il potenziamento della funzione mitocondriale e la riduzione dell'infiammazione al momento della rivascolarizzazione e invertire gli adattamenti miocitari all'ischemia cronica.
In questo studio, viene mostrato un metodo chirurgico di CABG off-pump che utilizza l'anastomosi da LIMA a LAD per bypassare l'area della stenosi prossimale LAD che imita il trattamento standard per i pazienti con CAD. Come terapia aggiuntiva con CABG, è stata dimostrata l'applicazione chirurgica di un cerotto di collagene incorporato in esosomi derivati da MSC sulla regione ischemica del miocardio. Questo modello chirurgico può essere utilizzato per studiare le risposte fisiologiche all'effetto paracrino osservate con l'uso di un cerotto esosomiale e i meccanismi molecolari di recupero.
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Protocol
I comitati istituzionali per la cura e l'uso degli animali (IACUC) del Minneapolis VA Medical Center e dell'Università del Minnesota hanno approvato tutti gli studi sugli animali. Sono state seguite le attuali linee guida del National Institutes of Health (NIH) per l'uso e la cura degli animali da laboratorio.
1. Isolamento di cellule staminali mesenchimali e preparazione e caratterizzazione degli esosomi
- Isolamento di cellule staminali mesenchimali (MSC) derivate dal midollo osseo
- Prelevare 30-50 ml di midollo osseo sterile dallo sterno o dalla tibia di una femmina di suino Yorkshire Landrace di 20 settimane. Per fare ciò, introdurre un ago interosseo da 25 mm 15G nello sterno o nella tibia e aspirare il campione in una siringa da 60 ml con 10 ml di eparina.
NOTA: Per ulteriori dettagli sulla raccolta del midollo osseo fare riferimento a Pittenger et al. e Hocum-Stone et al.12,16. - In breve, far passare il campione di midollo osseo attraverso una provetta Vacutainer CPT con eparina per 30 minuti a 1800 x g.
- Rimuovere il buffy coat contenente le cellule mononucleate e lavare con la soluzione salina bilanciata di Hank. Cellule mononucleate in pellet mediante centrifugazione e risospensione in terreno di crescita (10% siero fetale bovino [FBS]).
- Trasferire le cellule mononucleate in matracci di coltura cellulare per una crescita aderente. Isolare le MSC dalla frazione mononucleare per la loro natura aderente.
- Lavare tutte le non MSC entro 24 ore, lasciando un monostrato di MSC nel pallone di coltura tissutale. Confermare il fenotipo delle MSC mediante citometria a flusso, garantendo la negatività per CD45, un marcatore ematopoietico, e la positività per CD90 e CD105, marcatori delle MSC.
- Prelevare 30-50 ml di midollo osseo sterile dallo sterno o dalla tibia di una femmina di suino Yorkshire Landrace di 20 settimane. Per fare ciò, introdurre un ago interosseo da 25 mm 15G nello sterno o nella tibia e aspirare il campione in una siringa da 60 ml con 10 ml di eparina.
- Preparazione e caratterizzazione di esosomi da cellule staminali mesenchimali suine
- Seme 1 x 104 cardiomiociti di ratto H9C2 e coltura in 1x DMEM+ 10% FBS e 1x Pen/streptococco. Seme: 2 x 10,4 MSC suine in DMEM avanzato + 5% FBS e 1x Pen/streptococco.
- Una volta che entrambe le linee cellulari sono confluenti almeno all'80%, cambiare il terreno con terreno H9C2 e MSC impoverito di esosomi.
- Esporre i cardiomiociti H9C2 a una lieve ipossia (1% O2 per 24 ore). Rimuovere i flaconi dall'ipossia dopo 24 ore e pipettare il terreno H9C2.
- Rimuovere ed eliminare il terreno MSC dal pallone MSC. Aggiungere il terreno H9C2 purificato al pallone MSC. Incubare il matraccio per 6 ore in condizioni normossiche (5% CO2 , 20% O2 e 37 °C).
- Estrarre gli esosomi dal terreno condizionato in co-coltura utilizzando il reagente per l'isolamento totale degli esosomi seguendo le istruzioni del produttore.
- Verificare l'identificazione degli esosomi mediante rilevamento western blot di proteine esosomiali comuni con anticorpi contro CD-63 (1:1000)17.
- Eseguire l'analisi di tracciamento delle nanoparticelle (NTA) per quantificare gli esosomi e la valutazione delle dimensioni delle nanoparticelle e della loro distribuzione. Per fare ciò, sciogliere la proteina totale (50 μg) degli esosomi in 500 μL di PBS per determinare la concentrazione e la distribuzione dimensionale degli esosomi utilizzando l'analizzatore di tracciamento delle nanoparticelle.
- Analizza i dati utilizzando un software di tracciamento delle nanoparticelle.
2. Intervento chirurgico di bypass aortocoronarico fuori dalla pompa
- Preparazione degli animali
- Pesare l'animale (maiali femmina Yorkshire-Landrace di 16 settimane) 3 giorni prima dell'intervento chirurgico. Digiunare l'animale per 12 ore prima dell'intervento chirurgico e avere accesso all'acqua durante il digiuno.
- Somministrare buprenorfina 0,18 mg/kg per via intramuscolare 2-4 ore prima dell'intervento.
- Induzione dell'animale
- Sedare l'animale somministrando un'iniezione intramuscolare di 6,6 mg/kg di tiletamina-zolazepam/xilazina.
- Attendere 15 minuti per garantire un'adeguata sedazione valutando il tono della mandibola seguito dal posizionamento del catetere 22G nella vena dell'orecchio centrale.
NOTA: Un'altra vena periferica può essere presa in considerazione (cioè la vena cefalica) se la vena dell'orecchio è inadeguata. - Somministrare un unguento oftalmico per via topica su ciascun occhio. Somministrare 1-2 mg/kg di propofol per via endovenosa per indurre l'anestesia generale. Il tono della mandibola riflette in modo più affidabile la profondità dell'anestesia e deve essere valutato durante tutta la procedura.
- Intubare l'animale con un tubo endotracheale di dimensioni adeguate.
- Chirurgia
- Radere lo sterno e l'inguine dell'animale in preparazione alla procedura chirurgica.
- Impostare la ventilazione meccanica a 10-15 respiri al minuto, ossigeno 1-4 L/min e isoflurano 1,0-3,0% secondo necessità per mantenere l'anestesia profonda per l'intervento chirurgico. Verificare l'assenza di riflesso oculare o mascellare per confermare l'anestesia profonda.
- Apparecchiature di monitoraggio della posizione (elettrocardiogramma, CO2 di fine espirazione, frequenza cardiaca, saturazione di ossigeno, pressione sanguigna e temperatura) sull'animale.
- Collegare il catetere endovenoso a una sacca di soluzione salina normale o di ringer del lattato per somministrare continuamente i liquidi di mantenimento.
- Preparare la pelle utilizzando una tecnica asettica con scrub allo iodio povidone e soluzione 3x per un'adeguata sterilità e per ridurre al minimo il rischio di infezione del sito chirurgico.
- Somministrare la lidocaina per via intravascolare (dose di carico di 2 mg/kg o infusione continua alla dose di 50 mcg/kg/min) per prevenire le aritmie.
- Posizionare l'animale dorsalmente e coprirlo con asciugamani sterili.
- Eseguire l'asportazione dell'arteria femorale sinistra o destra per il posizionamento della linea arteriosa con la tecnica Seldinger, quindi collegare il catetere al trasduttore per il monitoraggio continuo della pressione sanguigna al momento dell'intervento chirurgico.
- Utilizzare l'elettrocauterizzazione monopolare per eseguire un'incisione di 20 cm che si estende dalla tacca sternale prossimalmente fino al processo xifoide distalmente e per incidere strati di muscoli, grasso sottocutaneo e tessuto connettivo fino allo sterno.
- Eseguire la sternotomia mediana utilizzando una sega oscillante.
NOTA: La sega standard viene evitata per la sternotomia ripetuta in quanto comporta un rischio maggiore di lesioni miocardiche dovute a precedenti aderenze pericardiche dalla procedura di toracotomia sinistra eseguita per posizionare il costrittore LAD. - Dividere la placca sternale posteriore usando un paio di forbici. Utilizzare un divaricatore toracico specializzato per un'adeguata visualizzazione del mediastino.
- Sezionare le aderenze utilizzando l'elettrocauterizzazione monopolare o le forbici Metzenbaum. Sezionare con cura il muscolo peristernale e il grasso per esporre l'arteria mammaria interna sinistra (LIMA).
- Una volta che LIMA è esposto lateralmente al bordo sternale, separarlo delicatamente dalla parete toracica utilizzando una dissezione smussata con punta per elettrocauterizzazione. Utilizzare il LIMA come innesto scheletrato.
- Iniziare la dissezione a livello del 3° spazio intercostale. Sollevare delicatamente il bordo sternale sinistro per una visualizzazione ottimale.
- Utilizzare una trazione delicata sull'avventizia per esporre i rami arteriosi e venosi di LIMA. Tagliare il lato LIMA dei rami usando le emoclibi e cauterizzare il lato della parete toracica dei rami.
NOTA: Prestare attenzione a non cauterizzare la clip sul LIMA, poiché ciò potrebbe causare il restringimento del condotto. - Una volta che un segmento iniziale di LIMA è stato mobilizzato, continuare la dissezione prossimalmente verso il livello della vena succlavia e distalmente fino alla biforcazione LIMA.
- Una volta terminata la dissezione, somministrare eparina per via endovenosa alla dose di 100-300 U/kg. Attendere 3 minuti dopo la somministrazione dell'eparina.
- Dopo 3 minuti, tagliare l'estremità distale del LIMA, appena prima del livello della biforcazione del LIMA, e dividere il condotto. Cuci l'estremità distale con una fascetta di sutura in seta 2-0 gratuita.
- Preparare l'estremità prossimale per l'innesto. Ispezionare visivamente la qualità del flusso lasciando sanguinare l'innesto per alcuni secondi.
- Clamp delicatamente l'estremità distale del condotto LIMA con una pinza bulldog atraumatica per evitare sanguinamento. Aprire il pericardio con una T rovesciata praticando un'incisione di circa 5-6 cm. Posizionare le suture di misura 3-0 sul pericardio per la trazione su entrambi i lati della fessura.
- Stabilizzare il LAD con nastri di retrazione in silicone e stabilizzatore tissutale, che è fissato al divaricatore sternale. Eseguire un'arteriotomia nell'arteria LAD distale alla stenosi (causata dalla banda costrittrice) con una lama a 11 lame ed estendere con una forbice per iride.
- Posizionare uno shunt coronarico di dimensioni adeguate nel LAD. Eseguire l'anastomosi da LIMA a LAD con sutura non assorbibile 7-0 utilizzando una tecnica di bypass off-pump. Rilasciare l'occlusore bulldog sul LIMA e confermare l'emostasi.
- Preparazione di un cerotto esosomico derivato da cellule staminali mesenchimali (MSC)
- Dopo aver isolato con successo gli esosomi dalle MSC, sospendere circa 3 x 108 esosomi in 3 mL di soluzione fisiologica normale e aggiungerli alla spugna di collagene.
- Portare 3 mL di sospensione di esosomi a temperatura ambiente a circa 22 °C per 10 min. Metti 2 spugne collage riassorbibili (ciascuna 1,27 cm x 2,54 cm) in una capsula di Petri media.
- Utilizzare una siringa da 5 ml con un ago da 18 G per miscelare delicatamente la sospensione dell'esosoma. Pipettare lentamente 1,5 ml di sospensione su ciascuna spugna di collagene e attendere 5 minuti per il completo assorbimento.
- Posizionamento del cerotto dell'esosoma
- Posizionare la spugna carica di esosomi capovolta sulla regione di ibernazione del cuore, che è l'epicardio della regione del setto anteriore nella distribuzione della LAD.
- Posizionare delicatamente due spugne per coprire la regione di ibernazione del cuore. Usa una rete di polyglactin da 3,5 cm x 1,0 cm per coprire ogni spugna di collagene.
- Cuci la rete sull'epicardio con sottili suture interrotte 7-0.
- Posizionamento del tubo toracico
- Posizionare un tubo toracico attraverso un'incisione di pugnalata separata, vicino all'aspetto inferiore dell'incisione della sternotomia. Posizionare con cautela il tubo toracico sulla parte anteriore del cuore.
- Una volta che il tubo è in posizione, posizionare una sutura a corda di borsa con sutura 3-0 utilizzando un punto materasso orizzontale per consentire la chiusura della ferita al momento della rimozione del tubo.
- Il tubo toracico viene mantenuto fino alla completa chiusura del torace.
- Chiusura sul petto
- Approssimare lo sterno con punti di sutura non assorbibili utilizzando uno schema a forma di otto. Somministrare 1 mg/kg di bupivacaina per via intramuscolare lungo l'intera lunghezza dell'incisione.
NOTA: La sutura viene utilizzata al posto dei fili per evitare interferenze con l'imaging MRI. - Chiudere gli strati di muscoli e pelle nel modo standard utilizzando rispettivamente la sutura assorbibile 2-0 e 3-0.
- Eseguire l'apnea e l'aspirazione per evacuare tutta l'aria dalla cavità toracica. Monitorare con cautela la pressione delle vie aeree sul ventilatore e mantenere la pressione tra 15-22 mmHg e rilasciarla al termine.
- Una volta che tutta l'aria è stata evacuata, rimuovere il tubo toracico mentre si chiude la ferita utilizzando la sutura a corda della borsa. Applicare la colla adesiva localmente per coprire l'incisione sternale.
- Approssimare lo sterno con punti di sutura non assorbibili utilizzando uno schema a forma di otto. Somministrare 1 mg/kg di bupivacaina per via intramuscolare lungo l'intera lunghezza dell'incisione.
- Assistenza post-operatoria dopo l'intervento chirurgico
- Svezzare gradualmente l'animale dal ventilatore mentre l'incisione cutanea viene chiusa. Assicurarsi che l'animale sia in grado di respirare spontaneamente e proteggere i riflessi prima di scollegare l'animale dall'attrezzatura per anestesia.
- Rimuovere il tubo endotracheale dopo aver verificato che l'animale è in grado di proteggere le sue vie aeree. Coprire l'incisione cutanea con una medicazione sterile e non aderente incorporata con unguento antibiotico per ridurre al minimo l'infezione del sito chirurgico.
- Continuare a monitorare i segni vitali tra cui frequenza cardiaca, frequenza respiratoria, temperatura corporea ogni 15 minuti fino a quando l'animale non è in grado di mantenere la sua posizione senza assistenza.
- Assicurarsi che l'animale non venga lasciato incustodito fino a quando non è in grado di sollevare e tenere la testa alta e può stare in piedi senza assistenza. Somministrare meloxicam alla dose di 0,2 mg/kg per via sottocutanea prima di trasportare l'animale all'unità di recupero.
- Trasportare l'animale all'unità di recupero quando l'animale è stabile. Mantenere la medicazione del sito chirurgico sull'incisione fino al giorno 3 postoperatorio. Sostituire la medicazione se si sporca.
- Continuare a monitorare il livello del dolore, l'incisione cutanea e il benessere generale dell'animale per i primi 5 giorni dopo l'intervento. Somministrare mezza dose di meloxicam (0,1 mg/kg) al bisogno una volta al giorno per il dolore intenso.
- Alloggiare l'animale per i primi 5 giorni dopo l'intervento chirurgico mentre le incisioni guariscono per ridurre il rischio di infezione del sito chirurgico da parte di un altro animale. Rimettere l'animale in un alloggio di gruppo dopo 5 giorni.
- Segnalare eventuali complicazioni o cambiamenti nelle condizioni dell'animale (febbre, ascite, perdita di peso, inappetenza, ecc.) al veterinario o al personale competente.
3. Angiografia coronarica con accesso femorale
- Fissare l'animale sul tavolo operatorio in decubito dorsale. Iniziare la ventilazione meccanica a 10-15 respiri al minuto. Impostare l'ossigeno a 2-4 L/min, l'isoflurano all'1% e al 4%, secondo necessità per mantenere un piano di anestesia profondo.
- Posizionare gli elettrocateteri ECG sull'arto dell'animale per monitorare il ritmo cardiaco. Valutare l'animale per la profondità dell'anestesia. Considera l'animale profondamente anestetizzato quando il riflesso dell'occhio o della mandibola è assente.
- Pulisci la zona del torace e del collo con uno scrub allo iodio povidone e poi copri l'animale con degli asciugamani.
- Accedere all'arteria femorale tramite taglio chirurgico ed esporre l'arteria e la vena femorale. Praticare un'incisione longitudinale di 1-2 mm con una lama n. 11 nell'arteria femorale e incannulare l'arteria utilizzando una guaina introduttrice da 11 Fr nel lume del vaso.
- Dopo aver ottenuto l'accesso, far avanzare il catetere per eseguire l'angiografia coronarica per valutare la pervietà anatomica dell'innesto LIMA-LAD.
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Representative Results
Dopo la rivascolarizzazione, viene eseguita un'angiografia coronarica per valutare la stenosi LAD (superiore all'80%) e la pervietà dell'innesto LIMA-LAD (Figura 1). Quattro settimane dopo l'intervento chirurgico di rivascolarizzazione e il posizionamento del cerotto di collagene carico di esosomi, viene eseguita la risonanza magnetica cardiaca per valutare la funzione sistolica e diastolica del cuore a riposo e sotto sforzo utilizzando un'infusione di dobutamina a basso dosaggio a 5 μg/kg/min. La funzione sistolica viene analizzata misurando la percentuale di spessore della parete (spessore della parete alla sistole finale - spessore della parete alla diastole terminale). La funzione diastolica viene analizzata misurando il tasso di riempimento di picco sul volume diastolico finale (PFR/EDV; Figura 2). L'imaging con mezzo di contrasto ritardato è stato eseguito per confermare l'assenza di infarto miocardico nel territorio LAD. Se è presente un infarto nella regione LAD, è probabile che sia dovuto all'arteria occlusa secondaria alla trombosi causata dal costrittore. L'assenza di anomalie del movimento della parete regionale dimostra la mancanza di fenotipo di ibernazione.
A basse dosi di infusione di dobutamina, gli animali HIB dimostrano una significativa diminuzione della funzione diastolica, misurata mediante PFR/EDV, rispetto al gruppo di controllo (5,5 ± 0,8 vs. 6,9 ± 1,5, rispettivamente, p < 0,05). Il gruppo CABG dimostra una tendenza al miglioramento di PFR/EDV rispetto al gruppo HIB (6,3 ± 0,9 vs. 5,5 ± 0,8, rispettivamente, p = 0,06). Tuttavia, il gruppo CABG + MSC dimostra un aumento significativo di PFR/EDV rispetto al gruppo HIB (6,6 ± 1,1 vs. 5,5± 0,8, rispettivamente, p = 0,03; Figura 3). La risonanza magnetica cardiaca è stata utilizzata per confermare l'assenza di necrosi e pervietà dell'innesto di bypass dell'arteria mammaria interna sinistra (LIMA) all'arteria discendente anteriore sinistra (LAD) distale nell'area della stenosi18.
A riposo, il gruppo CABG + MSC non altera la funzione sistolica regionale (misurata in percentuale dello spessore della parete) rispetto al solo CABG (26,3% ± 7,0% vs. 34,9% ± 6,3%; p = 0,19). Sotto stress, il gruppo CABG + MSC mostra un miglioramento significativo della funzione sistolica regionale rispetto al solo CABG (78,3% ± 19,6% vs. 39,2% ± 5,6%; p = 0,05)12 (Figura 4).
Alla necroscopia, sono stati utilizzati dilatatori coronarici di dimensioni adeguate per garantire la stenosi LAD e la pervietà LIMA. Il miocardio è stato ispezionato grossolanamente per garantire che la vitalità tissutale sia presente in tutte le regioni, in particolare nella regione ischemica. La colorazione con cloruro di trifeniltetrazolio (TTC) ha confermato l'assenza di cicatrici.
Figura 1. Angiogramma cardiaco che mostra l'anatomia. L'angiografia coronarica dimostra una stenosi del >80% dell'arteria prossimale LAD e un'anastomosi pervio dell'innesto LIMA-LAD. Abbreviazioni: LIMA= Arteria mammaria interna sinistra, LAD= Discendente anteriore sinistra Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 2. Valutazione del rilassamento diastolico, della funzione contrattile globale e della vitalità mediante risonanza magnetica cardiaca. (A) Rilassamento diastolico: relazione tra il volume ventricolare sinistro (LV) durante un ciclo cardiaco. L'asse x è il tempo in s; l'asse y è il volume del ventricolo sinistro in mL. La linea rossa indica il picco di riempimento (velocità massima con cui il ventricolo sinistro aumenta il volume). La PFR è normalizzata al volume telediastolico dell'animale (PFR/EDV) per tenere conto della varianza di taglia tra gli animali. (B) Funzione contrattile globale: deformazione circonferenziale segmentale (deformazione circ) durante il ciclo cardiaco (asse x: tempo in ms; asse y: variazione percentuale della lunghezza circonferenziale del segmento ventricolare sinistro rispetto alla misurazione telediastolica). Il picco di deformazione circonferenziale è rappresentato dal valore più negativo del ciclo. (C) Immagine RM cardiaca rappresentativa della distribuzione del LAD: la distribuzione del LAD evidenziata in rosso rappresenta la parete anterosettale. Non c'è stata evidenza di infarto sulla base di un maggiore contrasto di gadolinio sulle viste a 4 camere (D) sull'asse lungo e sull'asse corto (E). Abbreviazioni: LV= ventricolo/ventricolo sinistro; LAD= anteriore sinistro discendente; MRI= risonanza magnetica. Questa cifra è stata modificata da 6. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3. Valutazione RM del picco di riempimento/volume diastolico finale. La funzione diastolica, misurata mediante PFR/EDV, è stata confrontata tra quattro gruppi (Controllo, HIB, CABG e CABG + MSC). A riposo, la PFR/EDV è comparabile tra quattro gruppi di animali. Tuttavia, sotto stress utilizzando infusione di dobutamina a basse dosi (5μg/kg/min), il gruppo HIB ha mostrato una significativa diminuzione di PFR/EDV rispetto al controllo (p < 0,05) con tendenza al miglioramento nel gruppo CABG (p = 0,06) e un aumento significativo nel gruppo CABG + MSC (p < 0,05). Le analisi statistiche sono state eseguite utilizzando il test di analisi unidirezionale della varianza (ANOVA). I dati sono presentati come mezzi ± SD. Abbreviazioni: CABG= Innesto di bypass aortocoronarico, PFR= Tasso di riempimento di picco, EDV= volume diastolico finale; MRI= Risonanza magnetica, MSC= Cellule staminali mesenchimali, SD= Deviazione standard. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4. Valutazione RM della funzione sistolica regionale mediante ispessimento della parete. Il trattamento con il cerotto MSC mostra un miglioramento della funzione cardiaca regionale rispetto al cerotto sham. (A) La funzione sistolica regionale, misurata dalla percentuale di ispessimento della parete, non migliora significativamente a riposo con il trattamento con cerotto MSC (n = 6) rispetto a sham (n = 6). (B) Sotto stress utilizzando infusione di dobutamina a basso dosaggio (5μg/kg/min), c'è un miglioramento significativo della funzione sistolica regionale dopo il trattamento con il cerotto MSC rispetto agli animali sham (P<.05). le analisi statistiche sono state eseguite utilizzando il test di Mann-Whitney. Le barre orizzontali indicano la deviazione standard media. *P<.05. Abbreviazioni: MSC= Cellule staminali mesenchimali. Questa cifra è stata modificata da 12. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Tabella supplementare 1. Panoramica delle procedure e cronologia di ciascuna procedura. Fare clic qui per scaricare il file.
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Discussion
Questo studio presenta il primo modello suino di miocardio cronicamente ischemico, in cui è stato dimostrato che il trattamento con un cerotto di collagene carico di esosomi derivato da MSC durante la rivascolarizzazione chirurgica recupera la funzione diastolica e sistolica dopo la stimolazione inotropa, potenzialmente mirando al recupero mitocondriale. In precedenza, è stato dimostrato che in un modello animale di HIB di grandi dimensioni la funzione diastolica e sistolica, misurata mediante risonanza magnetica cardiaca, rimane compromessa e migliora solo leggermente con la rivascolarizzazione senza recupero completo 6,19. La disfunzione si è verificata nonostante la frazione di eiezione ventricolare sinistra conservata. Questi risultati imitano accuratamente l'esperienza clinica osservata nei pazienti con miocardio ischemico cronico in un territorio a singolo vaso con funzione ventricolare sinistra preservata.
Ci sono diverse sfide critiche e tecniche durante l'intervento chirurgico di rivascolarizzazione, specialmente nel contesto di una precedente toracotomia. Il danno cardiovascolare all'ingresso sternale è un rischio in quanto il pericardio è già stato violato e possono essere presenti aderenze. La sternotomia può causare lesioni cardiache a causa della vicinanza o dell'aderenza allo sterno. Questo rischio può essere mitigato dall'uso di una sega oscillante, che ha dimostrato di favorire un rientro sternale senza incidenti.
Un aspetto fondamentale per ottenere un CABG di successo è la qualità dell'innesto. La meticolosa raccolta LIMA è un aspetto tecnico importante per eseguire con successo CABG di alta qualità ed è associata a una migliore pervietà dell'innesto. La LIMA può essere raccolta con due tecniche: peduncolata e scheletrata. La tecnica peduncolare include la dissezione del LIMA dallo sterno insieme alle sue vene, fascia, grasso e linfatici. La tecnica scheletrizzata prevede la dissezione del LIMA libero da tutto il tessuto circostante, e quindi cedendo solol'arteria 20. In questo modello è stata implementata la tecnica di scheletratura in quanto può ridurre al minimo l'ischemia sternale e l'innesto è più lungo di un LIMA20 peduncolato. LIMA è una struttura delicata, qualsiasi allungamento eccessivo, clampaggio o clip fuori posto può causare lesioni vascolari e risultati insoddisfacenti. Durante la dissezione, la punta del cauterizzazione deve essere utilizzata con cautela e a bassa tensione. Quando si separa l'arteria dai suoi rami perforanti, il lato LIMA dei rami viene tagliato con emoclips. Bisogna fare attenzione a non cauterizzare le clip in quanto ciò può causare il restringimento del condotto. Confermare il flusso pulsatile prima dell'innesto.
Assicurarsi che vengano mantenute quantità ragionevoli di anestesia e paralitici per ridurre al minimo i movimenti durante l'intervento chirurgico, specialmente durante la cucitura dell'anastomosi. È fondamentale utilizzare le dosi appropriate di lidocaina ed eparina (200-300 unità/kg) per eliminare rispettivamente il rischio di aritmia e trombosi. Una seconda dose di lidocaina potrebbe essere indicata se l'animale manifesta aritmie durante l'intervento chirurgico. L'utilizzo della linea arteriosa femorale consente un monitoraggio emodinamico continuo. Quando si esegue l'anastomosi, è utile mettere 1-2 spugne chirurgiche dietro il cuore o posizionare punti di sutura su entrambi i lati del pericardio per sollevare il ventricolo sinistro verso l'alto. In questo modello, utilizziamo nastri sillastici e lo stabilizzatore tissutale che utilizza la pressione di aspirazione per immobilizzare efficacemente il sito bersaglio. Una lieve diminuzione della pressione arteriosa, oltre alla depressione del tratto ST nell'ECG, può essere notata una volta posizionato lo stabilizzatore e sollevato il cuore. Questi squilibri emodinamici sono di solito ben tollerati senza richiedere alcun intervento. In situazioni in cui l'instabilità emodinamica è significativa, può essere somministrata una dose di fenilefrina (5-20 μg/kg) per via endovenosa per aumentare la pressione arteriosa. Se l'instabilità emodinamica è pericolosa per la vita, una dose di epinefrina (0,1 μg/kg; diluita 1:10.000) può essere somministrata per via endovenosa come farmaco di emergenza di soccorso. Una volta che il LAD è esposto con una lama di castoro, viene eseguita un'arteriotomia con una lama a 11 e completata con forbici microchirurgiche. Bisogna fare attenzione a non ferire la parete posteriore del LAD durante questa manovra. È fondamentale mantenere il sito dell'arteriotomia esangue durante il CABG off-pump per consentire una sutura accurata e sono state descritte diverse tecniche, tra cui l'irrigazione intermittente con soluzione salina, l'uso di soffianti di CO2 e gli shunt coronarici intraluminali21. In questo studio, sono stati utilizzati il ventilatore di CO2 insieme a uno shunt coronarico intraluminale di dimensioni adeguate, poiché entrambi sono utilizzati di routine nelle operazioni CABG fuori pompa. Una complicanza potenzialmente letale del ventilatore a CO2 è un'embolia gassosa. Tuttavia, il rischio di embolia gassosa può essere annullato utilizzando lo shunt coronarico, che può fungere da barriera fisica all'interno dell'arteriotomia. Inoltre, l'uso dello shunt coronarico aiuta a mantenere il campo chirurgico privo di sangue, il che consente l'uso di un flusso di gas inferiore e riduce ulteriormente il rischio di embolia gassosa. Gli shunt migliorano anche la precisione tecnica per l'anastomosi e prevengono la lesione involontaria della parete posteriore dell'arteria durante la sutura22.
In questo modello suino ben consolidato, è stata impiegata una tecnica off-pump piuttosto che on-pump durante l'intervento chirurgico CABG. Il vantaggio dell'utilizzo di questa tecnica, al posto della on-pump, è quello di ridurre al minimo il tempo operatorio ed evitare l'incannulamento centrale dell'aorta e dell'atrio destro con eparinizzazione completa. Inoltre, aiuta a recuperare più rapidamente l'animale dopo l'intervento chirurgico riducendo il rischio di sanguinamento post-operatorio e/o temponade cardiaca. Si tratta di presunti vantaggi basati sull'esperienza clinica in pazienti sottoposti a CABG sia con pompa che senza pompa.
Questo cerotto di collagene carico di esosomi è nuovo in quanto può essere quantificato e fissato chirurgicamente alla regione di ischemia che è stata rivascolarizzata. Ciò consente il rilascio prolungato di esosomi dal cerotto nel corso di diversi giorni, con conseguente trattamento continuo e diretto della regione ischemica. L'istopatologia del tessuto in letargo 4 settimane dopo il trattamento con CABG ed esosoma ha dimostrato la mancanza di risposta infiammatoria del miocardio al cerotto stesso, anche se è stata notata una certa infiammazione nel sito delle suture, come evidente dalla colorazione per le cellule infiammatorie. Sebbene sia stata suggerita una varietà di metodi per la somministrazione di esosomi nel miocardio, tecniche comuni come l'iniezione diretta di esosomi determinano una bassa ritenzione del prodotto terapeutico nell'area lesa, poiché fino al 90% degli esosomi viene lavato via o disperso dopo l'iniezione23. L'analisi della ritenzione degli esosomi dopo l'iniezione è stata completata fino a 3 ore dopo l'iniezione e ha mostrato una significativa diminuzione del contenuto di esosomi24. Gli esosomi sono facili da isolare e hanno una maggiore flessibilità nelle condizioni di conservazione per lunghi periodi di tempo, offrendo un'opportunità per prodotti pronti all'uso che possono essere utilizzati in ambiente acuto, rendendoli più traducibili ai pazienti.
Questo studio ha diverse limitazioni, tra cui l'età e il sesso degli animali. Date le limitazioni chirurgiche e logistiche, le considerazioni sulle normative sul benessere degli animali e sulla sicurezza del personale, sono stati studiati solo suini femmine giovani. Sebbene la chirurgia CABG aggiunga complessità al modello, si è trattato di un intervento necessario in quanto altri interventi meno invasivi (intervento coronarico percutaneo o PCI) non avrebbero permesso di aprire la regione stenotica della LAD a causa della natura rigida del costrittore18. Inoltre, questo modello di stenosi monovascolare senza comorbidità non simula completamente l'estensione e gli effetti dell'aterosclerosi coronarica di lunga data osservata nella popolazione umana. Gli studi futuri si concentreranno sull'utilizzo di un modello di malattia multivascolare del miocardio in letargo posizionando chirurgicamente il costrittore sull'arteria circonflessa e sulla LAD. Tuttavia, questo modello di malattia a due vasi comporterebbe l'ibernazione del miocardio con frazione di eiezione ridotta. La mortalità degli animali probabilmente aumenterebbe e la rivascolarizzazione chirurgica è più complessa e richiede il supporto di bypass sulla pompa. In futuro, se ci fossero problemi con le applicazioni pratiche del tipo patch, verranno esplorate altre opzioni di materiale per scaffold, come la matrice extracellulare decellularizzata o la forma alternativa di idrogel.
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Disclosures
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Acknowledgments
Questo lavoro è stato sostenuto dal VA Merit Review #I01 BX000760 (RFK) degli Stati Uniti (U.S.) Dipartimento degli Affari dei Veterani BLR&D e Dipartimento degli Stati Uniti degli Affari dei Veterani #I01 BX004146 di sovvenzione (TAB). Riconosciamo inoltre con gratitudine il sostegno dell'Università del Minnesota Lillehei Heart Institute. Il contenuto di questo lavoro non rappresenta il punto di vista del Dipartimento degli Affari dei Veterani degli Stati Uniti del Governo degli Stati Uniti.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 5 Ethibond | Ethicon | MG46G | Suture |
| # 40 clipper blade | Oster | 078919-016-701 | Remove hair from surgery sites |
| 0 Vicryl | Ethicon | J208H | Suture |
| 1 mL Syringe | Medtronic/Covidien | 1188100777 | Administer injectable agents |
| 1" medical tape | Medline | MMM15271Z | Secure wound dressing and IV catheters |
| 1000mL 0.9% Sodium chloride | Baxter | 2B1324X | IV replacement fluid |
| 12 mL Syringe | Medtronic/Covidien | 8881512878 | Administer injectable agents |
| 18 ga needles | BD | 305185 | Administration of injectable agents |
| 20 ga needles | BD | 305175 | Administration of injectable agents |
| 20 mL Syringe | Medtronic/Covidien | 8881520657 | Administer injectable agents |
| 2-0 Vicryl | Ethicon | J317H | Suture |
| 250 mL 0.9% saline | Baxter | UE1322D | Replacement IV Fluid |
| 3 mL Syinge | Medtronic/Covidien | 1180300555 | Administer injectable agents |
| 3-0 Vicryl | Ethicon | VCP824G | Suture |
| 36” Pressure monitoring tubing | Smith’s Medical | MX563 | Connect art. Line to transducer |
| 4.0 mm ID endotracheal tube | Medline | DYND43040 | Establish airway for Hibernation |
| 4-0 Tevdek II Strands | Deknatel | 7-922 | Suture to secure constrictor around LAD |
| 48” Pressure monitoring tubing | Smith’s Medical | MX564 | Connect art. Line to transducer |
| 500mL 0.9% Sodium chloride | Baxter | 2B1323Q | Drug delivery, Provide mist for Blower Mister |
| 6 mL Syringe | Medtronic/Covidien | 1180600777 | Administer injectable agents |
| 6.0 mm ID endotracheal tube | Mallinckrodt | 86049 | Establish airway for Revasc,MRI and Termination |
| 6.5 mm ID endotracheal tube | Medline | DYND43065 | Establish airway for Revasc,MRI and Termination |
| 6” pressure tubing line | Smith’s Medical | MX560 | Collect bone marrow |
| 60 mL Syringe | Medtronic/Covidien | 8881560125 | Administer injectable agents |
| 7.0 mm ID endotracheal tube | Medline | DYND43070 | Establish airway for Revasc,MRI and Termination |
| 7-0 Prolene | Ethicon | M8702 | Suture |
| Advanced DMEM (1X) | ThermoFisher Scientific | 12491023 | |
| Alcohol Prep pads | MedSource | MS-17402 | Skin disinfectant |
| Amicon Ultra-15 Centrifugal Filter Unit | Millipore Sigma | UFC910024 | |
| Anesthesia Machine | Drager | Fabious Trio | maintains general anesthesia |
| Anesthesia Machine + ventilator | DRE Drager- Fabius Tiro | DRE0603FT | Deliver Oxygen and inhalant to patient |
| Anesthesia Monitor | Phillips Intellivue | MP70 | Multiparameter for patient safety |
| Arterial Line Kit | Arrow | ASK-04510-HF | Femoral catheter for blood pressure monitoring |
| Artificial Tears | Rugby | 0536-1086-91 | Lubricate eyes to prevent corneal drying |
| Bair Hugger | 3M | Model 505 | Patient Warming system |
| Basic pack | Medline | DYNJP1000 | Sterile drapes and table cover |
| Blood Collection Tubes- green top | Fisher Scientific | 02-689-7 | Collect microsphere blood samples |
| Blower Mister Kit | Medtronic/Covidien | 22120 | Clears surgical field for vessel anastomosis |
| BODIPY TR Ceramide | ThermoFisher Scientific | D7540 | |
| Bone marrow needle- 25mm 15 ga IO needle | Vidacare | 9001-VC-005 | Collect bone marrow |
| Bone Wax | Medline | ETHW31G | Hemostasis of cut bone |
| Bovie Cautery hand piece | Covidien | E2516 | Hemostasis |
| Bupivicaine | Pfizer | 00409-1161-01 | Local Anesthetic |
| Buprenorphine 0.3 mg/mL | Sigma Aldrich | B9275 | Pre operative Analgesic for survivial procedures |
| Cell Scrapers | Corning | 353085 | |
| Cephazolin 1 gr | Pfizer | 00409-0805-01 | Antibiotic |
| Chest Tube | Covidien | 8888561043 | Evacuates air from chest cavity |
| Cloroprep | Becton Dickenson | 260815 | Surgical skin prep |
| CPT tube | BD | 362753 | MSC isolation from bone marrow |
| Delrin Constrictor | U of MN | Custom made | Creates stenosis of LAD |
| Dermabond | Ethicon | DNX12 | Skin adhesive |
| DMEM (1X) Dulbecco's Modified Eagle Medium, HEPES | ThermoFisher Scientific | 12430062 | |
| Dobutamine 12.5 mg/mL | Pfizer | 00409-2344-01 | Increases blood pressure and heart rate during the second microsphere blood collection |
| ECG Pads | DRE | 1496 | Monitor heart rhythm |
| Exosome-Depleted FBS | ThermoFisher Scientific | A2720801 | |
| Falcon Disposable Polystyrene Serological Pipets, Sterile, 10mL | Fisher Scientific | 13-675-20 | |
| Femoral and carotid introducer | Cordis- J&J | 504606P | femoral and carotis cannulas |
| Fetal Bovine Serum, Heat Inactivated, Gibco FBS | ThermoFisher Scientific | 16140089 | |
| Flo-thru 1.0 | Baxter | FT-12100 | used to anastomos LIMA to L |
| Flo-thru 1.25 | Baxter | FT-12125 | FT-12125 |
| Flo-thru 1.5 | Baxter | FT-12150 | FT-12150 |
| Flo-thru 2.0 | Baxter | FT-12200 | FT-12200 |
| GlutaMAX Supplement | ThermoFisher Scientific | 35050061 | |
| Hair Clipper | Oster | 078566-011-002 | Remove hair from surgery sites |
| Helistat collagen sponge | McKesson | 570973 1690ZZ | Sponge for embedding exosomes |
| Heparin | Pfizer | 0409-2720-03 | anticoaggulant |
| Histology Jars | Fisher Scientific | 316-154 | Formalin for tissue samples |
| HyClone Characterized Fetal Bovine Serum (FBS) | Cytiva | SH30071.03 | |
| Hypafix | BSN Medical | 4210 | Secure wound dressing and IV catheters |
| Isoflurane | Sigma Aldrich | CDS019936 | General Anesthestic- Inhalant |
| IV Tubing for Blower Mister | Carefusion | 42493E | Adapts to IV Fluids for Blower/Mister |
| Jelco 18 ga IV catheter | Smiths medical | 4054 | IV access in Revasc, MRI and Term |
| Lidocaine 2% | Pfizer | 00409-4277-01 | Local Anesthetic/ antiarrthymic |
| Ligaclips | Ethicon | MSC20 | Surgical Staples for LIMA takedown |
| Long blade for laryngoscope | DRE | 12521 | Allows for visualization of trachea for intubation |
| Meloxicam 5 mg/mL | Boehringer Ingelheim | 141-219 | Post operative Analgesic |
| Microsphere pump | Collect blood samples from femoral introducer | ||
| Monopolar Cautery | Covidien | Valleylab™ FT10 | Hemostasis |
| Nanosight NS 300 | Malvern Panalytical | MAN0541-03-EN | |
| NTA 3.1.54 software | Malvern Panalytical | MAN0520-01-EN-00 | |
| OPVAC Synergy II | Terumo Cardiovascular System | 401-230 | Heart positioner and Stabilizer |
| Oxygen Tank E cylinder | various | various | Used for Blower Mister if anesthesia machine doesn't have auxiliary flow meter |
| PBS, pH 7.2 | ThermoFisher Scientific | 20012050 | |
| Penicillin-Streptomycin-Neomycin (PSN) Antibiotic Mixture | ThermoFisher Scientific | 15640055 | |
| Pigtail 145 catheter 6 French | Boston Scientific | 08641-41 | Measure LV pressures |
| Pressure Transducer | various | Must adapt to anesthesia monitor | Monitor direct arterial pressures |
| Propofol | Diprivan | 269-29 | Induction agent |
| Roncuronium | Mylan | 67457-228-05 | Neuromuscular blocking agent |
| SR Buprenorphine 10 mg/mL | Abbott Labs | NADA 141-434 | Post operative Analgesic |
| Sterile Saline 20 mL | Fisher Scientific | 20T700220 | Flush for IV catheters |
| Sternal Saw/ Necropsy Saw | Thermo Fisher | 812822 | Used to open chest cavity |
| Stop Cocks | Smith Medical | MX5311L | 2 to connect to pig tail |
| Succinylcholine 20 mg/mL | Pfizer | 00409-6629-02 | Neuromuscular blocking agent |
| Suction tubing | Medline | DYND50223 | |
| Suction Container | Medline | DYNDCL03000 | |
| Surgery pack with chest retractor | various | See pack list | Femoral cut down and median sternotomy |
| Surgical Instruments | various | See pack list | Femoral and carotid cutdowns and sternotomy |
| Surgical Spring Clip | Applied Medical | A1801 | Clamp end of LIMA after takedown |
| Syringe pump | Harvard | Delivers IV Dobutamine infusion | |
| SYTO RNASelect Green Fluorescent cell Stain - 5 mM Solution in DMSO | Millipore Sigma | S32703 | |
| Telazol 100 mg/mL | Fort Dodge | 01L60030 | Pre operative Sedative |
| Telpha pad | Covidien | 2132 | Sterile wound dressing |
| Timer | Time collection of blood samples | ||
| Total Exosome Isolation Reagent (from cell culture media) | ThermoFisher Scientific | 4478359 | |
| TPP Tissue Culture Flask, T75, Filter Cap w/ 0.22uM PTFE | ThermoFisher Scientific | TP90076 | |
| Triple Antibiotic Ointment | Johnson & Johnson | 23734 | Topical over wound |
| Vicryl mesh | Ethicon | VKML | Patch for epicardial cell application |
| Vortex | Mix microspheres | ||
| Xylazine 100 mg/mL | Vedco | 468RX | Pre operative Sedative/ analgesic |
References
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