Summary
Este estudio presenta un modelo quirúrgico porcino de isquemia miocárdica crónica por estenosis progresiva de la arteria coronaria, que resulta en deterioro de la función cardíaca sin infarto. Después de la isquemia, los animales se someten a un injerto de derivación de la arteria coronaria sin bomba con colocación epicárdica de un parche de colágeno cargado de exosomas derivados de células madre. Esta terapia adyuvante mejora la función miocárdica y la recuperación.
Abstract
La isquemia miocárdica crónica resultante de la estenosis progresiva de la arteria coronaria conduce a la hibernación del miocardio (HIB), definido como el miocardio que se adapta a la disponibilidad reducida de oxígeno mediante la reducción de la actividad metabólica, evitando así la lesión irreversible de los cardiomiocitos y el infarto. Esto es distinto del infarto de miocardio, ya que el HIB tiene el potencial de recuperación con revascularización. Los pacientes con enfermedad arterial coronaria (EAC) significativa experimentan isquemia crónica, lo que los pone en riesgo de insuficiencia cardíaca y muerte súbita. La intervención quirúrgica estándar para la EAC grave es la cirugía de revascularización coronaria (CABG), pero se ha demostrado que es una terapia imperfecta, sin embargo, no existen terapias complementarias para recuperar miocitos adaptados a la isquemia crónica. Para abordar esta brecha, se utilizó un modelo quirúrgico de HIB que utiliza porcino que es susceptible a la cirugía de revascularización coronaria e imita el escenario clínico. El modelo incluye dos cirugías. La primera operación consiste en implantar un constrictor rígido de 1,5 mm en la arteria descendente anterior izquierda (DA). A medida que el animal crece, el constrictor causa gradualmente una estenosis significativa que resulta en una reducción de la función sistólica regional. Una vez que la estenosis alcanza el 80%, el flujo y la función miocárdica se ven afectados, creando HIB. A continuación, se realiza una cirugía de revascularización coronaria sin bomba con la arteria mamaria interna izquierda (LIMA) para revascularizar la región isquémica. El animal se recupera durante un mes para permitir una mejoría miocárdica óptima antes del sacrificio. Esto permite realizar estudios fisiológicos y tisulares de diferentes grupos de tratamiento. Este modelo animal demuestra que la función cardíaca sigue deteriorada a pesar de la cirugía de revascularización coronaria, lo que sugiere la necesidad de nuevas intervenciones complementarias. En este estudio, se desarrolló un parche de colágeno incrustado con exosomas derivados de células madre mesenquimales (MSC), que se puede aplicar quirúrgicamente a la superficie epicárdica distal a la anastomosis LIMA. El material se ajusta al epicardio, es absorbible y proporciona el andamio para la liberación sostenida de factores de señalización. Esta terapia regenerativa puede estimular la recuperación miocárdica que no responde solo a la revascularización. Este modelo se traslada al ámbito clínico al proporcionar medios de exploración fisiológica y mecanicista con respecto a la recuperación en HIB.
Introduction
A nivel mundial, la enfermedad coronaria grave afecta a más de cien millones de pacientes y, aunque la tasa de mortalidad ha disminuido, sigue siendo una de las principales causas de muerte 1,2. La EAC tiene un amplio espectro clínico desde el infarto de miocardio (IM) hasta la isquemia con viabilidad preservada. La mayor parte de la investigación preclínica se centra en el infarto de miocardio, caracterizado por la presencia de tejido infartado, como es posible estudiar en modelos animales pequeños y grandes. Sin embargo, ese modelo no aborda a los pacientes con viabilidad preservada y susceptibles de revascularización. La mayoría de los pacientes sometidos a cirugía de revascularización coronaria tienen un suministro sanguíneo disminuido y una función limitada, al tiempo que mantienen la variabilidad en la reserva contráctil y la viabilidad3. Sin tratamiento, estos pacientes pueden progresar a insuficiencia cardíaca avanzada y muerte súbita, especialmente durante el aumento de la carga de trabajo4. Entre estos pacientes, el injerto de revascularización coronaria (CABG) es una terapia eficaz, pero puede no resultar en una recuperación funcional completa5. Es importante destacar que la disfunción diastólica, que es un marcador de peores resultados clínicos, no se recupera después de la revascularización, lo que sugiere la necesidad de nuevas terapias adyuvantes durante la cirugía de revascularización coronaria 6,7. En la actualidad, no hay intervenciones adyuvantes clínicamente disponibles que se utilicen con la cirugía de revascularización coronaria para restaurar la capacidad funcional completa de los cardiomiocitos. Se trata de una laguna terapéutica importante, ya que muchos pacientes evolucionan a insuficiencia cardiaca avanzada a pesar de una adecuada revascularización8.
Se creó un innovador modelo porcino de isquemia miocárdica crónica susceptible de cirugía de revascularización coronaria, para imitar la experiencia clínica de la EAC9. Los cerdos proporcionan un buen modelo de enfermedad cardíaca sobre otros animales grandes, ya que no tienen colaterales puente epicárdicos, por lo que la estenosis de la DA por sí sola da lugar a una isquemia regional10. En este estudio, se utilizaron cerdos hembras Yorkshire-Landrace de 16 semanas de edad. En este modelo, la DA se revascularizó con cirugía de revascularización coronaria sin bomba utilizando el injerto de arteria mamaria interna izquierda (LIMA) (Tabla suplementaria 1). La intervención coronaria percutánea (ICP) no es posible para abrir la estenosis ya que el constrictor es un dispositivo rígido. La resonancia magnética cardíaca (RM) se utiliza para evaluar la función global y regional, la anatomía coronaria y la viabilidad de los tejidos. El análisis de la resonancia magnética cardíaca mostró que la función diastólica, caracterizada por la tasa de llenado máximo (PFR), permanece alterada a pesar de la cirugía de revascularización coronaria6. Es probable que el mecanismo de la disfunción diastólica se relacione con la alteración de la bioenergética mitocondrial y la formación de colágeno en la HIB que persisten después de la cirugía de revascularización coronaria11.
Las células madre mesenquimales (MSC) proporcionan señalización terapéutica a través de exosomas para mejorar la recuperación miocárdica cuando se aplican durante la cirugía de revascularización coronaria. En este modelo porcino y en estudios paralelos in vitro , se demostró que la colocación de un parche epicárdico de MSC vicryl durante la cirugía de revascularización coronaria recupera la función contráctil con un aumento de las proteínas mitocondriales clave, a saber, PGC-1α12, un importante regulador del metabolismo energético mitocondrial13. El modelo in vitro nos permitió investigar el mecanismo de señalización de las MSC sobre el deterioro de la función mitocondrial. Los exosomas son microvesículas estables secretadas (50-150 nm) que contienen proteínas o ácidos nucleicos, incluido el microARN (miARN)14. Datos recientes in vitro sugieren que los exosomas derivados de MSC son un importante mecanismo de señalización necesario para la recuperación de la respiración mitocondrial.
Los exosomas derivados de células madre son terapias complementarias prometedoras, ya que son fácilmente accesibles, pueden producirse comercialmente y carecen de conflictos éticos. Teniendo en cuenta la traslación clínica, se creó un parche de colágeno incrustado con exosomas derivados de MSC que se puede suturar quirúrgicamente a la región de hibernación del miocardio. Se demostró que hay una entrega sostenida de exosomas utilizando este parche y proporciona una terapia regenerativa libre de células con un mecanismo de señalización paracrina que se dirige a la recuperación mitocondrial y mejora la biogénesis mitocondrial15. Este procedimiento proporciona el modelo preclínico para estudiar el impacto de las terapias derivadas de MSC para mejorar la función cardíaca mediante la mejora de la función mitocondrial y la reducción de la inflamación en el momento de la revascularización y revertir las adaptaciones de los miocitos a la isquemia crónica.
En este estudio, se muestra un método quirúrgico de cirugía de revascularización coronaria sin bomba que utiliza anastomosis de LIMA a DA para derivar el área de estenosis de la DA proximal, imitando el tratamiento estándar para pacientes con EAC. Como terapia adyuvante con cirugía de revascularización coronaria, se demostró la aplicación quirúrgica de un parche de colágeno incluido en exosomas derivado de MSC en la región isquémica del miocardio. Este modelo quirúrgico se puede utilizar para estudiar las respuestas fisiológicas al efecto paracrino observado con el uso de un parche de exosomas, así como los mecanismos moleculares de recuperación.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Los Comités Institucionales de Cuidado y Uso de Animales (IACUC, por sus siglas en inglés) del Centro Médico VA de Minneapolis y la Universidad de Minnesota han aprobado todos los estudios con animales. Se siguieron las directrices actuales de los Institutos Nacionales de Salud (NIH, por sus siglas en inglés) para el uso y cuidado de animales de laboratorio.
1. Aislamiento de células madre mesenquimales y preparación y caracterización de exosomas
- Aislamiento de células madre mesenquimales (MSC) derivadas de la médula ósea
- Obtener 30-50 ml de médula ósea estéril del esternón o la tibia de una hembra de cerdo Yorkshire-Landrace de 20 semanas de edad. Para ello, introducir una aguja interósea 15G de 25 mm en el esternón o la tibia y extraer la muestra en una jeringa de 60 mL con 10 mL de heparina.
NOTA: Para más detalles sobre la recolección de médula ósea consultar Pittenger et al. y Hocum-Stone et al.12,16. - En resumen, pase la muestra de médula ósea a través de un tubo Vacutainer CPT con heparina durante 30 min a 1800 x g.
- Retire la capa leucocitaria que contiene las células mononucleares y lávese con la solución salina equilibrada de Hank. Células mononucleares en gránulos por centrifugación y resuspensión en medio de crecimiento (10% de suero fetal bovino [FBS]).
- Transfiera las células mononucleares a matraces de cultivo celular para su crecimiento adherente. Aislar las MSCs de la fracción mononuclear por su naturaleza adherente.
- Lavar todas las MSC que no sean MSC dentro de las 24 h, dejando una monocapa de MSC en el matraz de cultivo de tejidos. Confirmar el fenotipo de MSC mediante citometría de flujo, asegurando negatividad para CD45, un marcador hematopoyético, y positividad para CD90 y CD105, marcadores de MSC.
- Obtener 30-50 ml de médula ósea estéril del esternón o la tibia de una hembra de cerdo Yorkshire-Landrace de 20 semanas de edad. Para ello, introducir una aguja interósea 15G de 25 mm en el esternón o la tibia y extraer la muestra en una jeringa de 60 mL con 10 mL de heparina.
- Preparación y caracterización de exosomas a partir de células madre mesenquimales porcinas
- Siembre 1 x 104 cardiomiocitos de rata H9C2 y cultivo en 1x DMEM+ 10% FBS y 1x Pen/estreptococo. Siembra 2 x 104 MSCs porcinas en DMEM avanzado + 5% FBS y 1x Pen/estreptococo.
- Una vez que ambas líneas celulares tengan al menos un 80% de confluencia, cambie el medio a medios H9C2 y MSC agotados en exosomas.
- Exponer los cardiomiocitos H9C2 a una hipoxia leve (1%O2 durante 24 h). Retire los matraces de hipoxia después de 24 h y pipetee los medios H9C2.
- Retire y deseche el medio MSC del matraz MSC. Agregue medios H9C2 purificados al matraz MSC. Incubar el matraz durante 6 h en condiciones normóxicas (5% CO2, 20% O2 y 37 °C).
- Extraiga los exosomas del medio condicionado cocultivado utilizando el reactivo de aislamiento total de exosomas siguiendo las instrucciones del fabricante.
- Verificar la identificación de exosomas mediante la detección por Western blot de proteínas exosomales comunes con anticuerpos contra CD-63 (1:1000)17.
- Realizar análisis de seguimiento de nanopartículas (NTA) para cuantificar los exosomas y la evaluación del tamaño de las nanopartículas y su distribución. Para ello, disuelva la proteína total (50 μg) de los exosomas en 500 μL de PBS para determinar la concentración y la distribución del tamaño de los exosomas mediante el uso de un analizador de seguimiento de nanopartículas.
- Analice los datos utilizando un software de seguimiento de nanopartículas.
2. Cirugía de injerto de derivación de la arteria coronaria sin bomba
- Preparación de los animales
- Pesar al animal (cerdas Yorkshire-Landrace hembras de 16 semanas de edad) 3 días antes de la hora programada para la cirugía. Ayunar al animal durante 12 h antes de la cirugía mientras tiene acceso a agua durante el ayuno.
- Administrar buprenorfina 0,18 mg/kg por vía intramuscular 2-4 h antes de la cirugía.
- Inducción del animal
- Sedar al animal mediante una inyección intramuscular de 6,6 mg/kg de tiletamina-zolazepam/xilacina.
- Espere 15 minutos para asegurar una sedación adecuada evaluando el tono de la mandíbula seguido de la colocación de un catéter 22G en la vena del oído central.
NOTA: Se puede considerar otra vena periférica (es decir, una vena cefálica) si la vena del oído es inadecuada. - Administre el ungüento oftálmico por vía tópica en cada ojo. Administrar 1-2 mg/kg de propofol por vía intravenosa para inducir anestesia general. El tono de la mandíbula refleja de manera más confiable la profundidad de la anestesia y debe evaluarse durante todo el procedimiento.
- Intubar al animal con un tubo endotraqueal de tamaño adecuado.
- Cirugía
- Afeitar el esternón y la ingle del animal en preparación para el procedimiento quirúrgico.
- Ajuste la ventilación mecánica a 10-15 respiraciones por minuto, oxígeno 1-4 L/min e isoflurano 1.0-3.0% según sea necesario para mantener la anestesia profunda para la cirugía. Verifique si hay ausencia de reflejo ocular o mandibular para confirmar la anestesia profunda.
- Equipo de monitoreo de posición (Electrocardiograma, CO2 al final de la espiración, frecuencia cardíaca, saturación de oxígeno, presión arterial y temperatura) en el animal.
- Conecte el catéter intravenoso a una bolsa de solución salina normal o de anillos de lactato para administrar líquidos de mantenimiento de forma continua.
- Preparar la piel mediante técnica aséptica con exfoliante de povidona yodada y solución 3x para una esterilidad adecuada y minimizar el riesgo de infección del sitio quirúrgico.
- Administre lidocaína por vía intravascular (dosis de carga de 2 mg/kg o infusión continua a dosis de 50 mcg/kg/min) para prevenir arritmias.
- Coloque al animal dorsalmente y cúbralo con toallas estériles.
- Realice un corte de la arteria femoral izquierda o derecha para la colocación de la línea arterial mediante la técnica de Seldinger y luego conecte el catéter al transductor para la monitorización continua de la presión arterial en el momento de la cirugía.
- Utilice la electrocauterización monopolar para hacer una incisión de 20 cm que se extienda desde la escotadura esternal proximalmente hasta la apófisis xifoidea distalmente, y para incidir capas de músculos, grasa subcutánea y tejido conectivo hasta el esternón.
- Realice la esternotomía mediana mediante el uso de una sierra oscilante.
NOTA: Se evita la sierra estándar para la esternotomía repetida, ya que conlleva un mayor riesgo de lesión miocárdica debido a adherencias pericárdicas previas del procedimiento de toracotomía izquierda realizado para colocar el constrictor de la DA. - Divida la placa esternal posterior con unas tijeras. Utilice un retractor torácico especializado para una visualización adecuada del mediastino.
- Diseccione las adherencias utilizando electrocauterización monopolar o las tijeras Metzenbaum. Diseccionar cuidadosamente el músculo periesternal y la grasa para exponer la arteria mamaria interna izquierda (LIMA).
- Una vez que LIMA esté expuesto lateralmente al borde esternal, sepárelo suavemente de la pared torácica mediante disección roma con punta de electrocauterización. Utilice el LIMA como un injerto esqueletizado.
- Iniciar la disección a nivel del3er espacio intercostal. Eleve suavemente el borde esternal izquierdo para una visualización óptima.
- Use una tracción suave sobre la adventicia para exponer las ramas arteriales y venosas de LIMA. Corta el lado LIMA de las ramas con hemoclips y cauteriza el lado de la pared torácica de las ramas.
NOTA: Se debe tener cuidado de no cauterizar el clip en el LIMA, ya que esto puede causar el estrechamiento del conducto. - Una vez movilizado un segmento inicial de LIMA, continuar la disección proximalmente hacia el nivel de la vena subclavia y distalmente hasta la bifurcación de LIMA.
- Una vez finalizada la disección, administrar heparina por vía intravenosa a una dosis de 100-300 U/kg. Espere 3 minutos después de la administración de la heparina.
- Después de 3 minutos, corte el extremo distal de la LIMA, justo antes del nivel de la bifurcación de LIMA, y divida el conducto. Cose el extremo distal con un lazo de sutura de seda 2-0 libre.
- Prepare el extremo proximal para el injerto. Inspeccione visualmente la calidad del flujo dejando que el injerto sangre durante unos segundos.
- Pinza suavemente el extremo distal del conducto LIMA con una pinza bulldog atraumática para evitar el sangrado. Abrir el pericardio con una T invertida haciendo una incisión de aproximadamente 5-6 cm. Coloque suturas de tamaño 3-0 en el pericardio para tracción a ambos lados de la hendidura.
- Estabilice la DA con cintas de retracción de silicona y estabilizador de tejido, que se fija al retractor esternal. Realizar una arteriotomía en la arteria LAD distal a la estenosis (causada por la banda constrictora) con una cuchilla de 11 hojas y extender con una tijera de iris.
- Coloque una derivación coronaria del tamaño adecuado en el DA. Realice la anastomosis de LIMA a LAD con sutura no absorbible 7-0 utilizando una técnica de derivación fuera de la bomba. Suelte el oclusor bulldog en el LIMA y confirme la hemostasia.
- Preparación del parche de exosomas derivado de células madre mesenquimales (MSC)
- Después de aislar con éxito los exosomas de las MSC, suspenda aproximadamente 3 x 108 exosomas en 3 ml de solución salina normal y agréguelos a la esponja de colágeno.
- Llevar 3 ml de suspensión de exosomas a temperatura ambiente a unos 22 °C durante 10 min. Coloque 2 esponjas de collage absorbibles (cada una de 1,27 cm x 2,54 cm) en una placa de Petri mediana.
- Use una jeringa de 5 ml con una aguja de 18G para mezclar suavemente la suspensión de exosomas. Pipetee lentamente 1,5 ml de suspensión en cada esponja de colágeno y espere 5 minutos para que se absorba por completo.
- Colocación del parche de exosomas
- Coloque la esponja cargada de exosomas boca abajo sobre la región de hibernación del corazón, que es el epicardio de la región septal anterior en la distribución de la DA.
- Coloque suavemente dos esponjas para cubrir la región de hibernación del corazón. Utilice una malla de poliglactina de 3,5 cm x 1,0 cm para cubrir cada esponja de colágeno.
- Cose la malla en el epicardio con suturas finas interrumpidas 7-0.
- Colocación de una sonda torácica
- Coloque un tubo torácico a través de una incisión de puñalada separada, cerca de la cara inferior de la incisión de esternotomía. Coloque el tubo torácico con cuidado sobre la cara anterior del corazón.
- Una vez que el tubo esté en su lugar, coloque una sutura de cuerda de bolso con sutura 3-0 usando una sutura de colchón horizontal para permitir el cierre de la herida al retirar el tubo.
- El tubo torácico se mantiene hasta el cierre torácico completo.
- Cierre de pecho
- Aproximar el esternón con suturas no absorbibles usando un patrón en forma de ocho. Administrar 1 mg/kg de bupivacaína por vía intramuscular a lo largo de toda la incisión.
NOTA: Se utiliza sutura en lugar de alambres para evitar interferencias con las imágenes de resonancia magnética. - Cierre las capas de músculo y piel de la manera estándar utilizando sutura absorbible 2-0 y 3-0, respectivamente.
- Realice una retención de la respiración y succión para evacuar todo el aire de la cavidad torácica. Controle la presión de las vías respiratorias en el ventilador con precaución y mantenga la presión entre 15 y 22 mmHg y suéltela cuando haya terminado.
- Una vez evacuado todo el aire, retire el tubo torácico mientras cierra la herida con la sutura del cordón del bolso. Aplique pegamento adhesivo tópicamente para cubrir la incisión esternal.
- Aproximar el esternón con suturas no absorbibles usando un patrón en forma de ocho. Administrar 1 mg/kg de bupivacaína por vía intramuscular a lo largo de toda la incisión.
- Cuidados postoperatorios después de la cirugía
- Retire gradualmente al animal del respirador a medida que se cierra la incisión en la piel. Asegúrese de que el animal sea capaz de respirar espontáneamente y proteja los reflejos antes de desconectar al animal del equipo de anestesia.
- Retire el tubo endotraqueal después de confirmar que el animal es capaz de proteger sus vías respiratorias. Cubra la incisión en la piel con un apósito estéril y no adherente incrustado con ungüento antibiótico para minimizar la infección del sitio quirúrgico.
- Continúe monitoreando los signos vitales, incluida la frecuencia cardíaca, la frecuencia respiratoria y la temperatura corporal cada 15 minutos hasta que el animal pueda mantener su posición sin ayuda.
- Asegúrese de que el animal no se quede desatendido hasta que pueda levantar y mantener la cabeza erguida y pueda pararse sin ayuda. Administrar meloxicam a una dosis de 0,2 mg/kg por vía subcutánea antes de transportar al animal a la unidad de recuperación.
- Transportar al animal a la unidad de recuperación cuando el animal esté estable. Mantenga el apósito del sitio quirúrgico en la incisión hasta el día 3 del postoperatorio. Reemplace el apósito si se ensucia.
- Continúe monitoreando el nivel del dolor, la incisión en la piel y el bienestar general del animal durante los primeros 5 días después de la cirugía. Administrar media dosis de meloxicam (0,1 mg/kg) según sea necesario una vez al día para el dolor irruptivo.
- Aloje al animal durante los primeros 5 días después de la cirugía mientras las incisiones cicatrizan para reducir el riesgo de infección del sitio quirúrgico por parte de otro animal. Regrese el animal al alojamiento grupal después de 5 días.
- Informar al veterinario o al personal correspondiente de cualquier complicación o cambio en el estado del animal (fiebre, ascitis, pérdida de peso, inapetencia, etc.).
3. Angiografía coronaria mediante acceso femoral
- Asegure al animal en la mesa de operaciones en decúbito dorsal. Inicie la ventilación mecánica a 10-15 respiraciones por minuto. Ajuste el oxígeno a 2-4 L/min, el isoflurano al 1% y al 4%, según sea necesario para mantener un plano profundo de anestesia.
- Coloque cables de ECG en la extremidad del animal para controlar el ritmo cardíaco. Evalúe al animal para determinar la profundidad de la anestesia. Considere al animal profundamente anestesiado cuando el reflejo ocular o mandibular está ausente.
- Limpie el área del pecho y el cuello con un exfoliante de povidona yodada y luego cubra al animal con toallas.
- Acceda a la arteria femoral a través de un corte quirúrgico y exponga la arteria y la vena femoral. Realizar una incisión longitudinal de 1-2 mm con una cuchilla n.º 11 en la arteria femoral y canular la arteria utilizando una vaina introductora de 11 Fr en la luz del vaso.
- Después de obtener el acceso, avanzar el catéter para realizar una angiografía coronaria para evaluar la permeabilidad anatómica del injerto LIMA-LAD.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Tras la revascularización, se realiza una angiografía coronaria para evaluar la estenosis de la DA (mayor del 80%) y la permeabilidad del injerto LIMA-DA (Figura 1). Cuatro semanas después de la cirugía de revascularización y la colocación del parche de colágeno cargado de exosomas, se realiza una resonancia magnética cardíaca para evaluar la función sistólica y diastólica del corazón en reposo y bajo estrés utilizando una infusión de dobutamina en dosis bajas a 5 μg/kg/min. La función sistólica se analiza midiendo el porcentaje de espesor de la pared (espesor de la pared al final de la sístole - espesor de la pared al final de la diástole). La función diastólica se analiza midiendo la tasa de llenado máximo sobre el volumen diastólico final (PFR/EDV; Figura 2). Se realizó una imagen diferida con contraste para confirmar la ausencia de infarto de miocardio en el territorio de la DA. Si se presenta un infarto en la región de la DA, es probable que se deba a la arteria ocluida secundaria a una trombosis causada por el constrictor. La ausencia de anomalías en el movimiento de la pared regional demuestra la falta de fenotipo de hibernación.
A dosis bajas de infusión de dobutamina, los animales con HIB muestran una disminución significativa de la función diastólica, medida por PFR/EDV, en comparación con el grupo control (5,5 ± 0,8 vs. 6,9 ± 1,5, respectivamente, p < 0,05). El grupo de cirugía de revascularización coronaria muestra una tendencia hacia la mejoría de la RFP/VED en comparación con el grupo de HIB (6,3 ± 0,9 vs. 5,5 ± 0,8, respectivamente, p = 0,06). Sin embargo, el grupo CABG + MSC demostró un aumento significativo de PFR/EDV en comparación con el grupo HIB (6,6 ± 1,1 vs. 5,5± 0,8, respectivamente, p = 0,03; Figura 3). Se utilizó una resonancia magnética cardíaca para confirmar la ausencia de necrosis y la permeabilidad del injerto de derivación de la arteria mamaria interna izquierda (LIMA) a la arteria descendente anterior izquierda (DA) distal al área de estenosis18.
En reposo, el grupo CABG + MSC no altera la función sistólica regional (medida por el porcentaje de espesor de la pared) en comparación con la CABG sola (26,3% ± 7,0% vs. 34,9% ± 6,3%; p = 0,19). Bajo estrés, el grupo CABG + MSC muestra una mejoría significativa en la función sistólica regional en comparación con la CABG sola (78,3% ± 19,6% vs. 39,2% ± 5,6%; p = 0,05)12 (Figura 4).
En la necropsia, se utilizaron dilatadores coronarios de tamaño adecuado para asegurar la estenosis de la DA y la permeabilidad de la LIMA. El miocardio se inspeccionó macroscópicamente para garantizar que la viabilidad tisular estuviera presente en todas las regiones, especialmente en la región isquémica. La tinción de cloruro de trifeniltetrazolio (TTC) confirmó la ausencia de cicatriz.
Figura 1. Angiografía cardíaca que demuestra la anatomía. La angiografía coronaria demuestra estenosis del >80% de la arteria LAD proximal y anastomosis del injerto LIMA-LAD permeable. Abreviaturas: LIMA= Arteria mamaria interna izquierda, DA = Descendente anterior izquierda Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2. Evaluación de la relajación diastólica, la función contráctil global y la viabilidad mediante resonancia magnética cardíaca. (A) Relajación diastólica: Relación del volumen del ventrículo izquierdo (VI) durante un ciclo cardíaco. El eje x es el tiempo en s; El eje Y es el volumen del ventrículo izquierdo en ml. La línea roja indica la tasa máxima de llenado (la velocidad más rápida a la que el BT aumenta el volumen). La RFP se normaliza al volumen diastólico final del animal (RFP/VDE) para tener en cuenta la variación de tamaño entre los animales. (B) Función contráctil global: Tensión circunferencial segmentaria (deformación circ) durante el ciclo cardíaco (eje x: tiempo en ms; eje y: cambio porcentual en la longitud circunferencial del segmento del ventrículo izquierdo en comparación con la medición diastólica final). La deformación circunferencial máxima está representada por el valor más negativo del ciclo. (C) Imagen representativa de la resonancia magnética cardíaca de la distribución de la DA: la distribución de la DA está resaltada en rojo y representa la pared anteroseptal. No hubo evidencia de infarto basada en el contraste de gadolinio mejorado en las vistas de eje largo de 4 cámaras (D) y (E) eje corto. Abreviaturas: LV= ventrículo izquierdo/ventricular; LAD= descendente anterior izquierdo; RM = resonancia magnética. Esta cifra ha sido modificada de 6. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3. Evaluación por resonancia magnética de la tasa máxima de llenado/volumen diastólico final. La función diastólica, medida por PFR/EDV, se comparó entre cuatro grupos (Control, HIB, CABG y CABG + MSC). En reposo, la PFR/EDV es comparable entre cuatro grupos de animales. Sin embargo, bajo estrés con infusión de dobutamina a dosis bajas (5 μg/kg/min), el grupo HIB mostró una disminución significativa de la RFP/VED en comparación con el control (p < 0,05) con tendencia a la mejoría en el grupo de CABG (p = 0,06) y un aumento significativo en el grupo de CABG + MSC (p < 0,05). Los análisis estadísticos se realizaron mediante la prueba de análisis de varianza de una vía (ANOVA). Los datos se presentan como medias ± DE. Abreviaturas: CABG= Injerto de derivación de la arteria coronaria, PFR= Tasa de llenado máximo, EDV= volumen diastólico final; Resonancia magnética = Resonancia magnética, MSC= Células madre mesenquimales, SD= Desviación estándar. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4. Evaluación por resonancia magnética de la función sistólica regional mediante el porcentaje de engrosamiento de la pared. El tratamiento con parche MSC muestra una mejoría en la función cardíaca regional en comparación con el parche simulado. (A) La función sistólica regional, medida por el porcentaje de engrosamiento de la pared, no mejora significativamente en reposo con el tratamiento con parche MSC (n = 6) en comparación con el simulacro (n = 6). (B) Bajo estrés con infusión de dobutamina en dosis bajas (5 μg/kg/min), hay una mejora significativa en la función sistólica regional después del tratamiento con el parche MSC en comparación con los animales simulados (P<.05). El análisis estadístico se realizó mediante la prueba de Mann-Whitney. Las barras horizontales indican la desviación estándar media. *Pág<.05. Abreviaturas: MSC= Células madre mesenquimales. Esta cifra ha sido modificada de 12. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Cuadro complementario 1. Descripción general de los procedimientos y el cronograma de cada procedimiento. Haga clic aquí para descargar este archivo.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Este estudio presenta el primer modelo porcino de miocardio crónicamente isquémico, en el que se demostró que el tratamiento con un parche de colágeno cargado de exosomas derivado de MSC durante la revascularización quirúrgica recupera la función diastólica y sistólica tras la estimulación inotrópica, potencialmente al dirigirse a la recuperación mitocondrial. Previamente, se demostró que en un modelo animal grande de HIB la función diastólica y sistólica, medida por resonancia magnética cardíaca, permanece deteriorada y solo mejora ligeramente con la revascularización sin recuperación completa 6,19. La disfunción se produjo a pesar de la preservación de la fracción de eyección del ventrículo izquierdo. Estos hallazgos imitan con precisión la experiencia clínica observada en pacientes con miocardio isquémico crónico en un territorio de un solo vaso con función ventricular izquierda preservada.
Existen varios desafíos críticos y técnicos durante la cirugía de revascularización, especialmente en el contexto de una toracotomía previa. La lesión cardiovascular en la entrada del esternón es un riesgo, ya que el pericardio ya ha sido roto y puede haber adherencias. La esternotomía puede causar lesiones cardíacas debido a la proximidad o adherencia al esternón. Este riesgo puede mitigarse mediante el uso de una sierra oscilante, que se ha demostrado que promueve una reentrada esternal sin incidentes.
Un aspecto clave para obtener una cirugía de revascularización coronaria exitosa es la calidad del injerto. La recolección meticulosa de LIMA es un aspecto técnico importante para realizar con éxito una cirugía de revascularización coronaria de alta calidad y se asocia con una mejor permeabilidad del injerto. La LIMA se puede cosechar mediante dos técnicas: pediculado y esqueletizado. La técnica pediculado incluye la disección de la LIMA desde el esternón junto con sus venas, fascia, grasa y linfáticos. La técnica esqueletizada incluye la disección de la LIMA libre de todo el tejido circundante y, por lo tanto, la arteria solo20. En este modelo se implementó la técnica de esqueletización ya que puede minimizar la isquemia esternal y el injerto es más largo que un LIMApediculado 20. LIMA es una estructura delicada, cualquier estiramiento indebido, sujeción o clips mal colocados puede provocar lesiones vasculares y resultados insatisfactorios. Durante la disección, la punta de cauterización debe usarse con precaución y a bajo voltaje. Al separar la arteria de sus ramas perforantes, el lado LIMA de las ramas se corta con hemoclips. Se debe tener cuidado de no cauterizar los clips, ya que puede provocar el estrechamiento del conducto. Confirme el flujo pulsátil antes del injerto.
Asegúrese de que se mantengan cantidades razonables de anestesia y parálisis para minimizar el movimiento durante la cirugía, especialmente mientras se cose la anastomosis. Es crucial utilizar las dosis adecuadas de lidocaína y heparina (200-300 unidades/kg) para eliminar el riesgo de arritmia y trombosis, respectivamente. Podría estar indicada una segunda dosis de lidocaína si el animal experimenta alguna arritmia durante la cirugía. El uso de la línea arterial femoral permite la monitorización hemodinámica continua. Al realizar la anastomosis, es útil colocar 1-2 esponjas quirúrgicas detrás del corazón o colocar suturas a cada lado del pericardio para levantar el ventrículo izquierdo hacia arriba. En este modelo, utilizamos cintas de silicona y el estabilizador de tejidos que utiliza la presión de succión para inmovilizar eficazmente el sitio objetivo. Se puede notar una leve caída de la presión arterial, además de la depresión del segmento ST en el electrocardiograma, una vez que se coloca el estabilizador y se levanta el corazón. Estos trastornos hemodinámicos suelen ser bien tolerados sin necesidad de intervenciones. En situaciones en las que la inestabilidad hemodinámica es significativa, se puede administrar una dosis de fenilefrina (5-20 μg/kg) por vía intravenosa para elevar la presión arterial. Si la inestabilidad hemodinámica pone en peligro la vida, se puede administrar una dosis de epinefrina (0,1 μg/kg; diluida 1:10.000) por vía intravenosa como fármaco de rescate de emergencia. Una vez que se expone la DA con una cuchilla de castor, se realiza una arteriotomía con una cuchilla de 11 hojas y se completa con tijeras microquirúrgicas. Se debe tener cuidado de no lesionar la pared posterior del LAD durante esta maniobra. Es fundamental mantener el sitio de la arteriotomía sin sangre durante la cirugía de revascularización coronaria sin bomba para permitir una sutura precisa y se han descrito varias técnicas, incluida la irrigación intermitente con solución salina, el uso de soplador deCO2 y derivaciones coronarias intraluminales21. En este estudio, se utilizó el soplador de CO2 junto con una derivación coronaria intraluminal de tamaño adecuado, ya que ambos se utilizan de forma rutinaria en las operaciones de cirugía de revascularización coronaria sin bomba. Una complicación potencialmente letal del nebulizador de CO2 es una embolia gaseosa. Sin embargo, el riesgo de embolia gaseosa puede anularse mediante el uso de una derivación coronaria, que puede actuar como una barrera física dentro de la arteriotomía. Además, el uso de la derivación coronaria ayuda a mantener el campo quirúrgico exangüe, lo que permite el uso de un flujo de gas más bajo y minimiza aún más el riesgo de embolia gaseosa. Las derivaciones también mejoran la precisión técnica de la anastomosis y evitan la lesión inadvertida de la pared posterior de la arteria durante la sutura22.
En este modelo porcino bien establecido, se empleó una técnica sin bomba en lugar de con bomba durante la cirugía de revascularización coronaria. Las ventajas de utilizar esta técnica, en lugar de la on-pump, es minimizar el tiempo operatorio y evitar la canulación central de la aorta y aurícula derecha con heparinización completa. Además, ayuda a una recuperación más rápida del animal después de la cirugía al reducir el riesgo de hemorragia postoperatoria y/o temponada cardíaca. Estas son presuntas ventajas basadas en la experiencia clínica en pacientes sometidos a cirugía de revascularización coronaria tanto con bomba como sin ella.
Este parche de colágeno cargado de exosomas es novedoso en el sentido de que se puede cuantificar y asegurar quirúrgicamente a la región de isquemia que se ha revascularizado. Esto permite la liberación sostenida de exosomas del parche en el transcurso de varios días, lo que resulta en un tratamiento continuo y directo de la región isquémica. La histopatología del tejido hibernante 4 semanas después del tratamiento con CABG y exosoma demostró la falta de respuesta inflamatoria del miocardio al parche en sí, aunque se observó cierta inflamación en el sitio de las suturas, como se evidencia por la tinción de células inflamatorias. Si bien se ha sugerido una variedad de métodos para la administración de exosomas en el miocardio, las técnicas comunes, como la inyección directa de exosomas, dan como resultado una baja retención del producto terapéutico en el área lesionada, ya que hasta el 90% de los exosomas se lavan o se dispersan después de la inyección23. El análisis de la retención de exosomas después de la inyección se ha completado hasta 3 h después de la inyección y ha mostrado disminuciones significativas en el contenido de exosomas24. Los exosomas son fáciles de aislar y tienen más flexibilidad en las condiciones de almacenamiento durante largos períodos de tiempo, lo que presenta una oportunidad para productos listos para usar que se pueden usar en el entorno agudo, lo que lo hace más traducible a los pacientes.
Este estudio tiene varias limitaciones, entre ellas la edad y el sexo de los animales. Dadas las limitaciones quirúrgicas y logísticas, las consideraciones en torno a las regulaciones de bienestar animal y la seguridad del personal, solo se estudiaron hembras juveniles de cerdo. A pesar de que la cirugía de revascularización coronaria aumenta la complejidad del modelo, era una intervención necesaria ya que otras intervenciones menos invasivas (intervención coronaria percutánea o ICP) no permitían abrir la región estenótica de la DA debido a la naturaleza rígida del constrictor18. Además, este modelo de estenosis de un solo vaso sin comorbilidades no simula completamente el alcance y los efectos de la aterosclerosis coronaria de larga duración que se observa en la población humana. Los estudios futuros se centrarán en el uso de un modelo de enfermedad multivaso de miocardio hibernante mediante la colocación quirúrgica del constrictor en la arteria circunfleja y la DA. Sin embargo, este modelo de enfermedad de dos vasos daría lugar a un miocardio hibernante con una fracción de eyección reducida. Es probable que la mortalidad animal aumente, y la revascularización quirúrgica es más compleja y requiere soporte de derivación con bomba. En el futuro, si hubiera problemas con las aplicaciones prácticas del tipo de parche, se explorarán otras opciones de material de andamio, como la matriz extracelular descelularizada o la forma alternativa de hidrogeles.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Este trabajo fue apoyado por el #I01 BX000760 de Revisión de Méritos de VA (RFK) de los Estados Unidos (EE. UU.) El Departamento de Asuntos de Veteranos, BLR&D y el Departamento de Asuntos de Veteranos de EE. UU. subvención #I01 BX004146 (TAB). También agradecemos el apoyo del Instituto del Corazón Lillehei de la Universidad de Minnesota. El contenido de este trabajo no representa los puntos de vista del Departamento de Asuntos de Veteranos del Gobierno de los Estados Unidos.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 5 Ethibond | Ethicon | MG46G | Suture |
| # 40 clipper blade | Oster | 078919-016-701 | Remove hair from surgery sites |
| 0 Vicryl | Ethicon | J208H | Suture |
| 1 mL Syringe | Medtronic/Covidien | 1188100777 | Administer injectable agents |
| 1" medical tape | Medline | MMM15271Z | Secure wound dressing and IV catheters |
| 1000mL 0.9% Sodium chloride | Baxter | 2B1324X | IV replacement fluid |
| 12 mL Syringe | Medtronic/Covidien | 8881512878 | Administer injectable agents |
| 18 ga needles | BD | 305185 | Administration of injectable agents |
| 20 ga needles | BD | 305175 | Administration of injectable agents |
| 20 mL Syringe | Medtronic/Covidien | 8881520657 | Administer injectable agents |
| 2-0 Vicryl | Ethicon | J317H | Suture |
| 250 mL 0.9% saline | Baxter | UE1322D | Replacement IV Fluid |
| 3 mL Syinge | Medtronic/Covidien | 1180300555 | Administer injectable agents |
| 3-0 Vicryl | Ethicon | VCP824G | Suture |
| 36” Pressure monitoring tubing | Smith’s Medical | MX563 | Connect art. Line to transducer |
| 4.0 mm ID endotracheal tube | Medline | DYND43040 | Establish airway for Hibernation |
| 4-0 Tevdek II Strands | Deknatel | 7-922 | Suture to secure constrictor around LAD |
| 48” Pressure monitoring tubing | Smith’s Medical | MX564 | Connect art. Line to transducer |
| 500mL 0.9% Sodium chloride | Baxter | 2B1323Q | Drug delivery, Provide mist for Blower Mister |
| 6 mL Syringe | Medtronic/Covidien | 1180600777 | Administer injectable agents |
| 6.0 mm ID endotracheal tube | Mallinckrodt | 86049 | Establish airway for Revasc,MRI and Termination |
| 6.5 mm ID endotracheal tube | Medline | DYND43065 | Establish airway for Revasc,MRI and Termination |
| 6” pressure tubing line | Smith’s Medical | MX560 | Collect bone marrow |
| 60 mL Syringe | Medtronic/Covidien | 8881560125 | Administer injectable agents |
| 7.0 mm ID endotracheal tube | Medline | DYND43070 | Establish airway for Revasc,MRI and Termination |
| 7-0 Prolene | Ethicon | M8702 | Suture |
| Advanced DMEM (1X) | ThermoFisher Scientific | 12491023 | |
| Alcohol Prep pads | MedSource | MS-17402 | Skin disinfectant |
| Amicon Ultra-15 Centrifugal Filter Unit | Millipore Sigma | UFC910024 | |
| Anesthesia Machine | Drager | Fabious Trio | maintains general anesthesia |
| Anesthesia Machine + ventilator | DRE Drager- Fabius Tiro | DRE0603FT | Deliver Oxygen and inhalant to patient |
| Anesthesia Monitor | Phillips Intellivue | MP70 | Multiparameter for patient safety |
| Arterial Line Kit | Arrow | ASK-04510-HF | Femoral catheter for blood pressure monitoring |
| Artificial Tears | Rugby | 0536-1086-91 | Lubricate eyes to prevent corneal drying |
| Bair Hugger | 3M | Model 505 | Patient Warming system |
| Basic pack | Medline | DYNJP1000 | Sterile drapes and table cover |
| Blood Collection Tubes- green top | Fisher Scientific | 02-689-7 | Collect microsphere blood samples |
| Blower Mister Kit | Medtronic/Covidien | 22120 | Clears surgical field for vessel anastomosis |
| BODIPY TR Ceramide | ThermoFisher Scientific | D7540 | |
| Bone marrow needle- 25mm 15 ga IO needle | Vidacare | 9001-VC-005 | Collect bone marrow |
| Bone Wax | Medline | ETHW31G | Hemostasis of cut bone |
| Bovie Cautery hand piece | Covidien | E2516 | Hemostasis |
| Bupivicaine | Pfizer | 00409-1161-01 | Local Anesthetic |
| Buprenorphine 0.3 mg/mL | Sigma Aldrich | B9275 | Pre operative Analgesic for survivial procedures |
| Cell Scrapers | Corning | 353085 | |
| Cephazolin 1 gr | Pfizer | 00409-0805-01 | Antibiotic |
| Chest Tube | Covidien | 8888561043 | Evacuates air from chest cavity |
| Cloroprep | Becton Dickenson | 260815 | Surgical skin prep |
| CPT tube | BD | 362753 | MSC isolation from bone marrow |
| Delrin Constrictor | U of MN | Custom made | Creates stenosis of LAD |
| Dermabond | Ethicon | DNX12 | Skin adhesive |
| DMEM (1X) Dulbecco's Modified Eagle Medium, HEPES | ThermoFisher Scientific | 12430062 | |
| Dobutamine 12.5 mg/mL | Pfizer | 00409-2344-01 | Increases blood pressure and heart rate during the second microsphere blood collection |
| ECG Pads | DRE | 1496 | Monitor heart rhythm |
| Exosome-Depleted FBS | ThermoFisher Scientific | A2720801 | |
| Falcon Disposable Polystyrene Serological Pipets, Sterile, 10mL | Fisher Scientific | 13-675-20 | |
| Femoral and carotid introducer | Cordis- J&J | 504606P | femoral and carotis cannulas |
| Fetal Bovine Serum, Heat Inactivated, Gibco FBS | ThermoFisher Scientific | 16140089 | |
| Flo-thru 1.0 | Baxter | FT-12100 | used to anastomos LIMA to L |
| Flo-thru 1.25 | Baxter | FT-12125 | FT-12125 |
| Flo-thru 1.5 | Baxter | FT-12150 | FT-12150 |
| Flo-thru 2.0 | Baxter | FT-12200 | FT-12200 |
| GlutaMAX Supplement | ThermoFisher Scientific | 35050061 | |
| Hair Clipper | Oster | 078566-011-002 | Remove hair from surgery sites |
| Helistat collagen sponge | McKesson | 570973 1690ZZ | Sponge for embedding exosomes |
| Heparin | Pfizer | 0409-2720-03 | anticoaggulant |
| Histology Jars | Fisher Scientific | 316-154 | Formalin for tissue samples |
| HyClone Characterized Fetal Bovine Serum (FBS) | Cytiva | SH30071.03 | |
| Hypafix | BSN Medical | 4210 | Secure wound dressing and IV catheters |
| Isoflurane | Sigma Aldrich | CDS019936 | General Anesthestic- Inhalant |
| IV Tubing for Blower Mister | Carefusion | 42493E | Adapts to IV Fluids for Blower/Mister |
| Jelco 18 ga IV catheter | Smiths medical | 4054 | IV access in Revasc, MRI and Term |
| Lidocaine 2% | Pfizer | 00409-4277-01 | Local Anesthetic/ antiarrthymic |
| Ligaclips | Ethicon | MSC20 | Surgical Staples for LIMA takedown |
| Long blade for laryngoscope | DRE | 12521 | Allows for visualization of trachea for intubation |
| Meloxicam 5 mg/mL | Boehringer Ingelheim | 141-219 | Post operative Analgesic |
| Microsphere pump | Collect blood samples from femoral introducer | ||
| Monopolar Cautery | Covidien | Valleylab™ FT10 | Hemostasis |
| Nanosight NS 300 | Malvern Panalytical | MAN0541-03-EN | |
| NTA 3.1.54 software | Malvern Panalytical | MAN0520-01-EN-00 | |
| OPVAC Synergy II | Terumo Cardiovascular System | 401-230 | Heart positioner and Stabilizer |
| Oxygen Tank E cylinder | various | various | Used for Blower Mister if anesthesia machine doesn't have auxiliary flow meter |
| PBS, pH 7.2 | ThermoFisher Scientific | 20012050 | |
| Penicillin-Streptomycin-Neomycin (PSN) Antibiotic Mixture | ThermoFisher Scientific | 15640055 | |
| Pigtail 145 catheter 6 French | Boston Scientific | 08641-41 | Measure LV pressures |
| Pressure Transducer | various | Must adapt to anesthesia monitor | Monitor direct arterial pressures |
| Propofol | Diprivan | 269-29 | Induction agent |
| Roncuronium | Mylan | 67457-228-05 | Neuromuscular blocking agent |
| SR Buprenorphine 10 mg/mL | Abbott Labs | NADA 141-434 | Post operative Analgesic |
| Sterile Saline 20 mL | Fisher Scientific | 20T700220 | Flush for IV catheters |
| Sternal Saw/ Necropsy Saw | Thermo Fisher | 812822 | Used to open chest cavity |
| Stop Cocks | Smith Medical | MX5311L | 2 to connect to pig tail |
| Succinylcholine 20 mg/mL | Pfizer | 00409-6629-02 | Neuromuscular blocking agent |
| Suction tubing | Medline | DYND50223 | |
| Suction Container | Medline | DYNDCL03000 | |
| Surgery pack with chest retractor | various | See pack list | Femoral cut down and median sternotomy |
| Surgical Instruments | various | See pack list | Femoral and carotid cutdowns and sternotomy |
| Surgical Spring Clip | Applied Medical | A1801 | Clamp end of LIMA after takedown |
| Syringe pump | Harvard | Delivers IV Dobutamine infusion | |
| SYTO RNASelect Green Fluorescent cell Stain - 5 mM Solution in DMSO | Millipore Sigma | S32703 | |
| Telazol 100 mg/mL | Fort Dodge | 01L60030 | Pre operative Sedative |
| Telpha pad | Covidien | 2132 | Sterile wound dressing |
| Timer | Time collection of blood samples | ||
| Total Exosome Isolation Reagent (from cell culture media) | ThermoFisher Scientific | 4478359 | |
| TPP Tissue Culture Flask, T75, Filter Cap w/ 0.22uM PTFE | ThermoFisher Scientific | TP90076 | |
| Triple Antibiotic Ointment | Johnson & Johnson | 23734 | Topical over wound |
| Vicryl mesh | Ethicon | VKML | Patch for epicardial cell application |
| Vortex | Mix microspheres | ||
| Xylazine 100 mg/mL | Vedco | 468RX | Pre operative Sedative/ analgesic |
References
- Dai, H., et al. Global, regional, and burden of ischaemic heart disease and its attributable risk factors, 1990-2017: results from the Global Burden of Disease Study 2017. European heart journal. Quality of care & clinical outcomes. 8 (1), 50-60 (2022).
- Tsao, C. W., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2022 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 145 (8), e153-e639 (2022).
- Rahimtoola, S. H.
- Canty, J. M. Jr, Fallavollita, J. A.
- Page, B. J., et al. Revascularization of chronic hibernating myocardium stimulates myocyte proliferation and partially reverses chronic adaptations to ischemia. Journal of the American College of Cardiology. 65 (7), 684-697 (2015).
- Aggarwal, R., et al. Persistent diastolic dysfunction in chronically ischemic hearts following coronary artery bypass graft. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 165 (6), e269-e279 (2023).
- Olsen, F. J., et al. Prognostic Value and Interplay Between Myocardial Tissue Velocities in Patients Undergoing Coronary Artery Bypass Grafting. The American Journal of Cardiology. 144, 37-45 (2021).
- Virani, S. S. Heart Disease and Stroke Statistics-2021 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 143 (8), e254-e743 (2021).
- Hocum Stone, L., et al. Surgical Swine Model of Chronic Cardiac Ischemia Treated by Off-Pump Coronary Artery Bypass Graft Surgery. Journal of Visualized Experiments:JoVE. (133), e57229 (2018).
- White, F. C., Carroll, S. M., Magnet, A., Bloor, C. M. Coronary collateral development in swine after coronary artery occlusion. Circulation Research. 71 (6), 1490-1500 (1992).
- Righetti, A., et al. Interventricular septal motion and left ventricular function after coronary bypass surgery: evaluation with echocardiography and radionuclide angiography. The American Journal of Cardiology. 39 (3), 372-377 (1977).
- Hocum Stone, L. L., et al. Recovery of hibernating myocardium using stem cell patch with coronary bypass surgery. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 62 (1), e3-e16 (2021).
- Puigserver, P., Spiegelman, B. M. Peroxisome proliferator-activated receptor-gamma coactivator 1 alpha (PGC-1 alpha): transcriptional coactivator and metabolic regulator. Endocrine Reviews. 24 (1), 78-90 (2003).
- Henning, R. J. Cardiovascular Exosomes and MicroRNAs in Cardiovascular Physiology and Pathophysiology. Journal of Cardiovascular Translational Research. 14 (2), 195-212 (2021).
- Chen, Y., Liu, Y., Dorn, G. W. 2nd. Mitochondrial fusion is essential for organelle function and cardiac homeostasis. Circulation Research. 109 (12), 1327-1331 (2011).
- Pittenger, M. F., Martin, B. J. Mesenchymal stem cells and their potential as cardiac therapeutics. Circulation Research. 95 (1), 9-20 (2004).
- Campos-Silva, C., et al. High sensitivity detection of extracellular vesicles immune-captured from urine by conventional flow cytometry. Scientific Reports. 9 (1), 2042 (2019).
- Hocum Stone, L. L., et al. Magnetic resonance imaging assessment of cardiac function in a swine model of hibernating myocardium 3 months following bypass surgery. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 153 (3), 582-590 (2017).
- Stone, L. L. H., et al. Mitochondrial Respiratory Capacity is Restored in Hibernating Cardiomyocytes Following Co-Culture with Mesenchymal Stem Cells. Cell Medicine. 11, 2155179019834938 (2019).
- Lamy, A., et al. Skeletonized vs Pedicled Internal Mammary Artery Graft Harvesting in Coronary Artery Bypass Surgery: A Post Hoc Analysis From the COMPASS Trial. JAMA Cardiology. 6 (9), 1042-1049 (2021).
- Shim, J. K., Choi, Y. S., Yoo, K. J., Kwak, Y. L. Carbon dioxide embolism induced right coronary artery ischaemia during off-pump obtuse marginalis artery grafting. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 36 (3), 598-599 (2009).
- Aklog, L. Future technology for off-pump coronary artery bypass (OPCAB). Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery. 15 (1), 92-102 (2003).
- Hou, D., et al. Radiolabeled cell distribution after intramyocardial, intracoronary, and interstitial retrograde coronary venous delivery: implications for current clinical trials. Circulation. 112 (9 Suppl), I150-I156 (2005).
- Gallet, R., et al. Exosomes secreted by cardiosphere-derived cells reduce scarring, attenuate adverse remodelling, and improve function in acute and chronic porcine myocardial infarction. European Heart Journal. 38 (3), 201-211 (2017).
