곰팡이 잎 옥수수 병원체에 의한 감염의 살아있는 세포 이미징을 위한 분리된 옥수수 덮개
Summary
이 원고는 곰팡이 식물 병원체와의 옥수수 상호 작용에 대한 재현 가능한 세포학적, 생리학적, 분자적 연구를 위해 분리된 옥수수 잎 덮개를 사용하는 최적화된 접종 프로토콜을 자세히 설명합니다. 잎 덮개는 고정되지 않은 조직에서 살아있는 식물과 곰팡이 사이의 세포 상호 작용을 실시간으로 관찰할 수 있도록 합니다.
Abstract
우리는 옥수수 잎 덮개에 hemibiotrophic 및 necrotrophic foliar pathogenic fungi를 접종하기 위한 프로토콜을 최적화했습니다. 이 방법은 원래 벼 잎 덮개에 적용되었던 방법에서 변형되어 살아있는 식물 세포의 곰팡이 성장 및 발달을 직접 현미경으로 관찰할 수 있습니다. 두 개의 완전히 나온 잎 고리가 있는 옥수수 묘목에서 채취한 잎초는 5 x 105 포자/mL 곰팡이 포자 현탁액의 20μL 방울을 접종하고 연속 형광등 아래에서 23°C의 습도 챔버에서 배양합니다. 24-72시간 후, 과도한 조직을 면도날로 제거하여 표피 세포의 단일 층을 남기며, 화학적 고정이나 투명화 없이 직접 이미지를 얻을 수 있는 광학적으로 투명한 샘플입니다. 식물과 곰팡이 세포는 실험 기간 동안 살아 있으며 상호 작용을 실시간으로 시각화할 수 있습니다. 외피는 감염 및 집락화 중 숙주 및 병원체 세포의 발달 세포학 및 생존력을 연구하기 위해 염색하거나 형질분해를 실시할 수 있습니다. 형광 단백질을 발현하도록 형질전환된 곰팡이 균주는 분리능을 높이고 경쟁적 또는 시너지 상호작용의 평가를 용이하게 하기 위해 외피에 접종하거나 동시 접종할 수 있습니다. 형광 융합 단백질을 발현하는 곰팡이 균주는 planta에서 이러한 개별 단백질의 생산 및 표적화를 추적하고 정량화하는 데 사용할 수 있습니다. 접종된 수초 조직을 추출하여 핵산, 단백질 또는 대사 산물을 특성화할 수 있습니다. 이러한 외피 분석법의 사용은 옥수수의 곰팡이 병원성 메커니즘과 병원성에 기여하는 곰팡이 단백질 효과기 및 2차 대사 산물의 메커니즘에 대한 자세한 연구를 크게 발전시켰습니다.
Introduction
세포 수준에서의 공간적 및 시간적 분석은 곰팡이-식물 상호 작용의 생리학 및 세포학을 이해하는 데 매우 중요합니다. 화학적으로 고정된1,2,3 또는 투명화 및 염색4된 엽면 조직(folar tissue)4과 인공 막(artificial membrane)5은 과거에 엽면 병원균 발달 및 식물-진균 상호작용의 세포학을 조사하기 위해 사용되었다. 그러나 고정이나 투명화 없이 살아있는 숙주 조직의 감염 사건을 실시간으로 조사하는 것은 이미징을 위한 광학적으로 투명한 샘플 준비와 관련된 기술적 문제로 인해 어렵습니다.
분리형 잎집 접종 프로토콜은 1940년대 후반에 벼 돌풍균 Magnaporthe oryza6에 대한 살아있는 벼 표피 세포의 내성에 대한 명시야 현미경 조사를 위해 개발되었습니다. 보다 최근에, Colletotrichum 및 Magnaporthe 종에 의한 숙주 집락화에 대한 상세한 분자, 생리학 및 세포학적 관찰은 형광 단백질을 발현하는 곰팡이 형질전환체와 이 잎집 방법의 변형된 버전, 및 epifluorescence 및 confocal microscopy를 포함한 고성능 살아있는 세포 이미징 프로토콜을 결합함으로써 크게 촉진되었습니다 7,8,9,10,11,12,13.
이 논문은 hemibiotrophic 및 necrotrophic foliar fungal pathogens에 의한 감염 과정을 관찰하기 위해 분리된 옥수수 잎 덮개를 사용하는 최적화된 접종 프로토콜을 자세히 설명합니다. 우리는 특히 탄저병 잎마름병과 줄기썩음병의 원인균인 콜레토트리쿰 그라미니콜라(C. graminicola)와 디플로디아 잎마름병과 줄기썩음병을 유발하는 스테노카펠라 마이디스를 연구하는 데 사용했습니다. 그러나 이 방법은 다른 반생물영양 및 괴사영양성 엽면 곰팡이 병원체에도 적용할 수 있어야 합니다. 이러한 절제된 잎초에서 감염 및 집락화 사건 동안의 세포학적 및 생리학적 반응은 전체 잎 잎의 반응과 유사하다12,14,15. 또한, C. graminicola에 의한 외피 피복 세포의 hemibiotrophic colonization은 stalk pith cell16,17의 colonization과 유사합니다. 분리된 외피는 잎 잎 또는 줄기 속조직보다 곰팡이 침투 및 집락화의 더 큰 동시성과 실험적 재현성을 보여준다14,16,17,18. 대부분의 옥수수 품종은 이 프로토콜에 사용할 수 있습니다. 그러나 외피에 과도한 보라색 안료가 있는 근친 교배나 잡종은 안료가 이미징을 방해하기 때문에 적합하지 않습니다. Golden Jubilee sweet corn은 처리되지 않은 씨앗이 상업적으로 이용 가능하고 식물이 많은 잎 질병에 매우 취약하며 온실에서 잘 자라기 때문에 우리 연구에 특히 유용했습니다. 미국에서 탄저병 줄기 썩음병의 첫 번째 전염병은 1970 년대 인디애나에서 옥수수 작물의 완전한 손실을 초래했습니다19,20. 이 잎집 접종 방법은 살아있는 식물 세포와 국소 사멸된 식물 세포에서 곰팡이 성장 및 발달을 직접 관찰 및 정량화하고, 곰팡이 감염에 대한 양립/비호환 반응의 내성 반응을 입증하고, 동일한 잎집에서 곰팡이 균주 간의 상호 작용을 실시간으로 테스트하는 데 적용할 수 있습니다.
Protocol
Representative Results
Discussion
여기에 설명된 최적화된 잎집 접종 방법은 쌀잎집6,8,36을 위해 개발되어 적용된 원래 프로토콜에서 수정되었습니다. 이를 통해 광시야 또는 컨포칼 현미경을 사용하여 살아있는 식물 세포의 곰팡이 성장 및 발달을 직접적이고 상세하게 관찰할 수 있습니다. 이 프로토콜은 옥수수 집락화 중 다양한 미세 현상의 특성화, 비교 및…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
저자는 USDA-NIFA의 재정 지원에 감사드립니다(보조금 번호 2018-67013-28489 및 2020-70410-32901). 이 원고에 표현된 모든 의견, 결과, 결론 또는 권장 사항은 전적으로 저자의 것이며 미국 농무부의 견해를 반드시 반영하는 것은 아닙니다. 그림 6A 와 그림 7D에 나타난 이미지에 대해 브라질의 방문 학생인 국경 없는 과학의 방문 학생인 Mayara de Silva에게 감사드립니다. 또한 Olympus 컨포칼 현미경에 대한 액세스를 제공한 켄터키 대학의 식물 병리학과에 감사드립니다.
Materials
| Axiocam monochrome microscope camera | ZEISS | 426560-9010-000 | Compatible with the Axioplan 2 microscope; provides low read noise and high speed for live cell imaging |
| Axioplan 2 epifluorescence microscope | ZEISS | N/A | Allows live viewing and image/video capture of biological samples |
| Benchtop centrifuge 24 X 1.5/2 mL | Thermo Fisher Scientific | 75002431 | Sorvall Legend Micro 17; max speed: 13,300 rpm (17,000 x g) |
| Falcon bacteriological Petri dish with lid | Fisher Scientific | 08-757-105 | Polystyrene material; hydrophobic surface |
| Filter paper | Fisher Scientific | 09-920-115 | Whatman grade 1 for Petri plate moist chambers |
| FV 3000 laser scanning confocal microscope | Olympus | N/A | For visualization of fungal transformants' |
| Germination paper | Anchor Paper Co. | SD7615L | 76# heavy weight for plastic box moist chambers |
| Glass Petri dishes | VWR International | 75845-542 | Type 1 class A, 33 expansion borosilicate glass; complete set (cover + bottom), for Petri plate moist chambers |
| Glass wool | Ohio Valley Specialty Chemical | 3350 | For glass-wool filter units |
| Hemocytometer/Neubauer counting chamber and cover glass | VWR International | 15170-172 | 0.1 mm chamber depth; comes with two 0.4 mm cover glasses |
| Microscope coverslips | Fisher Scientific | 12-553-457 | Borosilicate glass; 100/Pk.; 22 mm length, 22 mm width |
| Maize cultivar Golden Jubilee seeds | West Coast Seeds Ltd., Delta, BC, Canada | CN361 | Matures in 95-105 days; seed type: F1 |
| Microcentrifuge tubes | USA Scientific | 1415-2500 | 1.5 mL capacity |
| Microscope slides | Fisher Scientific | 12-550-123 | Superfrost white tab slide; 76 mm length, 25 mm width |
| Oatmeal Agar (OA) | VWR International | 255210 | Difco Oatmeal Agar, BD; 500 g |
| Nail polish | Revlon | 43671 | Clear nail polish for sealing microscope slides; color 771 Clear |
| Non-skirted 96-well PCR plate | USA Sientific | 1402-9500 | 100 uL plate volume |
| Pestle for microcentrifuge tubes | USA Scientific | 1415-5390 | Conical tip; polypropylene material |
| PlanApo 60X/1,00 WLSM water objective | Olympus | 1-UB933 | Compatible with the Olympus FV 3000 confocal microscope |
| Potato Dextrose Agar (PDA) | VWR International | 90000-758 | Difco Potato Dextrose Media, BD; 500 g |
| Pro-Mix BX | Premium Horticulture Supply Co. | N/A | Premium general-purpose growing medium formulated to provide a balance of water retention and proper drainage |
| SC10 cone-tainers | Greenhouse Megastore | CN-SS-SC-10B | 1.5 inch diameter, 8.25 inch depth, and a volume of 164 mL |
| SC10 cone-tainers tray | Greenhouse Megastore | CN-SS-SCTR98 | 24 inch length x 12 inch width x 6.75 inch height; holds up to 98 of SC10 cone-tainers |
| Single edge razor blade | Thermo Fisher Scientific | 17-989-145 | AccuTec blade; steel material; 38 mm length blade |
| Storage containers/boxes with latch closure | Target | 002-02-0405 | Clear view storage boxes for rmoist chamber; outside dimensions: 23 5/8 inch x 16 3/8 inch x 6 1/2 inch; 32 qt. capacity |
References
- Cheng, Y., Yao, J., Zhang, H., Huang, L., Kang, Z. Cytological and molecular analysis of nonhost resistance in rice to wheat powdery mildew and leaf rust pathogens. Protoplasma. 252 (4), 1167-1179 (2015).
- Hickey, E. L., Coffey, M. D. A fine-structural study of the pea downy mildew fungus Peronospora pisi in its host Pisum sativum. Canadian Journal of Botany. 55 (23), 2845-2858 (1977).
- Wharton, P. S., Julian, A. M., O’Connell, R. J. Ultrastructure of the infection of Sorghum bicolor by Colletotrichum sublineolum. Phytopathology. 91 (2), 149-158 (2001).
- Latunde-Dada, A. O., et al. Infection process and identity of the hemibiotrophic anthracnose fungus (Colletotrichum destructivum O’Gara) from cowpea (Vigna unguiculata (L) Walp.). Mycological Research. 100 (9), 1133-1141 (1996).
- Bourett, T. M., Howard, R. J. In vitro development of penetration structures in the rice blast fungus Magnaporthe grisea. Canadian Journal of Botany. 68 (2), 329-342 (1990).
- Sakamoto, M. On the new method of sheath inoculation of rice plants with blast fungus, Pyricularia oryzae Cav., for the studying of the disease-resistant nature of the plant. Bulletin of the Institute for Agricultural Research, Tōhoku University. 1 (3), 120-129 (1949).
- Buiate, E. A., et al. A comparative genomic analysis of putative pathogenicity genes in the host-specific sibling species Colletotrichum graminicola and Colletotrichum sublineola. BMC genomics. 18 (1), 1-24 (2017).
- Kankanala, P., Czymmek, K., Valent, B. Roles for rice membrane dynamics and plasmodesmata during biotrophic invasion by the blast fungus. The Plant Cell. 19 (2), 706-724 (2007).
- Khang, C. H., et al. Translocation of Magnaporthe oryzae effectors into rice cells and their subsequent cell-to-cell movement. The Plant Cell. 22 (4), 1388-1403 (2010).
- Mosquera, G., Giraldo, M. C., Khang, C. H., Coughlan, S., Valent, B. Interaction transcriptome analysis identifies Magnaporthe oryzae BAS1-4 as biotrophy-associated secreted proteins in rice blast disease. The Plant Cell. 21 (4), 1273-1290 (2009).
- Sakulkoo, W., et al. A single fungal MAP kinase controls plant cell-to-cell invasion by the rice blast fungus. Science. 359 (6382), 1399-1403 (2018).
- Torres, M. F., Cuadros, D. F., Vaillancourt, L. J. Evidence for a diffusible factor that induces susceptibility in the Colletotrichum-maize disease interaction. Molecular Plant Pathology. 15 (1), 80-93 (2014).
- Valent, B., Khang, C. H. Recent advances in rice blast effector research. Current Opinion in Plant Biology. 13 (4), 434-441 (2010).
- Mims, C. W., Vaillancourt, L. J. Ultrastructural characterization of infection and colonization of maize leaves by Colletotrichum graminicola, and by a C. graminicola pathogenicity mutant. Phytopathology. 92 (7), 803-812 (2002).
- Vargas, W. A., et al. Plant defense mechanisms are activated during biotrophic and necrotrophic development of Colletotricum graminicola in maize. Plant Physiology. 158 (3), 1342-1358 (2012).
- Venard, C., Vaillancourt, L. Colonization of fiber cells by Colletotrichum graminicola in wounded maize stalks. Phytopathology. 97 (4), 438-447 (2007).
- Venard, C., Vaillancourt, L. Penetration and colonization of unwounded maize tissues by the maize anthracnose pathogen Colletotrichum graminicola and the related nonpathogen C. sublineolum. Mycologia. 99 (3), 368-377 (2007).
- Berruyer, R., Poussier, S., Kankanala, P., Mosquera, G., Valent, B. Quantitative and qualitative influence of inoculation methods on in planta growth of rice blast fungus. Phytopathology. 96 (4), 346-355 (2006).
- Belisário, R., Robertson, A. E., Vaillancourt, L. J. Maize anthracnose stalk rot in the genomic era. Plant Disease. 106 (9), 2281-2298 (2022).
- Warren, H. L., Nicholson, R. L., Ullstrup, A. J., Sharvelle, E. G. Observations of Colletotrichum graminicola on sweet corn in Indiana. Plant Disease Reporter. 57, 143-144 (1973).
- Ritchie, S. W., Hanway, J. J., Benson, G. O. How a corn plant develops. Special Report, Iowa State University. 48, (1986).
- Tuite, J. . Plant pathological methods: fungi and bacteria. , (1969).
- Wicklow, D. T., Rogers, K. D., Dowd, P. F., Gloer, J. B. Bioactive metabolites from Stenocarpella maydis, a stalk and ear rot pathogen of maize. Fungal Biology. 115 (2), 133-142 (2011).
- Daudi, A., O’Brien, J. A. Detection of hydrogen peroxide by DAB staining in Arabidopsis leaves. Bio-protocol. 2 (18), e263-e263 (2012).
- Benhamou, R. I., Jaber, Q. Z., Herzog, I. M., Roichman, Y., Fridman, M. Fluorescent tracking of the endoplasmic reticulum in live pathogenic fungal cells. ACS Chemical Biology. 13 (12), 3325-3332 (2018).
- Lorang, J. M., et al. fluorescent protein is lighting up fungal biology. Applied and Environmental Microbiology. 67 (5), 1987-1994 (2001).
- Liu, C. Y., Zhu, J., Xie, Z. Visualizing yeast organelles with fluorescent protein markers. JoVE (Journal of Visualized Experiments). 182, e63846 (2022).
- Westermann, B., Neupert, W. Mitochondria-targeted green fluorescent proteins: convenient tools for the study of organelle biogenesis in Saccharomyces cerevisiae. Yeast. 16 (15), 1421-1427 (2000).
- Lee, A. S. The ER chaperone and signaling regulator GRP78/BiP as a monitor of endoplasmic reticulum stress. Methods. 35 (4), 373-381 (2005).
- Krishnakumar, V., et al. A maize database resource that captures tissue-specific and subcellular-localized gene expression, via fluorescent tags and confocal imaging (Maize Cell Genomics Database). Plant and Cell Physiology. 56 (1), e12-e12 (2015).
- Wu, Q., Luo, A., Zadrozny, T., Sylvester, A., Jackson, D. Fluorescent protein marker lines in maize: generation and applications. International Journal of Developmental Biology. 57 (6-7-8), 535-543 (2013).
- O’Connell, R. J., et al. Lifestyle transitions in plant pathogenic Colletotrichum fungi deciphered by genome and transcriptome analyses. Nature Genetics. 44 (9), 1060-1065 (2012).
- Torres, M. F., et al. A Colletotrichum graminicola mutant deficient in the establishment of biotrophy reveals early transcriptional events in the maize anthracnose disease interaction. BMC Genomics. 17 (202), 1-24 (2016).
- Andrie, R. M., Martinez, J. P., Ciuffetti, L. M. Development of ToxA and ToxB promoter-driven fluorescent protein expression vectors for use in filamentous ascomycetes. Mycologia. 97 (5), 1152-1161 (2005).
- Gordon, C. L., et al. Glucoamylase:: green fluorescent protein fusions to monitor protein secretion in Aspergillus niger. Microbiology. 146 (2), 415-426 (2000).
- Koga, H., Dohi, K., Nakayachi, O., Mori, M. A novel inoculation method of Magnaporthe grisea for cytological observation of the infection process using intact leaf sheaths of rice plants. Physiological and Molecular Plant Pathology. 64 (2), 67-72 (2004).
- Xavier, K. V., Pfeiffer, T., Parreira, D. F., Chopra, S., Vaillancourt, L. Aggressiveness of Colletotrichum sublineola strains from Sorghum bicolor and S. halepense to sweet sorghum variety Sugar Drip, and their impact on yield. Plant Disease. 101 (9), 1578-1587 (2017).
