جمعية النووي nucleosomal صالحة من المؤتلف الأساسية الهستونات وجسيم نووي DNA لتحديد المواقع
Summary
ويرد طريقة لإعادة تشكيل نموذج صفائف النووي nucleosomal من histones الأساسية المؤتلف والحمض النووي المتكررة tandemly النيوكليوسومات تحديد المواقع. نحن تصف أيضا كيفية استخدام التجارب الترسيب السرعة في نابذة فائقة السرعة التحليلية، والقوة الذرية المجهري (AFM) لمراقبة مدى النووي nucleosomal مجموعة التشبع بعد إعادة.
Abstract
وتسمى octamers هيستون الأساسية التي يتم متباعدة بشكل متكرر على طول جزيء الحمض النووي صفائف النووي nucleosomal. ويتم الحصول على صفائف النووي nucleosomal في واحدة من طريقتين: تنقية من مصادر في الجسم الحي، أو إعادة في المختبر من histones الأساسية المؤتلف والحمض النووي المتكررة tandemly النيوكليوسومات تحديد المواقع. الأسلوب الأخير له فائدة السماح لتجميع موحدة أكثر إنشائي ومجموعة النووي nucleosomal ضعه على وجه التحديد. تجارب الترسيب السرعة في المعلومات التحليلية العائد نابذة فائقة السرعة حول حجم وشكل الجزيئات من خلال تحليل المعدل الذي تهاجر من خلال حل تحت قوة الطرد المركزي. هذه التقنية، جنبا إلى جنب مع القوة الذرية المجهر، ويمكن استخدامها لمراقبة الجودة، وضمان أن غالبية قوالب الحمض النووي ومشبعة Nucleosomes للإعادة بعد. نحن هنا تصف البروتوكولات اللازمة لإعادة كميات مليغرام من طول ود إنشائيصفائف النووي nucleosomal efined مناسبة للدراسات الفيزيائية الحيوية والكيمياء الحيوية وهيكل لونين وظيفة.
Introduction
الجينوم حقيقية النواة لا وجود الحمض النووي عارية كما، بل يتم ضغط ونظمته البروتينات ملزمة. وتعرف هذه المجمعات من الحمض النووي والبروتينات من لونين. الوحدة الأساسية للمكرر لونين هو جسيم نووي. يتكون جسيم نووي من octamer هيستون و 146 أزواج قاعدة الحمض النووي ملفوفة حول octamer هيستون نحو 1.6 مرات 1. يتكون octamer هيستون من نسختين كل من H2A histones الأساسية، H2B، H3، H4 و. وتسمى octamers هيستون الأساسية التي يتم متباعدة بشكل متكرر على طول جزيء الحمض النووي صفائف النووي nucleosomal. وقد أشار هيكل ممتدة من صفائف النووي nucleosomal على أنها الألياف 10 نانومتر أو "الخرز على سلسلة" هيكل وموجود في المختبر تحت ظروف الملح منخفضة 2. الألياف 10 نانومتر قادر على التكثيف في هياكل النظام من خلال الضغط العالي داخل مجموعة و / أو بين مجموعة oligomerization 2. هذه الهياكل أعلى لكي يمكن أن يتسبب في وجود الأملاح،أو يمكن أن تتأثر من خلال الربط من البروتينات المعمارية لونين لمجموعة النووي nucleosomal 3،4. ترتبط مستويات ونين الضغط عكسيا مع معدل النسخ في الجسم الحي 5،6. يسلط الضوء على البحوث التي أجريت مؤخرا على أهمية التنظيم الهيكلي من الجينوم في عمليات مثل التمايز، تطور مرض السرطان، وغيرهم 7،8. أصبح استخدام صفائف النووي nucleosomal لدراسة بنية الكروماتين وظيفة على نطاق واسع. نحن هنا تصف طريقة لتجميع صفائف النووي nucleosomal من histones الأساسية المؤتلف الحمض النووي وتحديد المواقع جسيم نووي.
باستخدام الحمض النووي المؤتلف مع يكرر جنبا إلى جنب من تسلسل المواقع النيوكليوسومات يسمح لإعادة تشكيل المصفوفات التي تحتوي على Nucleosomes للمتباعدة بصورة منتظمة. اثنين من متواليات تحديد المواقع أكثر شعبية هي تسلسل الجين 5S الريباسي و "601" 9،10 التسلسل. تم اشتقاق تسلسل 601 من التجارب سيليكس وموره المواقف بقوة Nucleosomes للمن تسلسل 5S 11. وبالتالي فإن طول الحمض النووي رابط من صفائف 601 هو أكثر تجانسا. يتم الحصول على الحمض النووي المتكررة Tandemly المواقع النيوكليوسومات بواسطة هلام 4،12 الترشيح. يتم تنقيته الهستونات المؤتلف من E. القولونية في ظل ظروف تغيير طبيعة 13. استخدام الهستونات المؤتلف يسمح احد للسيطرة بعناية تكوين هيستون من صفائف النووي nucleosomal. على سبيل المثال، الأساسية الهستونات تحمل طفرات محددة 14 أو التعديلات بعد متعدية 15،16 يمكن أن تكون بديلا عن النوع البري histones الأساسية.
تجارب الترسيب سرعة رصد معدل الترسيب من الجزيئات في محلول تحت قوة الطرد المركزي التطبيقية 17. هذا يعطي معلومات حول حجم وشكل الجزيئات في عينة. تجارب الترسيب السرعة وبالتالي أداة مناسبة لدراسة التغيرات في حل الدولة ألياف الكروماتينهيكل بسبب التكثيف لونين 18. الأهم من ذلك، فمن الضروري أولا لاستخدام الترسيب التجارب سرعة كخطوة لمراقبة الجودة في مجموعة إعادة النووي nucleosomal. إذا لم يتم الجمع بين الحمض النووي وNucleosomes للفي نسبة المولي الصحيح، قد يكون صفائف أقل أو أكثر مشبعة histones الأساسية. وبالتالي، يتم استخدام المعلومات المكتسبة من التجارب سرعة الترسيب لضمان أن الحمض النووي غير المشبعة بشكل صحيح مع Nucleosomes لل. من المهم استخدام طرق بديلة لتقدير التشبع من الحمض النووي مع Nucleosomes لل، وخاصة إذا كان يعمل مع قالب الحمض النووي uncharacterized سابقا. لذلك، نحن أيضا تصف طريقة لتحليل المصفوفات النووي nucleosomal باستخدام القوة الذرية المجهري (AFM). فؤاد هو أسلوب القوية التي تسمح برؤية آثار عدد من المعلمات، مثل مستوى التشبع، تأثير وجود متغيرات هيستون أو آثار MgCl 2 19،20. وكان فؤاد أيضا تطبيق صحيفةإد لدراسة ديناميات النيوكليوسومات باستخدام الفاصل الزمني التصوير 21. تجميعها في المختبر النووي nucleosomal صفائف 12 مير قابلة خاص للدراسات فؤاد لأنها تنتمي في مجموعة الحجم المناسب للتصوير فؤاد 22. في هذه الدراسة وقد استخدمنا فؤاد صفائف النووي nucleosomal باعتباره مراقبة الجودة وكذلك وسيلة لتأكيد البيانات من الجامعة الأمريكية بالقاهرة ("المشاهدة خير برهان"). بالإضافة إلى التصور بسيطة، فؤاد يسمح قياس ملامح ارتفاع عينات بوصفها متري إضافية.
Protocol
Representative Results
Discussion
نموذج صفائف النووي nucleosomal هي أداة مفيدة جدا لدراسة في المختبر من هيكل لونين وظيفة. على سبيل المثال، فقد استخدمت على نطاق واسع لدراسة آلية الألياف لونين التكثيف في حل 30-34، وجعلت من الممكن للحصول على هيكل الأشعة السينية من tetranucleosome 35. في الآونة الأخيرة ا…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
وأيد هذا العمل من قبل المعاهد الوطنية للصحة منح GM45916 وGM66834 إلى JCH وزمالة من المؤسسة الدولية ريت متلازمة لحزب العدالة والتنمية هذا العمل كان مدعوما أيضا من قبل المعاهد الوطنية للصحة منح GM088409 ومعهد هوارد هيوز الطبي المساهمات في كوالا لمبور
Materials
| Name of Reagent/Material | Company | Catalog Number | Comments |
| (3-Aminopropyl)triethoxysilane | Sigma-Aldrich | A3648-100ML | |
| 6-8 kDa MWCO Dialysis Tubing | Fisher | 21-152-5 | |
| HiLoad Superdex 200 16/60 Column | GE | 17-1069-01 | |
| Vivaspin 50 kDa MWCO Centrifugal Concentrator | Sartorius | VS2031 | |
| 12-14 kDa MWCO Dialysis Tubing | Fisher | 08-667A | |
| Illustra Sephacryl S-1000 Superfine | GE | 17-0476-01 | |
| XL-A/I Analytical Ultracentrifuge | Beckman-Coulter |
References
- Luger, K., Mader, A., Richmond, R., Crystal Sargent, D. structure of the nucleosome core particle at 2.8 A resolution. Nature. 7, (1997).
- Hansen, J. C. Conformational dynamics of the chromatin fiber in solution: determinants, mechanisms, and functions. Annual Review of Biophysics and Biomolecular Structure. 31, 361-392 (2002).
- McBryant, S., Adams, V., Hansen, J. Chromatin architectural proteins. Chromosome Research. 14 (1), 39-51 (2006).
- Hansen, J. C., Ausio, J., Stanik, V. H., van Holde, K. E. Homogeneous reconstituted oligonucleosomes, evidence for salt-dependent folding in the absence of histone H1. Biochimie. 28 (23), 9129-9136 (1989).
- Szerlong, H. J., Prenni, J. E., Nyborg, J. K., Hansen, J. C. Activator-dependent p300 acetylation of chromatin in vitro: enhancement of transcription by disruption of repressive nucleosome-nucleosome interactions. The Journal of Biological Chemistry. 285 (42), 31954-31964 (2010).
- Cirillo, L. A., Lin, F. R., Cuesta, I., Friedman, D., Jarnik, M., Zaret, K. S. Opening of compacted chromatin by early developmental transcription factors HNF3 (FoxA) and GATA-4. Molecular Cell. 9 (2), 279-289 (2002).
- Nguyen, C., Gonzales, F. chromatin structure associated with methylation-induced gene silencing in cancer cells: correlation of accessibility, methylation, MeCP2 binding and acetylation. Nucleic Acids Research. 29 (22), 4598-4606 (2001).
- Cuesta, I., Zaret, K. S., Santisteban, P. The forkhead factor FoxE1 binds to the thyroperoxidase promoter during thyroid cell differentiation and modifies compacted chromatin structure. Molecular and Cellular Biology. 27 (20), 7302-7314 (2007).
- Simpson, R. T., Stafford, D. W. Structural features of a phased nucleosome core particle. Proceedings of the National Academy of Sciences of the U S A. 80 (1), 51-55 (1983).
- Lowary, P. T., Widom, J. New DNA sequence rules for high affinity binding to histone octamer and sequence-directed nucleosome positioning. Journal of Molecular Biology. 276 (1), 19-42 (1998).
- Lowary, P., Widlund, H., Cao, H. Sequence motifs and free energies of selected natural and non-natural nucleosome positioning DNA sequences. Journal of Molecular Biology. 288, 213-229 (1999).
- Gordon, F., Luger, K., Hansen, J. C. The Core Histone N-terminal Tail Domains Function Independently and Additively during Salt-dependent Oligomerization of Nucleosomal Arrays *. The Journal of Biological Chemistry. 280 (40), 33701-33706 (2005).
- Luger, K., Rechsteiner, T. J., Richmond, T. J. Expression and purification of recombinant histones and nucleosome reconstitution. Methods in Molecular Biology (Clifton, N.J.). 119 (4), 1-16 (1999).
- McBryant, S. J., Klonoski, J., et al. Determinants of histone H4 N-terminal domain function during nucleosomal array oligomerization: roles of amino acid sequence, domain length, and charge density. The Journal of Biological Chemistry. 284 (25), 16716-16722 (2009).
- Ma Shogren-Knaak, ., Fry, C. J., Peterson, C. L. A native peptide ligation strategy for deciphering nucleosomal histone modifications. The Journal of Biological Chemistry. 278 (18), 15744-158 (2003).
- Lu, X., Simon, M. The effect of H3K79 dimethylation and H4K20 trimethylation on nucleosome and chromatin structure. Nat Struct Mol Biol. 15 (10), 1122-1124 (2008).
- Ausio, J. Analytical Ultracentrifugation for the Analysis of Chromatin Structure. Biophysical Chemistry. 86 (2-3), 141-153 (2000).
- Hansen, J., Kreider, J., Demeler, B., Fletcher, T. Analytical ultracentrifugation and agarose gel electrophoresis as tools for studying chromatin folding in solution. Methods. 12 (1), 62-72 (1997).
- Montel, F., Menoni, H., et al. The dynamics of individual nucleosomes controls the chromatin condensation pathway: direct atomic force microscopy visualization of variant chromatin. Biophysical Journal. 97 (2), 544-5453 (2009).
- Muthurajan, U. M., McBryant, S. J., Lu, X., Hansen, J. C., Luger, K. The linker region of macroH2A promotes self-association of nucleosomal arrays. The Journal of Biological Chemistry. 286 (27), 23852-23864 (2011).
- Shlyakhtenko, L. S., Lushnikov, A. Y., Lyubchenko, Y. L. Dynamics of nucleosomes revealed by time-lapse atomic force microscopy. Biochimie. 48 (33), 7842-7848 (2009).
- Lohr, D., Bash, R., Wang, H., Yodh, J., Lindsay, S. Using atomic force microscopy to study chromatin structure and nucleosome remodeling. Methods (San Diego, Calif). 41 (3), 333-341 (2007).
- Dyer, P. N., Edayathumangalam, R. S., et al. Reconstitution of nucleosome core particles from recombinant histones and DNA. Methods in Enzymology. 375, 23-44 (2004).
- Sambrook, J., Russell, D. . Molecular cloning: a laboratory manual. , (2001).
- Balbo, A., Zhao, H., Brown, P. H., Schuck, P. Assembly, loading, and alignment of an analytical ultracentrifuge sample cell. J. Vis. Exp. (33), e1530 (2009).
- Demeler, B. UltraScan: a comprehensive data analysis software package for analytical ultracentrifugation experiments. Modern Analytical Ultracentrifugation: Techniques. , 210-230 (2005).
- Holde, K. V., Weischet, W. Boundary analysis of sedimentation velocity experiments with monodisperse and paucidisperse solutes. Biopolymers. 17 (6), 1387-1403 (1978).
- Demeler, B., van Holde, K. E. Sedimentation velocity analysis of highly heterogeneous systems. Analytical Biochemistry. 335, 279-288 (2004).
- Hansen, J., Lohr, D. Assembly and structural properties of subsaturated chromatin arrays. Journal of Biological Chemistry. 8, 5840-5848 (1993).
- Routh, A., Sandin, S., Rhodes, D. Nucleosome repeat length and linker histone stoichiometry determine chromatin fiber structure. Proceedings of the National Academy of Sciences of the U S A. 105 (26), 8872-8877 (2008).
- Zhou, J., Fan, J. Y., Rangasamy, D., Tremethick, D. J. The nucleosome surface regulates chromatin compaction and couples it with transcriptional repression. Nature Structural & Molecular Biology. 14 (11), 1070-1076 (2007).
- Dorigo, B., Schalch, T., Kulangara, A., Duda, S., Schroeder, R. R., Richmond, T. J. Nucleosome arrays reveal the two-start organization of the chromatin fiber. Science (New York, N.Y.). 306 (5701), 1571-1573 (2004).
- Correll, S. J., Schubert, M. H., Grigoryev, S. a Short nucleosome repeats impose rotational modulations on chromatin fibre folding. The EMBO Journal. 31 (10), 2416-2426 (2012).
- Mcbryant, S. J., Krause, C., Woodcock, C. L., Hansen, J. C. The Silent Information Regulator 3 Protein , SIR3p , Binds to Chromatin Fibers and Assembles a Hypercondensed Chromatin Architecture in the Presence of Salt. Molecular and Cellular Biology. 28 (11), 3563-3572 (2008).
- Schalch, T., Duda, S., Sargent, D. F., Richmond, T. J. X-ray structure of a tetranucleosome and its implications for the chromatin fibre. Nature. 436 (7047), 138-1341 (2005).
- Fan, J. Y., Gordon, F., Luger, K., Hansen, J. C., Tremethick, D. J. The essential histone variant H2A.Z regulates the equilibrium between different chromatin conformational states. Nature Structural Biology. 9 (3), 172-176 (2002).
- Carruthers, L. M., Bednar, J., Woodcock, C. L., Hansen, J. C. Linker histones stabilize the intrinsic salt-dependent folding of nucleosomal arrays: mechanistic ramifications for higher-order chromatin folding. Biochimie. 37 (42), 14776-14787 (1998).
- Huynh, V. A. T., Robinson, P. J. J., Rhodes, D. A Method for the In Vitro Reconstitution of a Defined "30 nm" Chromatin Fibre Containing Stoichiometric Amounts of the Linker Histone. Journal of Molecular Biology. 345 (5), 957-968 (2005).
- Dorigo, B., Schalch, T. Chromatin fiber folding: requirement for the histone H4 N-terminal tail. J. Mol. Biol. 2836 (03), 85-96 (2003).
- Qian, R. L., Liu, Z. X., et al. Visualization of chromatin folding patterns in chicken erythrocytes by atomic force microscopy (AFM. Cell Research. 7 (2), 143-150 (1997).
