Summary
豚の長期血管アクセスのためのトンネル型ヒックマンカテーテルの挿入と維持のための信頼性と再現性のあるアプローチが説明されています。中心静脈カテーテルを留置することで、覚醒した動物からの全血を毎日採取し、薬物や水分を静脈内投与することができます。
Abstract
中心静脈カテーテル(CVC)は、血液モニタリングや信頼性の高い輸液・薬物投与など、幅広い医療用途を促進するため、大型動物研究において非常に貴重なデバイスです。具体的には、トンネル型マルチルーメンヒックマンカテーテル(HC)は、摘出率と合併症率が低いため、豚モデルで一般的に使用されています。他のCVCに比べて合併症が少ないにもかかわらず、HC関連の罹患率は、進行中の研究を大幅に遅らせたり、悪影響を及ぼしたりする可能性があるため、重大な課題を提示します。HCの適切な挿入と維持は、これらの合併症を予防する上で最も重要ですが、ベストプラクティスに関するコンセンサスはありません。このプロトコルの目的は、HC関連の合併症と罹患率を軽減する豚のトンネル状HCの挿入と維持のためのアプローチを包括的に記述することです。>100頭のブタでこれらの技術を使用したところ、最大8か月間合併症のない特許ラインが得られ、カテーテル関連の死亡率や腹側手術部位の感染はありませんでした。このプロトコルは、HCの寿命を最適化する方法と、使用中の問題に近づくためのガイダンスを提供します。
Introduction
患者ケアにおける中心静脈カテーテル(CVC)の不可欠な役割は、その利便性、良好な安全性プロファイル、および汎用性に起因しています1。CVCの機能には、完全非経口栄養、造血幹細胞移植、血漿交換/アフェレーシス、効率的な輸液、血液、または併用薬投与のための信頼性の高いアクセスが含まれます2。獣医学では、CVCは刺激性薬物の急速な希釈と静脈穿刺を繰り返さずに採血 することにより 、動物の不快感を最小限に抑えます3。CVCは幅広い用途があるにもかかわらず、大動物実験におけるCVCの使用には、依然としていくつかの大きな課題があります4。
ガイドワイヤーまたはイントロデューサーカテーテルを介した経皮的CVC留置は、獣医学以外の研究者、特に深部静脈構造を持つ動物では困難な場合があります5。CVCの設置技術が不適切な場合、近くの構造物に不注意で配置され、超音波ガイド下配置またはポジショニングの処置後のX線撮影が必要になる可能性があります6。しかし、人間の手術室と比較すると、多くの大型動物研究所では超音波が容易に利用できません。さらに、留置カテーテルの長期使用は、動物によるラインのねじれ、穿刺、感染、または脱出につながる可能性があり、タイムリーな治療、臨床モニタリング、および研究成果を混乱させる可能性があります4,7。CVCの交換には、材料の調達、手術のスケジュール、絶食時間、X線写真へのアクセスなど、追加のリソースが必要です。したがって、CVC関連の合併症は、特にブタにおいて、技術的および財政的な重大な障壁や生産的なトランスレーショナルリサーチの中断を引き起こす可能性があります。食物や糞便による汚染、ケージの壁を引っ掻く、刺激部位を蹴るなどはCVCを損なう可能性があり、CVC関連の合併症のリスクは長期使用によって増幅されます。したがって、豚のCVCを安全かつ簡単に維持するには、CVCの選択、配置、固定、保護、衛生、および監視を慎重に検討する必要があります。
このプロトコルで使用されるヒックマンカテーテル(HC)は、ポリエステルカフと1〜3ルーメンを備えたトンネルCVCであり、ヒトおよび動物の長期静脈内アクセスに一般的に使用されます1,4,8,9。トンネル型カテーテル法は、非トンネル型変異と比較して合併症の発生率と維持費が低いことと関連している10,11,12。カフは、皮膚出口部位を囲む皮下組織に組み込むことにより、HCの脱出を減少させます。また、マルチルーメン設計により、投薬と採血を分離できるため、血液サンプルの汚染や不正確さを最小限に抑えることができます。それにもかかわらず、HCの使用には課題がないわけではなく、最も一般的なものには骨折、移動、閉塞、および感染が含まれます13,14,15,16。したがって、HCの適切な設置とメンテナンスは、トランスレーショナルリサーチで使用する際に不可欠なスキルです。しかし、現在の文献では、長期試験中の豚におけるHC使用のベストプラクティスに関するガイダンスはほとんど提供されていません5,6,17。
この研究の目的は、HCの内頸静脈(IJV)への挿入、皮膚の固定、および長期的なカテーテル関連の合併症と豚の不快感を最小限に抑える耐久性のある保護のための最適化されたアプローチを概説することです。HC の使用に関する重要な考慮事項、発生する可能性のある潜在的な課題、およびこのアプローチの品質を向上させる可能性のある変更について説明します。
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Protocol
すべての動物実験は、ジョンズ・ホプキンス大学動物実験委員会(IACUC)が承認した動物プロトコルに従って実施されました。HC配置を受けている雄豚と雌豚の系統には、マサチューセッツ総合病院(MGH)の豚コロニーのミニチュア豚、ユカタン豚、および農業ベンダーのヨークシャー交配豚(20〜40 kg)が含まれます。HCが置かれたときの豚の生後3〜10か月の範囲でした。HCは、動物の実験手順に関連していつでも配置できます。ただし、ベースラインの血液値の収集を可能にするために、事前に配置することをお勧めします。また、実験的操作を受ける前に、豚に少なくとも1週間の順応期間を与えることをお勧めします。
1. 術前計画
- 手術の前に、獣医師にすべての動物の徹底的な臨床評価を行ってもらいます。
- 処置の少なくとも12時間前に動物を絶食します(固形食品なし)。常に 自由に水 を提供してください。規制薬物投与のために動物の体重を量ります。
- 手術当日、ケタミン(20-30 mg / kg)とキシラジン(2-3 mg / kg筋肉内[IM])を1本の注射器に混合して動物を鎮静させます。必要に応じて、鎮静剤(ケタミンとキシラジン)をゆっくりと静脈内投与します[IV]。麻酔中の乾燥を防ぐために、目に滅菌眼軟膏を使用してください。.
- 耳辺縁静脈に静脈内カテーテルを留置し、手順全体を通して5〜10 mL /(kg∙h)の0.9%生理食塩水または授乳リンガー溶液(LRS)の維持液を投与します。
- 動物が背側横臥にあるときは、適切なサイズの気管内チューブを留置し、麻酔器に接続し、手回し換気を行います(イソフルランで0.5〜3%、1〜2 LO2 / minで維持)。
- 先制鎮痛薬(0.02 mg / kgブプレノルフィンIV)を投与します。必要に応じて、術中にブプレノルフィンの追加用量を投与します。.予防的抗生物質(20-22 mg / kgセファゾリンIV)を手術開始の10分前に投与し、術中は90分ごとに再度投与します。.手術開始前に、プロトニックス(0.5-1.0 mg / kg IV)とマロピタントクエン酸塩(1 mg / kg IV)を1回投与します。.
- 中心静脈カテーテルの留置部位となる腹側頸部と背頸部を剃ります。クロルヘキシジンスクラブを使用して手術部位の予備準備を行います。
- ブタが外科的麻酔薬の適切な平面内にあることを確認します。眼瞼と顎の緊張をテストして、麻酔薬の深さを評価します。必要に応じて、吸入麻酔薬を増やすか、追加の鎮静剤(ケタミンなど)IVをゆっくりと投与して効果を上げます。.
- 豚を手術台に移します。
2.術中モニタリング
- 維持麻酔中は、心拍数と心電図、非侵襲的血圧、パルスオキシメトリー、カプノグラフィー、食道または直腸の温度を継続的に監視し、少なくとも15分ごとに記録します。.
- 四肢または尾部の血圧カフ を介して 非侵襲的に血圧を監視します。
- 人工呼吸器を使用して、呼吸と吸入麻酔の投与をより正確に調整します。.人工呼吸器のパラメータについては、一回換気量が5〜10 mL / kgの範囲にあることを確認してください。.動物の麻酔薬の深さに応じて、手順全体を通して呼吸数を調整します。最大圧力限界を20mmHgに設定します。
- 低体温症を防ぐために、操作中は温度調節された温風ブランケットまたはパッドを使用してください。
3.外科的準備
- 少なくとも 2 人を無菌 (外科医と助手) とし、少なくとも 2 人を非無菌 (循環器と麻酔科医) に指定します。
- 全身麻酔下で、ブタを手術台に腹側横臥させ、脚を安定させるために脚を固定します(図1)。
- クロルヘキシジンと70%エタノールを交互に3回スクラブし、続いて皮膚表面にイオノフォアを10分間以上接触させて、手術野を無菌的に準備します。次の2つの領域の無菌準備を実行します。
- 腹側では、下顎骨の角度から胸骨の中央まで伸び、胸鎖乳突様の外側境界まで両側に伸びます。滅菌された領域の境界に沿って滅菌タオルを置きます。
- 背側では、ターゲットIJVと同側の背外側頸部を準備します。滅菌タオルを背頸部の下と背側野の上に置き、腹側野で作業している間は無菌状態を維持します。
- 豚の上に滅菌ドレープを置きます。ドレープの長方形の領域を切り取り、腹側野を露出させます。
- 別の滅菌ドレープテーブルで、ダブルルーメンHCを長いイントロデューサーピースに接続します。
- 各ルーメンラインの端にあるルアーロックアダプターにクレーブをねじ込みます(幅:赤、幅:白)。赤と白の線を10 mLの0.9%生理食塩水で洗い流します。次に、両方の線をクランプします。
4.内頸静脈の識別と準備
- 腹側野では、気管と胸鎖乳突筋の内側境界の間に4cmの切開を行います(図2)。カモノハシを分割し、結合組織を解剖して、胸鎖乳突筋の外側境界にIJVを明らかにします。
- IJVの3〜4cmを、4-0コーティングおよび編組の非吸収性縫合糸タイで枝を分割して分離します。周囲の結合組織から離れて円周方向に解剖します。カテーテル挿入中にIJVを吊り下げて安定させるために、コーティングおよび編組された非吸収性縫合糸タイを2本作成します(図3)。
- IJVの頭蓋端で、コーティングおよび編組された非吸収性縫合糸タイを血管の下に2回通し、血管の周りにループを作成します。
- IJVの尾端で、コーティングおよび編組された非吸収性縫合糸タイを血管の下に一度通してスリングを作成します。
- 縫合糸タイから牽引力を解放します。滅菌生理食塩水に浸したガーゼを手術部位に配置して、血管を保護し、結束位置を維持します。
5.カテーテル出口部位の準備
- 非外科的側に向かって横方向に傾け て 豚を再配置し、同側の背側手術野を露出させます。手足を固定し直します(図4)。
- #10ブレードメスを使用して、目的のカテーテル出口部位の皮膚に0.5cmの穿刺を行います-脊柱の外側3 cm、頭から5 cmの尾側(図5)。
6.カテーテルの導入とトンネリング
- 腹側野では、湿ったガーゼを取り除き、孤立したIJVセグメントを再識別します。カテーテルを皮下に導入するターゲットエントリ部位を選択します。これがIJVと同じ深さで、胸鎖乳突筋よりも深く、コーティングおよび編組された2つの非吸収性縫合糸タイの間にあることを確認してください(図6)。
注:皮下パターンには、縫合糸の結び目が皮膚の下に埋め込まれている必要があります。深部真皮縫合糸は、安定性と維持性を確保するために数回結ばれているため、必要以上に広いスペースを占有し、皮膚から露出することがあります。この小さな曝露領域は重大な問題ではなく、この小さな曝露領域にもかかわらず、皮膚は適切に治癒するはずです。 - 利き手を背側手術野に、利き手でない手を腹側手術野に配置します。HCイントロデューサーを背側手術野に保持します。カテーテルの残りの長さを無菌野の上の空気中に吊り下げます。
- イントロデューサーを利き手で出口穿刺部位に挿入し、デバイスの先端を腹側野の利き手以外の手に向けます。
- イントロデューサーの先端を表面的および内側に押して、カテーテルを脂肪組織に通し、利き手ではない手で先端の出現を感じます。先端が標的の侵入部位に現れたら、メインラインのカフが背側の皮膚の表面のすぐ下に来るまで、イントロデューサーとカテーテルを皮下トンネルに通します。
- ラインからイントロデューサーを切り取ります。腹側手術部位の湿ったガーゼを交換します。
7.カテーテルの挿入
- 豚を仰臥位に再配置します。手足を固定し直し、滅菌手袋を交換し、腹側手術部位からガーゼを取り除きます。
- 頭蓋と尾側でコーティングされ、編組された非吸収性縫合糸タイの端をクランプします。クランプをドレープに置き、IJVセグメントがわずかに上昇するようにします。
- カテーテルの端を、豚の胸骨の長さの1/3まで届く長さにカットします。
注意: ラインの断片化や目詰まりを避けるために、ラインに垂直な単一のカットでチップをトランセクトすることにより、カテーテルチップの操作を最小限に抑えます。挿入されると、HCは右心房のすぐ頭蓋にある上大静脈内にあるはずです(図7)。 - Adson-Brown鉗子を使用して、孤立したIJVセグメントの中央をつかみます。同じポイントで、湾曲したメッツェンバウムのハサミで容器の途中に切り込みを入れます。
- Adson-Brown鉗子でIJVセグメントを保持しながら、静脈ピックを血管の尾部に挿入します(図6)。頭蓋縫合糸タイの張力を維持しながら、カテーテルの端を血管の尾側に挿入してねじ込みます。カテーテルが完全に挿入されたら、尾側縫合糸の結び目を一度結び、HCを一時的に固定します。
- 3〜5 mLの0.9%生理食塩水とそれに続く5 mLの100 USP単位/ mLヘパリン化生理食塩水を使用して、採血とフラッシュ を介して 無菌野外の両方のラインの開存性をテストします。
- 開存性が確認されたら、尾側縫合糸の結び目をさらに1〜2回結び、静脈内カテーテルの周りの遠位IJVセグメントを固定します。頭蓋縫合糸を一度結び、IJVセグメントの血流を閉塞します。
- 腹側手術部位を層状に閉じます:3-0編組吸収性縫合糸によるカモノハシの単純な中断縫合糸、および3-0モノフィラメント吸収性縫合糸による皮下ランニング縫合糸。
8. カテーテルの固定
- 豚のドレープを解き、背臥位で体位を変えます。手足を固定し直します。
- カテーテルの剥離を避けるために、HCを動物の皮膚に3点以上固定します(図8)。
- HCが「U」字型になるように向きを変えます。
- ポイントを特定する:最初のポイントが出口部位から2cm以内にあること、2番目のポイントが赤と白の線が分岐するカテーテルの分岐部分の上、3番目のポイントが最初の2つのポイントの間の「U」の上部にあることを確認します。
- 各ポイントで、カテーテルの上に1インチ(インチ)の医療用テープを~3cm貼り、両側に翼を作ります。0の合成モノフィラメント、非吸収性ポリプロピレン縫合糸を使用して、1つの単純な中断縫合糸 を介して 各翼を皮膚に固定します。二股に分かれた部分の2番目のポイントで、2本のラインの間の隙間に1本の断続縫合糸を追加し、刺激を防ぐために結び目がテープの上にあることを確認します。
注:背頸部穿刺部位の大きさによっては、サイズを小さくし、不注意によるカテーテルの皮膚外への移動のリスクを最小限に抑えるために、単純な断続縫合糸を配置する場合があります。カテーテルの周りのカフが皮下のままであることを確認してください。 - 10 mL の 0.9% 生理食塩水と 10 mL のヘパリン化生理食塩水を使用して、採血とフラッシュ によって 、無菌野の外側の白線と赤線の両方の開存性をテストします。
- 保護首輪を作成します。
- 次の方法で、4を首に綿のパッドで3〜4回巻き付けます。
- 左頭蓋角の背頸部から始めて、右尾角に向かって斜めに巻き、赤と白の線の上または下を行きます。首の下を左尾角に向かって巻きます。赤と白の線の上または下の右頭蓋角に向かって斜めに折り、次に左頭蓋角の始点に折ります。赤と白の線の上と下を交互に繰り返します。
注意: カラーは、HCの皮膚付着部位とメインラインを完全に覆う必要があります。赤と白の線だけを省き、アクセスできるようにする必要があります。
- 左頭蓋角の背頸部から始めて、右尾角に向かって斜めに巻き、赤と白の線の上または下を行きます。首の下を左尾角に向かって巻きます。赤と白の線の上または下の右頭蓋角に向かって斜めに折り、次に左頭蓋角の始点に折ります。赤と白の線の上と下を交互に繰り返します。
- 綿の詰め物と同じ要領で、3または4を弾性粘着テープで首に3〜4回巻き付けます(手順8.4.1)。包帯が線を覆っている場合は、包帯にスリットを入れて線を収容します。
注意: この層をきつく巻きすぎないように注意してください-指は保護カラーの下を円周方向に簡単にスライドさせることができるはずです。 - 0の合成モノフィラメント、非吸収性ポリプロピレン縫合糸を使用して、包帯の端にある各コーナーを下の層に縫合して、その位置を維持します。
- 0の合成モノフィラメント、非吸収性ポリプロピレン縫合糸を使用して、頭蓋端と尾端の両方で脊柱の横方向に水平マットレス縫合糸を結び、カラーを皮膚に固定します。結び目が包帯の上にあることを確認してください。
- 赤と白の線を保護して保管するためのカテーテルポーチを作成します(図9)。
- 長さ~100cm、幅~7.5cmの伸縮性のある粘着テープをカットします。
- テープの~16cmのセグメントを測定します。粘着面が向かい合うようにテープを折り返して、2層のテープで16cmのフラップを作ります。残りのテープを使用して、このプロセスをさらに2回繰り返し、同じ長さの「W」字型のフラップを3つ作成します(図10)。
- テープの残りの尾を 3 つのフラップの端に折ります。尾翼を上に向け、フラップに上から下に 1 から 3 の番号を付けます。尾端から時計回りに移動して、側面に1〜4に番号を付けます。
- サイド 4 で、フラップ 2 から縦方向のスライバーを取り外します(両端の 1 cm を除く)。スライバーの幅が~1cmであることを確認してください。
- 0でコーティングされ、編組された非吸収性縫合糸を使用してランニング縫合糸を実行します:サイド4でフラップ1と3を一緒に縫合し、サイド3でフラップ1、2、3を一緒に縫い合わせ、サイド2でフラップ1と2を一緒に縫い合わせます。フラップ 1 の中央に 2 cm の穴を開けます。
- フラップ 1 を下に向けて、ラインがカラーから出るポイントに穴を合わせ、開口部が尾側になるようにポーチを向けます。ポーチが正中線上にあるか、背頸部に対してわずかに外側にあることを確認してください。
- 赤と白の線をフラップ 1 の穴に通します。フラップ 1 とフラップ 2 の間の線が平らで、フラップ 3 が上を向いていることを確認します(図 8)。
- 0の合成モノフィラメント、非吸収性ポリプロピレン縫合糸を使用して、各コーナーと各エッジの中間に簡単な断続縫合糸でポーチをカラーに固定します。皮膚を縫合しないでください。
- 次の方法で、4を首に綿のパッドで3〜4回巻き付けます。
9.術後のケア
- 麻酔から回復したら、豚をホームケージに戻します。豚は咀嚼性があるため、同種の豚によるカテーテル除去を防ぐために、豚が単独で飼育されていることを確認してください。他の豚の隣に飼育する場合は、ケージの間にカテーテルの咀嚼を防ぐためのバリアを配置します。
- 術後すぐに、痛み、感染、治癒の兆候がないか、少なくとも毎日動物を監視します。呼吸数、心拍数、体温、エネルギー、食欲、水分消費量は、この時期の健康指標として最適です。痛みの兆候が現れた場合は、鎮痛薬の追加用量を投与します(例:.、48時間ごとに0.12 mg / kgブプレノルフィン徐放[SR] LAB)。.術後日(POD)1から、カテーテルのメンテナンス(ステップ10)と手術部位の目視検査を毎日実施します。
注:このヒックマンカテーテル挿入技術を採用することを選択した研究者は、この手順をマルチモーダル鎮痛で変更できます。ただし、NSAIDsは、実験計画の他の要素に応じて研究結果を変更する可能性があります。これは、鎮痛レジメンを計画する前に考慮する必要があります。 - カテーテルの手術部位が治癒したら、動物のメンテナンスモニタリングチェックを行います:毎週体重測定を行い、毎日のカテーテルメンテナンス中に目視チェックを行います。食欲減退やエネルギー低下などの感染の兆候が現れた場合は、獣医師に相談してください。全血球計算が必要な場合は、赤い線から血液を採取します。
注:好中球増加症を特徴とする白血球増加症は、感染した動物でよく観察されます。
10. カテーテルのメンテナンス
- 幅の広い赤い線は採血専用に、細い白い線は投薬専用に指定します。カテーテルは必ず手袋をはめた手で取り扱ってください。
注:これらの役割は、試験デザインによって異なる場合があります。 - 赤い(指定された採血)線を毎日洗い流して、開存性を評価し、次のように凝固を防ぎます。
- 無菌技術を使用する:各ステップの間に、クレーブとシリンジの先端をアルコールパッドで拭きます。クレーブまたはシリンジが滅菌不能になった場合は、続行する前に汚染された材料を交換してください。
- 1 mL の 0.9% 生理食塩水をラインに流します。血栓がラインから動物に押し込まれるのを防ぐために、液体が過度の力を加えずに洗い流すことができることを確認します。
- 2 mLの液体を引き戻します。引き戻された液体が暗赤色の血液であることを観察することにより、ラインの開存性を確認します。
- 採血が必要な場合は、空の注射器を取り付けて適切な量の血液を採取します。
注:余分な血液を採取した場合は、出血を減らすためにラインを通して血液を押し戻すことで、血液を動物に戻すことができます。これは、血液を含むシリンジが無菌技術を使用して引き続き取り扱われる場合にのみ行う必要があります。.汚染された血液を中心線に戻さないでください。 - 5 mL の 100 USP/mL ヘパリン化生理食塩水、またはライン全体を洗い流すのに必要な量でラインを洗い流します。ラインをクランプします。ラインをねじれたり結んだりしないように注意しながら、ラインを保護ポーチに戻します。
- 次のように、開存性を評価し、凝固を防ぐために、白い(設計された投薬投与)ラインを毎日洗い流します。
- 無菌技術を使用する:各ステップの間に、クレーブとシリンジの先端をアルコールパッドで拭きます。クレーブまたはシリンジが滅菌不能になった場合は、続行する前に汚染された材料を交換してください。
- 1 mL の 0.9% 生理食塩水をラインに流します。血栓がラインから動物に押し込まれるのを防ぐために、液体が過度の力を加えずに洗い流すことができることを確認します。
- このラインを使用して、薬剤固有の速度と希釈で薬を投与します。.薬の間に1〜3 mLの0.9%生理食塩水でラインを洗い流します。.
- 5 mL の 100 USP/mL ヘパリン化生理食塩水、またはライン全体を洗い流すのに必要な量でラインを洗い流します。ラインをクランプします。ラインをねじれたり結んだりしないように注意しながら、ラインを保護ポーチに戻します。
- クラベスに機能不全、破損、または血液、食物、または糞便による明らかな汚染の兆候がないか毎日チェックしてください。その場合は、すぐにクレーブを交換してください。ヒックマンポーチと保護カラーを毎日目視検査して、手順8.2と8.3で配置した縫合糸が無傷のままであることを確認します。
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Representative Results
100頭以上の豚が私たちの研究室でHCの挿入に成功しています。HCは、外科医、助手、サーキュレーター、麻酔科医とともに、1時間以内に安全かつ正しく配置し、固定することができます。カテーテルポーチの作成には約15〜20分かかります。この技術は簡単で教えやすく、獣医師、外科研修医、医学生が監督された指示に従って実行しています。
HCは、合併症や修正なしに最大8か月間そのまま残っています。エンドポイントが8日から132日の範囲の32頭のブタの最近の代表的なコホートでは、HCの78.13%が実験エンドポイントまで特許のままでした(図11)。安楽死と診断的剖検を必要とする臨床的適応があった豚のうち、HCは血栓、破片、または感染の兆候なしにIJVに正しく配置されたことが記録されました。介入を必要とする合併症の発生率は中程度で、HCの9.38%が30日前に除去または交換を必要とし、12.5%が30日後に除去または交換を必要とした。さらに、HCの9.38%は、鎮静下で元のHCに小さな修復を必要としました(図11)。ラインの侵害の理由は必ずしも解明されていませんでしたが、病因には変位、穿刺、および内部閉塞が含まれていました(表1)。タイムリーなラインの修理と交換は、研究データ収集に大きな支障をきたすことなく、100%の機能的成功率を実証しています。中心線感染が疑われる場合、豚はそれ以上の合併症を起こさずに迅速に適切な治療を受けました。豚ではHC関連の死亡率はありません。
図1:腹側横臥位にある動物。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。
図2:皮膚とカプラチを切開して内頸静脈を露出させる。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。
図3:内頸静脈へのアクセス。 (A)胸壁乳突筋を露出させるカワハシの切開。(B)胸鎖乳突筋の内側および胸骨舌骨の外側の内頸静脈。(C)コーティングおよび編組された非吸収性縫合糸タイは、IJVの孤立した部分の尾側および頭蓋端に配置されます。(D)切開部に湿ったガーゼを装着し、血管を保護し、コーティングおよび編組された非吸収性縫合糸の位置を維持しながら、豚の位置を変更します。略語:SCM =胸鎖乳突筋;IJV = 内頸静脈;SH = 胸骨舌骨。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。
図4:背側カテーテル出口部位と腹側切開部の両方にアクセスできるように、横向きに傾いた状態の動物。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。
図5:カテーテル出口部位として機能する皮膚からの背側穿刺。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。
図6:カテーテルの配置 。 (A)ターゲットIJVと同側の背外側頸部のカテーテル出口部位の皮膚の穿刺。(B)IJVの外側の手術部位に入るカテーテル。(C)静脈ピックの助けを借りてIJVの遠位端にカテーテルを挿入します。(D)静脈はカテーテルの周囲に遠位に固定され、近位セグメントはコーティングおよび編組された非吸収性縫合糸タイで閉塞されます。(E)プラチズマの閉鎖。(F)皮膚の閉鎖。略語:IJV =内頸静脈。注目すべきは、安全のために広く結ばれた深い背側縫合糸が閉鎖部から突き出ている可能性があることです。これは創傷治癒を妨げるべきではありません。この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。
図7:ヒックマンカテーテル留置の側方X線写真。 矢印は、右アトリウムの上の正しい位置を示しています。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。
図8:カテーテルと包帯カラーの固定 。 (A)カテーテルは、医療用テープの1層と、2つの内腔が分かれるフォークで挟まれます。(B)綿巻きを首に巻き付け、頭蓋骨と尾部を交互に内腔に巻き付けます。(C)弾性絆創膏を首に巻き付け、スリットを切ってルーメンを中央に固定します。(d)2つのルーメンをカテーテルパウチの穴に通し、パウチを弾性絆創膏に固定する。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。
図9:カテーテルパウチ 。 (A)パウチの上部。(B)上部のフラップ(フラップ 3)を持ち上げて、中央のフラップ(フラップ 2)を表示します。ポケットの深い部分は、フラップ 2 の切り口を示しています。(C)ポーチの底部で、下部フラップ(フラップ1)に穴が開いて、フラップ2が見えます。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。
図10:カテーテルポーチの設計と組み立て 。 (A)伸縮性のある絆創膏テープの長いストリップを折りたたんで、同じ長さの3つのフラップを作成し、尾部が緩みます。(B)テールをポーチの端に折りたたんで、露出した粘着性のあるひだを固定します。(C) 尾翼を上にして、フラップには上から下に 1 から 3 の番号が付けられます。中央フラップの長辺(フラップ2)をカットして、内ポケットを作ります。(D)縫合糸は、パウチの周りの数と縫合位置に応じてフラップを接合するために使用されます。(E)フラップ3の真ん中に穴を開けます。(F)ポーチの上部。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。
図11:豚のヒックマンカテーテル転帰。 N = 32 です。実験エンドポイントは8日から132日の範囲でした。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。
表1:豚におけるヒックマンカテーテルの結果と合併症。 略語:HC = Hickman catheter。 この表をダウンロードするには、ここをクリックしてください。
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Discussion
CVCは大型動物研究においてさまざまな機能を果たしますが、現在の文献では、30日間の長期試験で安全かつ持続的に使用するためのコンセンサスアプローチが不足しています。HCの挿入、皮膚の固定、および手作りのパウチへの保管に関するこのプロトコルの段階的な手順は、品質向上のために大幅に調整されています。そのため、このプロトコルは、動物福祉を確保し、合併症を最小限に抑えながら、効率的かつ効果的な静脈内アクセスを可能にするHC使用の技術を提示します。
このプロトコルの臨床および研究アプリケーション
豚は生物医学研究の多くの分野で使用されており、1980年代初頭以降、前臨床モデルとしての使用が劇的に増加しています18。特に、ブタの解剖学的および生理学的特徴の多くはヒトによく似ており、多くの疾患に適したモデルであり、外科的および介入プロトコルの主要な実験動物種となっています19。心血管系、外皮系、泌尿器系、消化器系、腎臓系は、ヒトとの比較重複により、豚で最も一般的なモデルです。豚は、腹腔鏡および内視鏡技術、臓器移植、毒物学、薬剤学、および生物医学デバイス評価における外科的トレーニングの主要なモデルの1つです18,20,21,22。HCの汎用性は、これらの臨床および研究環境において非常に貴重なツールとなります。これらは、連続血液検査のための信頼性の高いアクセスを可能にし、静脈内輸液および投薬投与の効率的な手段であり4、研究に交絡変数を導入し、被験者の健康を損なう可能性のある複数の鎮静を回避します。複数の研究は、免疫抑制プロトコルのタクロリムス値など、血中薬物レベルを定期的に監視する上での有用性も示しています23。このプロトコルに含まれる豚の一部は、異所性後肢移植モデル24、豚半顔面移植および移植モデル、および腎自家移植モデルを含む血管新生複合同種移植(VCA)手順を受けている豚における免疫抑制薬レベルのモニタリングおよび免疫抑制薬および/または免疫調節薬の静脈内投与のためのHCを持っていました。
プロトコルの重要なステップ
HCの寿命を延ばすには、適切なライン長と信頼性の高いラインケアが不可欠です。カテーテルは、胸骨の長さの3分の1に達するところで切断する必要があります(プロトコルステップ7.4)、短いラインは変位のリスクがあり、長いラインは血管壁にぶつかるリスクがあるためです。開存性を維持し、閉塞を防ぐために、両方のラインを通常の生理食塩水とヘパリン処理生理食塩水で毎日洗い流す必要があります(プロトコルステップ9.2-9.3)。また、損傷を避けるために赤(採血)と白(投薬)の線の役割が切り替わらないように、使用するたびに線を色で体系的に識別する必要があります。例えば、採血時の陰圧が高いと白線がつぶれて凝固してしまいますが、赤線を通る薬剤投与は、血筋や鎖骨内に残留薬が残存し、採血中の測定された薬剤含有量を人為的に上昇させる可能性があります。この原稿に詳述されている安全なドレッシング技術にもかかわらず、豚は時折線にアクセスし、噛んだり引っ掻いたりするなどの機械的損傷を引き起こす可能性があります。ラインの1つが使用できなくなった場合、機能不全のラインは、フォーク後のラインに二重の結び目(残りの特許ラインへのアクセスを保持するため)によって確実に閉塞し、誤って使用したり、詰まりが循環に外れたりしないようにする必要があります。残りの特許ラインは、一時的に両方のラインの役割を果たすために使用できますが、機能不全のラインは、ヒックマン修理キット を介して できるだけ早く交換する必要があります。また、使用するたびにラインをポーチにしっかりと保管して保護することも重要です(プロトコルステップ8.3.5)。ポーチを適切に固定するには、首輪を頭蓋端と尾端の両方で皮膚に固定し (プロトコル ステップ 8.3.4)、ポーチを各端に沿ってカラーに固定する必要があります (プロトコル ステップ 8.3.8)。壊れた縫合糸は迅速に交換する必要があります。
プロトコルの課題と解決策
HC関連の合併症には、遊走、変位、および中心線感染が含まれます。カテーテルの内側の先端が遠位に移動して右心房壁を圧迫している疑いがある場合は、プレーンX線写真がカテーテルの先端の位置を特定するのに役立ちます。この合併症は、反対側のIJVを使用したHCの除去と交換によって管理されます。このプロトコルに従ってHCを配置した豚では、対側IJVを使用しても、動物の健康や研究結果に関連する合併症は発生していません。これは、ブタが両側の外頸静脈を介した頭部のドレナージを可能にする強力な頭蓋内および顔面静脈ネットワークを持っているのに対し、IJVは頭部ドレナージへの寄与が比較的小さいためであると考えられます25,26。カテーテルやカラーの皮膚への取り付けが緩んだためにHCが手術位置から移動した場合は、壊れた縫合糸をすぐに交換する必要があります。皮下カフが皮膚から出ている場合は、HCを交換する必要があります。.中心線感染症に関しては、豚の徴候や症状には、嗜眠、咳の新たな発症、食欲減退、発熱、白血球増加症、点状出血の上昇または未上昇などがあります。感染の兆候は、獣医師の指示の下で抗生物質で直ちに対処する必要があり、動物が免疫抑制治療を受けている場合は、膿瘍液の培養を検討する必要があります。.中心線感染のリスクは、安全なカテーテルパウチを作成し、定期的にラインを消毒して洗い流し、無菌慣行を採用し、HC機能障害の微妙な兆候または初期の兆候を特定することに注意を払うことによって軽減されます。これらには、ライン漏れ、採血中の気泡、ラインのフラッシングの難しさの増加が含まれます。
ブタにおける他のCVCプロトコルとの比較
触知可能なランドマーク を介して 外頸静脈(EJV)の中心静脈アクセスを取得する経皮的方法が説明されています。これは、軟部組織の破壊と術後の痛みの減少という利点を提供しますが、不注意な頸動脈穿刺や血腫形成などの合併症につながる可能性があります27。経皮的モダリティとは対照的に、この原稿で詳述されているプロトコルは、標的構造の直接的な視覚化を可能にし、近くの組織への損傷を軽減するのに役立ちます。さらに、EJVをカニューレ挿入するためのオープンな手順が報告されていますが28、IJVなどのより深い構造へのアクセスや、配置とトラブルシューティングに関する詳細なガイダンスは限られています。別の研究では、傍気管切開の同様のアプローチを利用して頸動脈幹にアクセスしたが、代わりに腹腔鏡下吸引装置を使用してHCを通過する皮下トンネルを作成し、外部部分を装着されたジャケットで保護した29。この研究の結果は、皮下血管アクセスポートを有する別のグループと比較して、トンネルHCを有するブタにおいて、より高い感染率と血栓塞栓性合併症を示した。これらの合併症の原因は多因子である可能性が高いが、この原稿で説明されているプロトコルは感染性合併症をほとんど示しておらず、外部カテーテルを複数のポイントで固定し、多層カラーを作成し、ライン保護にカテーテルポーチを使用することで、潜在的な原因を軽減するのに役立つ。
制限
この研究にはいくつかの限界があります。3つの異なる豚株の使用は、多様なコホートでHC手順の成功を示していますが、豚は解剖学的変動性がほとんどなく、異常な血管系の割合が低い19。そのため、胸鎖乳突筋と胸骨を外科的ランドマークとして使用することで、切開とカテーテルの長さにそれぞれ一貫した技術が提供されました。HCの配置、皮膚の固定、および保護保管のための最適化されたアプローチの開発は、豚のプロトコルベースの研究と並行して数年にわたって行われました。動物の観察と創造的なトラブルシューティングに対応して、順次修正が行われました。そのため、修正の失敗や、提案手法が確立されたプロセスに関する詳細な報告は含まれていませんでした。さらに、データ解析には、鎮静下で静脈穿刺を受けた豚などの対照比較群は含まれていません。さらに、他の手術と同様に、この技術には手術の経験、練習、および経験の浅いチームメンバーの適切なトレーニングが必要です。カテーテルポーチの組み立ても、ユーザーのエラーの影響を受ける可能性があります。この手法を効果的に説明することを目的とした詳細な図が含まれています。さらに、この手法には予防的抗生物質が含まれるため、抗生物質投与の影響を受ける研究には適していない可能性があります。最後に、HCの配置と結果に対するこのアプローチは、豚での使用に限定されています。この手法は、解剖学的構造が異なる他の大型動物では同じ効果を示さない可能性があります。HCは他の種でも使用されていますが、この技術を他の動物に応用するにはさらなる研究が必要です。
結論
HCは、豚の定期的な血液モニタリングと静脈内薬物投与の効果的な方法です。この研究では、HCの挿入、皮膚の固定、およびHC関連の合併症と動物の不快感を最小限に抑える耐久性のある保護に関するベストプラクティスについて詳しく説明します。このプロトコルは、長年の技術修正とトラブルシューティングを通じて、高い再現性と最小限の合併症で、豚のHC使用に最適化されたアプローチを詳述しています。最後に、HCの存続期間中に発生する可能性のある問題を防止および解決するためのガイダンスが提供されます。
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Disclosures
著者のいずれも、この原稿で言及されている製品、デバイス、または医薬品のいずれにも金銭的利害関係を持っていません。
Acknowledgments
CTA05: W81XWH-13-2-0052 および CTA06: W81XWH-13-2-0053 の受賞に基づく AFIRM II の取り組みに関する陸軍、海軍、NIH、空軍、退役軍人省、および保健省の支援に感謝します。米国陸軍医学研究取得活動、820チャンドラーストリート、フォートデトリックMD 21702-5014は、取得の授与と管理オフィスです。意見、解釈、結論、および推奨事項は著者のものであり、必ずしも国防総省によって承認されているわけではありません。さらに、W81XWH-17-1-0280、W81XWH-17-1-0624、W81XWH-17-1-0287、およびW81XWH18-1-0795の賞を通じて、国防総省の議会主導医学研究プログラム(CDMRP)、再建移植研究プログラム(RTRP)からの支援に感謝します。また、形成外科および再建外科およびジョンズ・ホプキンス大学医学部にも感謝の意を表します。さらに、メラニー・アダムス、カレン・ゴス、ヘイリー・スムート、ケイラ・ショーンヴィスキー、ビクトリア・マナハンを含む獣医スタッフ全員に感謝します。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| #10 blade | Medline | MDS15110 | |
| 0.9% Sterile Sodium Chloride | Baxter | 2F7123 | |
| 0-0 Coated and Braided Nonabsorbable Suture | Covidien | S-196 | |
| 0-0 Synthetic, Monofilament, Nonabsorbable Polypropylene Suture | Ethicon | 8690H | |
| 1 inch Medical Tape | 3M | 1548S-1 | |
| 10 USP units/mL Heparin flush | Becton, Dickinson and Company | 306424 | |
| 3-0 Braided Absorbable Suture | Covidien | SL-636 (cutting needle), GL-122 (taper needle) | |
| 3-0 Monofilament Absorbable Suture | Covidien | SM-922 (cutting needle), CM-882 (taper needle) | |
| 4-0 Coated and Braided Non-absorbable Suture Ties | Ethicon | A303H | |
| 70% Ethanol | Vedco | VINV-IPA7 | |
| Adson tissue forceps | MPM Medical Supply | 132-508 | |
| Adson-Brown forceps | MPM Medical Supply | 106-2572 | |
| Air warming blanket and pad | 3M Bair Hugger | UPC 00608223595770 | |
| Backhaus towel clamp | MPM Medical Supply | 117-5508 | |
| Brown needle holder | MPM Medical Supply | 110-1513 | |
| Buprenorphine | PAR Pharmaceutical | 3003408B | |
| Cefazolin | Hikma Farmacuetica (Portugal) | PLB 133-WES/1 | |
| Chlorhexidine | Vet One | 501027 | |
| Clave | Baxter | 7N8399 | |
| Cotton Padding | Medline | NON6027 | |
| Debakey forceps | MPM Medical Supply | 106-5015 | |
| Elastic Adhesive Bandage Tape | 3M | XH002016489 | |
| Halstead mosquito forceps | MPM Medical Supply | 115-4612 | |
| Hickman Catheter | Bard Access Systems | 603710 | |
| Hickman Catheter Repair Kit, 7Fr, Red and White Connectors | Bard Access Systems | 0601690 (red), 0601680 (white), 502017 | |
| Kelly hemostatic forceps | MPM Medical Supply | 115-7014 | |
| Ketamine | Vet One | 383010-03 | |
| Lactated Ringers | Baxter | 2B2324X | |
| Maropitant Citrate | Zoetis | 106 | |
| Mayo scissors | MPM Medical Supply | 103-5014 | |
| Metzenbaum scissors | MPM Medical Supply | 132-711 | |
| Pantoprazole | JH Pharmacy | NDC 0143-9284-10 | |
| Scalpel blade handle | Medline | MDS10801 | |
| Vein Pick | SAI infusion technologies | VP-10 | |
| Veterinary Ophthalmic Ointment | Dechra | IS4398 | |
| Xylazine | Vet One | 510004 |
References
- Pontes, L., et al. Incidents related to the Hickman® catheter: identification of damages. Revista Brasileira de Enfermagem. 71 (4), 1915-1920 (2018).
- Kolikof, J., Peterson, K., Baker, A. M.
- Brainard, B. Central venous catheters: how, when, why? (Proceedings). DVM 360. , Available from: https://www.dvm360.com/view/central-venous-catheters-how-when-why-proceedings (2011).
- Abrams-Ogg, A. C., et al. The use of an implantable central venous (Hickman) catheter for long-term venous access in dogs undergoing bone marrow transplantation. Canadian Journal of Veterinary Research. 56 (4), 382-386 (1992).
- Florescu, M. C., et al. Surgical technique of placement of an external jugular tunneled hemodialysis catheter in a large pig model. The Journal of Vascular Access. 19 (5), 473-476 (2018).
- Williams, K., Linklater, A. Central Venous Catheter Placement: Modified Seldinger Technique. , Available from: https://www.cliniciansbrief.com/article/central-venous-catheter-placement-modified-seldinger-technique (2015).
- Perondi, F., et al. Bacterial colonization of non-permanent central venous catheters in hemodialysis dogs. Heliyon. 6 (1), e03224 (2020).
- Faulkner, R. T., Czajkowski, W. P., Rayfield, E. J., Hickman, R. L. Technique for portal catheterization in rhesus monkeys (Macaca mulatta). American Journal of Veterinary Research. 37 (4), 473-475 (1976).
- Moss, J. G., et al. Central venous access devices for the delivery of systemic anticancer therapy (CAVA): a randomised controlled trial. Lancet. 398 (10298), 403-415 (2021).
- Dai, C., et al. Effect of tunneled and nontunneled peripherally inserted central catheter placement: A randomized controlled trial. The Journal of Vascular Access. 21 (4), 511-519 (2020).
- Wu, X., et al. Tunneled peritoneal catheter vs repeated paracenteses for recurrent ascites: a cost-effectiveness analysis. Cardiovascular and Interventional Radiology. 45 (7), 972-982 (2022).
- Onwubiko, C., et al. Small tunneled central venous catheters as an alternative to a standard hemodialysis catheter in neonatal patients. Journal of Pediatric Surgery. 56 (12), 2219-2223 (2021).
- da Silva, S. R., Reichembach, M. T., Pontes, L., de Souza, G. deP. E. S. C. M., Kusma, S. Heparin solution in the prevention of occlusions in Hickman® catheters a randomized clinical trial. Revista Latino-Americana de Enfermagem. 29, e3385 (2021).
- Landoy, Z., Rotstein, C., Lucey, J., Fitzpatrick, J. Hickman-Broviac catheter use in cancer patients. Journal of Surgical Oncology. 26 (4), 215-218 (1984).
- Bawazir, O. A., Altokhais, T. I. Hickman central venous catheters in children: open versus percutaneous technique. Annals of Vascular Surgery. 68, 209-216 (2020).
- Cappello, M., et al. Central venous access for haemodialysis using the Hickman catheter. Nephrology Dialysis Transplantation. 4 (11), 988-992 (1989).
- Shastri, L., Kjærgaard, B., Rees, S. E., Thomsen, L. P. Changes in central venous to arterial carbon dioxide gap (PCO2 gap) in response to acute changes in ventilation. BMJ Open Respiratory Research. 8 (1), e000886 (2021).
- Smith, A. C., Swindle, M. M.
- Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. Swine as models in biomedical research and toxicology testing. Veterinary Pathology. 49 (2), 344-356 (2012).
- Hughes, H. C.
- Svendsen, O.
- Tumbleson, M. E., Schook, L. B. Advances in Swine in Biomedical Research. 2, Springer Science & Business Media. (1996).
- Jensen-Waern, M., Kruse, R., Lundgren, T. Oral immunosuppressive medication for growing pigs in transplantation studies. Laboratory Animals. 46 (2), 148-151 (2012).
- Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. Journal of Visualized Experiments. (80), e50475 (2013).
- Nordström, C. -H., Jakobsen, R., Mølstrøm, S., Nielsen, T. H. Cerebral venous blood is not drained via the internal jugular vein in the pig. Resuscitation. 162, 437-438 (2021).
- Habib, C. A., et al. MR imaging of the yucatan pig head and neck vasculature. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 38 (3), 641-649 (2013).
- Flournoy, W. S., Mani, S. Percutaneous external jugular vein catheterization in piglets using a triangulation technique. The International Journal of Laboratory Animals. 43 (4), 344-349 (2009).
- Kotsougiani, D., et al. Surgical angiogenesis in porcine tibial allotransplantation: a new large animal bone vascularized composite allotransplantation model. Journal of Visualized Experiments. (126), e55238 (2017).
- Chuang, M., et al. Comparison of external catheters with subcutaneous vascular access ports for chronic vascular access in a porcine model. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 24-27 (2005).
