Waiting
로그인 처리 중...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

In situ Transversale rectusabdominis myocutane Flap: een rat model van myocutane ischemiereperfusieletsel

Published: June 8, 2013 doi: 10.3791/50473
Automatic Translation
1, 1, 2
1Department of Surgery, Royal Infirmary of Edinburgh, 2Department of Nephrology, Royal Infirmary of Edinburgh

Summary

Vrije weefsel overdracht wordt op grote schaal gebruikt in de reconstructieve chirurgie om vorm en functie te herstellen na oncologische resectie en trauma. Voorconditionering dit weefsel vóór de operatie kan uitkomst te verbeteren. Dit artikel beschrijft een

Abstract

Vrije weefsel overdracht is de gouden standaard reconstructieve chirurgie om complexe defecten niet vatbaar lokale opties of die waarvoor composiet weefsel te herstellen. Ischemie-reperfusie schade (IRS) is een bekende oorzaak van gedeeltelijke vrije flap mislukking en heeft geen effectieve behandeling. Oprichting van een laboratorium model van deze schade kan erg duur zijn zowel financieel als grotere zoogdieren gewoonlijk worden gebruikt en in de expertise die nodig is door de technische moeilijkheid van deze procedures vereist normaliter gebruik van een ervaren microchirurg. Deze publicatie en video tonen het effectieve gebruik van een model van IRI in ratten waarin microchirurgische deskundigheid vereist. Deze procedure is een in situ model van een dwarse abdominis myocutane (TRAM) flap wanneer atraumatische klemmen worden gebruikt om de ischemie-reperfusie letsel door deze operatie reproduceren. Een laser Doppler Imaging (LDI) scanner wordt gebruikt om flap perfusie en de beeldverwerking Softwa beoordelenre, Afbeelding J om procentuele gebied huid overleven als primaire uitkomstmaat van de schade te beoordelen.

Introduction

Het doel van dit protocol is een betrouwbaar en reproduceerbaar model van ischemie-reperfusie schade waargenomen in vrije weefsel overdracht zodat interventiestrategieën te onderzoeken demonstreren.

Vrije weefsel overdracht is gedefinieerd als de vasculaire onthechting van een geïsoleerd blok weefsel gevolgd door autologe transplantatie van dat weefsel met anastomose van de flap is doorgesneden vaartuigen natieve vaten op de receptorplaats. De procedure staat bekend als FTT en het weefsel wordt overgedragen aangeduid als de vrije flap.

Vrije weefsel overdracht is de gouden standaard aanpak voor de correctie van complexe, samengestelde gebreken waarbij lokale opties zijn niet geschikt of niet beschikbaar. 1-4 Ischemie-reperfusie schade (IRS) is onvermijdelijk in de vrije weefsel overdracht, draagt ​​bij aan het falen 5,6 flapperen en heeft geen effectieve behandeling. De electieve aard van vrije flap operaties toestaat toediening van farmacologischecal agenten om randvoorwaarde tegen IRI.

IRI resulteert in verminderde stroming door de microcirculatie door endotheliale activering en metabole dysfunctie, 7 verhoogde capillaire permeabiliteit en daaropvolgende interstitieel oedeem 7, influx van ontstekingscellen, 8 vrijkomen van ontstekingsmediatoren, reactieve zuurstof species 9 en complement afzetting. 10 Dit complexe proces van hypoxie en daaropvolgende reperfusie schade leidt uiteindelijk tot celdood. Een model van myocutane IRI kan de effectiviteit van preconditionering strategieën op klinische resultaten te beoordelen. Recent werk heeft gevalideerd het gebruik van dierlijke modellen van IRI studies als een surrogaat voor menselijke IRI door het vergelijken van de moleculaire veranderingen waargenomen in de menselijke proefpersonen en bestaande gegevens over dieren. 10,11

De rat dwarse rectusabdominis myocutane (TRAM) flap werd voor het eerst beschreven in 1987 in de Duitse 12 en in 199313 in het Engels. Dit model kreeg grote populariteit 13-25 als een goedkope, robuuste model om verschillende strategieën te onderzoeken om te verminderen IRI in verband met vrije weefsel overdracht. 14,17-22 De meerderheid van deze studies werden ontworpen als unipedicled TRAM flappen gebaseerd op de diepe, inferieure, . epigastrische vaatsteel 15-18,20-22 Vergelijking van de gegevens van deze studies wordt bemoeilijkt door het gebruik van verschillende grootte cutane eilanden (10,5-30 cm 2) en verschillende lengtes van postoperatieve follow-up (2-10 dagen). De gemiddelde totale percentage oppervlakte flap necrose in de controlegroep van deze studies is 69 ± 6,2% (gemiddelde ± SEM). Opgemerkt moet worden dat deze zes documenten al gebruik van de rechte buikspier als drager voor de vaatsteel maar niet blootstellen, verdelen en microanastomose of klem de schepen. Zhang et al.. 23 hebben een echte, vrije rat TRAM flap gebaseerd op de superieure epigastrische vaten beschreven waarbij de fronden zijn gerezen, schepen verdeeld en de myocutane flap overgedragen en microanastomosed aan de lies schepen. Deze moeilijke techniek vereist de microanastomosis van 0,45-0,5 mm kaliber schepen. Slechts vijftien werden uitgevoerd en van deze 67% overleefd. 23 De beschreven door Zhang et al. model. 23 is een uitstekend model voor de menselijke vrije TRAM flap zoals het werkelijk weerspiegelt het letsel opgelopen tijdens FTT. De andere gepubliceerde modellen van een rat TRAM flap betere weerspiegeling van de verwondingen opgelopen tijdens een mens gesteelde TRAM maar niet nauwkeurig de IRI als deze flap in geen een ischemische periode gevolgd door reperfusie als de vaatsteel wordt nooit geklemd of verdeeld en niet ondergaan microanastomosis uitgevoerd. Dit protocol en video beschrijven een nieuw model van de vrije weefsel overdracht met ratten TRAM waarin het IRI wordt gerepliceerd met behulp microclamps. Dit repliceert trouwer IRI dan de pedicle TRAM voorgangers, maar is technisch eenvoudiger dan Performing de microanastomosis. Microclamps zijn op grote schaal gebruikt door transplantatie onderzoekers om te recreëren IRI in verband met een solide orgaantransplantatie; 26-33 maar dit is de eerste keer dat het is in de rat TRAM flap beschreven.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Alle operatie wordt uitgevoerd in overeenstemming met de door het Verenigd Koninkrijk Home Office en de Universiteit van veterinaire dienst van Edinburgh Services vastgestelde richtlijnen.

1. Chirurgische Procedure Set-up Notes

  1. Veranderen in schone chirurgische scrubs, toga, scrub cap en masker. Reinig alle oppervlakken van de operatiekamer inclusief apparatuur met 2% chloorhexidine in 70% isopropylalcohol.
  2. Voorafgaand aan chirurgie, autoclaveren alle chirurgische benodigdheden en instrumenten die worden gebruikt in de procedure. Steriele verpakkingen per operatie moeten omvatten: 3 gordijnen, gaas, katoen tip applicators, siliconen lakens en de chirurgische instrumenten, zie de tabel van specifieke chirurgische materialen en gereedschappen en Figuur 1. Weeg de rat en meten uit het geschikte volume van buprenorfine (0,04 mg / kg) tot subcutaan worden toegediend 1 uur voor het einde van de procedure. Indeling; 3 x 1 ml injectiespuiten voor subcutane vochttoediening tijdens surgery, 2 x 6-0 Vicryl hechtingen, 1 x 5-0 Ethilon hechtingen, een steriele marker met liniaal en een 10-blade wegwerpbistouri, 4-5 paren van steriele handschoenen en een hand-held cauterisatie eenheid.
  3. Plaats 4 x 10 ml steriele 0,9% zoutoplossing flacons in een waterbad verwarmd tot 37 ° C. Deze wordt gebruikt voor subcutane vervangingsvloeistof (1 ml / kg / uur) en het chirurgisch spoelen. Stel de homeothermic deken, rectale sonde, warmtelamp, operationele microscoop en verdoving rig. Schakel de laser en de bijbehorende software, set-up een andere verdoving rig en plaats een warmte pad onder de zwarte mat waarop het dier zal leggen tijdens de scan.
  4. Gebruik mannelijke, Lewis ratten met een gewicht van 250-300 g. Huis ratten gedurende 7 dagen met voedsel en water ad libitum met 12 uur licht-donker cycli voordat een operatie wordt uitgevoerd.

2. Anesthesie en Skin Voorbereiding

  1. Plaats de rat in de verdoving rig de inductie kamer en beheren 4% isofluraan met 1L/min O 2 voor2-3 min aan anesthesie. Verwijder de verdoofde rat uit de kamer en plaats het rugligging op de schone, verwarmde mat. Handhaaf isofluraan bij 1,5% met behulp van een neuskegel. Solliciteer lacrilube of soortgelijke agent om abrasie van de cornea tijdens de procedure te voorkomen. Voer een voet-pad pinch-test om ervoor te zorgen het dier is voldoende verdoofd voordat u verder gaat. Herhaal deze laatste test voor elke belangrijke stap in de procedure en de inhalatie-anesthesie concentratie dienovereenkomstig aan te passen.
  2. Nauw scheren voorste buik met een elektrisch scheerapparaat zodat de gehele abdominale oppervlak is blootgesteld. Solliciteer epileren crème voor de duur aanbevolen door de leverancier. Verwijder de crème en de huid grondig spoelen met verwarmde steriele zoutoplossing om alle sporen van de crème te verwijderen. Solliciteer 2% chloorhexidine in 70% isopropylalcohol om de huid en laten drogen voordat u verder gaat. Dit is de standaard voorbereiding huid in onze eenheid op basis van de huidige gegevens voor wondinfectie. 34 Please discuss met uw veterinaire dienst wat is standaard procedure in uw apparaat voordat de verkiezing van een huid voorbereiding protocol.
  3. Place 2 gordijnen aan weerszijden van de rat en de zorg om ze steriel te houden. Trek steriele handschoenen en met de hulp van een assistent openstellen van de steriele verpakkingen. Plaats alle instrumenten op een laken en de hechtingen, gaas, katoen applicators, siliconen lakens en steriele marker pen met liniaal op de andere.
  4. Identificeer de middellijn met xiphisternum en de staart als referentiepunten. Markeer de middellijn. Meet 0,8 cm onder de xiphisternum en markeer dit punt. Teken een lijn loodrecht op de middellijn vanaf dit punt. Van middellijn vanaf het midden van de klep uitschakelingsmarkering 1 cm en 2 cm naar links en rechts van de middellijn. Teken verticale lijnen evenwijdig aan de middellijn van de punten. Meet 4 cm onder de oorspronkelijke horizontale lijn en trek een andere parallel aan het. Naar aanleiding van deze instructies een 4 x 4 cm flap verdeeld in 4 gelijke stroken wordt afgebakend(Zie figuur 2).

3. Laser Doppler Imaging

  1. Verplaats de rat voorzichtig naar de neuskegel van de tweede verdoving tuig op de LDI scanner. Blijven anesthesie bij 1,5% isofluraan, 1L/min O 2. Schakel de laser en volg de instructies van de fabrikant om te beginnen met scannen. Na het opslaan van het gescande bestand terug te keren de rat naar de eerste rig en steek de rectale sonde van de homeothermic deken met zachte witte paraffine als een smeermiddel.

. 4 In situ TRAM flap - myocutane Model van IRI

  1. Re-scrub handen en zet op verse steriele handschoenen. Knip een 5 cm diameter cirkel in het midden van de resterende steriel laken en plaatst deze op de blootgestelde buik een gedrapeerd steriel field.
  2. Maak een insnijding langs de linker laterale gemarkeerde rand (figuur 3A en B). Bereiken hemostase. Maak soortgelijke insnijdingen langs de horizontale lijnenlinks van de middellijn. Bereiken hemostase.
  3. Het vet bedekkende het linker inferieure rectusschede moet zichtbaar zijn. Met behulp van een tang en fijne iris schaar zorgvuldig te krijgen onder dit vet. Let er dan op de perforators die via links, anterieure rectusschede beschadigen. Het vliegtuig geopend door dergelijke dissectie is dat direct boven de voorste buikwand fascia. Verder ontleden in dit vlak rond het afgebakende marges. In de linker fossa iliaca ligt de grote, oppervlakkige circumflex darmbeenvaten-deze kunnen worden vastgebonden of dichtgeschroeid. Trek de dissectie mediaal voorzichtig en voorzover de laterale rand van de linker rectus spier. Er is een duidelijke kleurverandering op dit punt van roze tot bijna wit (Figuur 3C). Irrigeren zorgvuldig het gebied met steriele zoutoplossing en controleer of hemostase is bereikt voordat u vochtig gaas over het gebied.
  4. Herhaal de procedure aan de contralaterale zijde, maar dit keer verlengen to de linea alba (medio lijn). Zorg ervoor dat alle musculo perforators die ontstaan ​​in het midden van de rechter rechte buikspier (Figuur 3D) te identificeren en cauterize. Als dit niet goed gebeurt kan dit leiden tot een postoperatieve hematoom en valse resultaten. Evenzo bereiken hemostase, irrigeren en plaats vochtig gaasje op de verhoogde flap.
  5. Terug naar de inferieure marge van de linker anterior rectus (figuur 3E en F). Cauterize de meest inferieure perforator gezien. Overgaan tot een kleine (ca. 0.6 cm x 0.6 cm) raam gesneden in de voorste rectusschede behulp microscissors en spitse gebogen Graeffe tang. Stompe ontleden langzaam de laterale marge van de spier tot de spier dunner, maar vóór de achterste schede wordt geschonden. Roteren dan de tang en bot ontleden mediaal tot de buik van de spier boven de gebogen rand van de tang en de uiteinden zijn bij de mediale rand. Feed benaderingly 6 cm van 5-0 Ethilon in de kaken van de tang en afhechten de inferieure rectus schede. Na voltooiing van deze stap de myocutane flap is geïsoleerd op een dominante schip-de diepe superieure epigastrische vaten. Dek af met een vochtige gaas.
  6. Snijd de siliconen beplating in ovalen met gladde hoeken, (Figuur 3G). Deze moet groot genoeg zijn om de meeste van het blootgestelde gebied onder fasciocutaneous gedeelten van de flap te dekken. Voorzichtigheid moet echter op worden gelet dat de huid rand kan worden gesloten zonder spanning en de mediale kromme van de ovaal kan terug worden gekoppeld om te tasten stroming te voorkomen door de resterende perforators. Deze worden vervolgens op zijn plaats gehecht met 6-0 Vicryl (Figuur 3H). Dek af met vochtig gaas.
  7. Met behulp van eenvoudige onderbroken 'peg out' 5-0 Ethilon hechtingen de flap aan hitte en verlies van water (Figuur 3I) te verminderen. Dek af met een vochtige gaas.
  8. Verleng de wond superieur links van dexiphisternum (Figuur 3I). Hechtdraad dit het kwadrant linksboven de field-of-view verbeteren.
  9. Snijd de bedekkende vet om de superieure, links, anterior rectusschede onthullen. Snijd een klein (0.6 cm x 0.6 cm) venster in dit omhulsel (figuur 3J). Verleng de wond mediaal tot een verandering in de spiervezels traject van verticaal naar schuin en consistentie van dicht opeengepakte tot losse vezels wordt gezien.
  10. Plaats de gebogen pincet voorzichtig tussen deze twee spieren en open een vliegtuig door stompe dissectie. Zorgvuldig gekapt alleen voor zover de superieure oppervlak van deze gebogen pincet snijden door de buik van de linker rechte buikspier aan de onderliggende diepe, superieure epigastrische slagader en ader (Figuur 3K) te onthullen.
  11. Met behulp van micro-instrumenten en een hoog vermogen op de operationele microscoop, zorgvuldig scheiden van de slagader en ader en strippen af ​​eventuele omliggende vet.
  12. Solliciteer atraumatische Acland klemmen om de eenrtery en ader (B-1, "V"-type) en start de timer af te tellen van de 30 min. ischemische periode. Irrigeren de geklemde pedicle en bedekken met een gaasje. We hebben niet in dienst vat dilators zoals verapamil of pabavarine maar moet vaatspasmen een probleem zijn, moeten deze geneesmiddelen worden overwogen.
  13. Dien de buprenorfine (0,04 mg / kg) en verwarmd, steriele zoutoplossing (1 ml / kg / uur).
  14. Te beginnen bij de linkerbovenhoek, hechten de klep op zijn plaats met 6-0 Vicryl subcuticulaire hechtingen stoppen en koppelverkoop uit bij de xiphisternum.
  15. Toen de 30 min ischemische tijd voorbij is, verwijder voorzichtig de klemmen en irrigeren de pedicle met verwarmde zoutoplossing. Controleer dat de stroom is hersteld. Houd er rekening mee dat deze ischemische tijd werd bepaald door het Britse Home Office autoriteit. Onderzoekers die in andere instanties in staat zijn om deze te verlengen. Verlenging van de ischemische tijd zal waarschijnlijk leiden tot slechtere klinische uitkomst.
  16. Hecht de snijkanten van de rectus terug op zijn plaats met 6-0 Vicryl.Zorg ervoor dat u te veel spanning toe te passen, omdat dit kan leiden tot knikken van de schepen.
  17. Vul het onderhuidse hechten en zorg dat alle knopen te begraven onder de huid (figuur 3K).
  18. Reinig de wond en laat ze drogen. Hertekenen van de zones op de flap.
  19. Het dier opnieuw te scannen naar een postoperatieve beeld te krijgen.
  20. Opnieuw toe te passen lacrilube voor de ogen van het dier en plaats in een voorverwarmde incubator (37 ° C) gedurende 1 uur om te herstellen voordat u terugkeert naar de veeteelt eenheid.

Kritische stappen in het protocol

De kern van de procedure is het identificeren van de diepe, superieure epigastrische vaten. Dit is duidelijk getoond in de bijgevoegde film. In het kort, wordt een venster gesneden in de voorste rectusschede de onderliggende spiervezels lengterichting wordt uitgevoerd bloot. Door uitbreiding van de oppervlakkige ontleding van de voorste rectusschede mediaal een verandering in de spiervezels traject wordt waargenomen from lengterichting van schuin. Plaats stomp, gebogen, Graeffe tang (of soortgelijk) en het snijpunt van deze twee bundels spiervezels. Bot ontleden lateraal. Snij, met micro schaar, op het bovenoppervlak van het gebogen forceps die in dit vlak tussen de spier vezelbundels. Bij verwijdering van de forceps Graeffe de diepe, superieure epigastrische slagader en ader wordt waargenomen in het midden van de rectus abdominis lichaam. Strip uit het vet bedekkende de schepen met behulp van micro-instrumenten en de klemmen passen.

De fasciocutaneous gedeelten van de rat TRAM flap zijn dun genoeg zijn om tot de flap te nemen als een volledige huiddikte. Om dit te voorkomen en ervoor te zorgen dat dit een echte model van IRI een dunne, flexibele siliconen blad is geplaatst onder de fasciocutaneous gedeelten van de flap. 35 Deze stap is genomen door andere onderzoekers ondernemen rat TRAM modellen. 17,21,25

Ratten kauwen through knopen dus zorg ervoor dat alle hechtingen zijn subcuticulaire en alle knopen worden begraven. Bij de uitvoering van minutieuze hechten autocannabilism van flappen zoals gerapporteerd door andere onderzoekers kunnen worden voorkomen. 24

Na toediening van buprenorfine verminderen onderhoud anesthesie tot 1% isofluraan (1L/min O 2).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Rat modellen zijn zuiniger dan grotere dieren modellen, 36 zijn ziekte-resistente van aard en kunnen genetisch worden gemanipuleerd. Losse huid dieren, zoals knaagdieren, werd gedacht dat een ander arrangement van cutane bloedtoevoer dan vaste gevilde dieren zoals mensen en varkens. In losse gevilde dieren, wordt de huid voornamelijk geleverd door directe cutane bloedvaten die door het onderhuidse vet aan de overliggende huid (figuur 4) daarentegen vast gevilde dieren cutane bloedtoevoer af te leiden door middel van schepen die koers door de onderliggende spieren aan de bovenliggende integument leveren via musculo perforators (figuur 4). Bijgevolg waren er zorgen of losse-gevilde dieren kunnen worden gebruikt in de flap onderzoek. Echter, werk Taylor op angiosomes bleek dat er discreet gebied van de huid van ratten die zijn geleverd op een wijze analoog aan de mens via musculocutaneous perforators. Devoorste buikwand waarop de dwarse rectus myocutane (TRAM) flap is gebaseerd is zo'n gebied. 37,36,15

Relevante anatomie

De superieure, diepe, epigastrische vaten zijn de dominante vaatsteel bij ratten en zes tot tien perforators passeren de voorste rectusschede naar de bovenliggende omhulsel leveren. 13,15 De superieure diepe epigastrische vaten in de rat voer de rechte buikspier op het niveau van de xiphoid en blijven, afnemende in kaliber, in de richting van het schaambeen. De zijkanten van de voorste buik worden geleverd door de oppervlakkige inferieure en superieure epigastrische en circumflex darmbeenvaten. 37 Er is fysiologisch overlap tussen de door deze directe cutane takken en de gebieden van de omhulling door musculocutane perforators geleverd via choke-schepen geleverd gebieden. 38 Deze in overeenstemming met de anatomische en fysiologische vasculaire gebiedenbeschreven in de menselijke, maar in de humane de dominante vaatsteel is het minder dan de superior epigastrische slagader 39.

Dwarse rectusabdominis myocutane (TRAM) flap

De dwarse rectusabdominis flap werd voor het eerst beschreven voor de wederopbouw na radicale resectie van borstkanker in 1974. 40 Dit myocutane flap is gebaseerd op diepe epigastrische bloedvaten en is voorzien van een gedeelte van de rectus abdominis spieren en bedekkende omhulsel. In dit artikel de TRAM flap zal worden verdeeld in vier gelijke delen genaamd zones. Ze zijn genummerd I-IV als per Schlefen et al. zodanig dat: Zone I (ZI) is het omhulsel bovenop de rechte buikspier die rechtstreeks door de vaatsteel verstrekt; Zone II (ZII) beschrijft het omhulsel bovenop de contralaterale rectusabdominis; Zone. III (ZIII) het gebied lateraal van Zone I, en zone IV (ZIV) het gebied lateraal van Zone II (zie 41

Laser Doppler-evaluatie bloedperfusie

Laser Doppler geeft een niet-invasieve manier is om de bloedstroom in de flap. 42-45 Een monochromatische lichtbron wordt uitgezonden door de laserkop. Dit incident licht (blauw in figuur 6) wordt verschoven door erytrocyten in het weefsel. De mate van verschuiving is gerelateerd aan de snelheid van de erytrocyten. De verschoven (groen in figuur 6) wordt gedetecteerd door de fotodetector in de aftastkop en omgezet in een meting van perfusie. Deze worden gegeven in willekeurige eenheden, perfusie units (PU), en de gegevens omgezet in een beeld heel erg zoals een weerkaart waarin perfusie wordt gerangschikt van hoog naar laag en elke waarde een kleur toegewezen (figuur 7). De kleur kaart gegenereerd illustreert relatieve perfusie tussen de verschillende gebieden van de flap. Elk instrument wordt zorgvuldig gekalibreerd such dat vergelijkingen kunnen worden gemaakt tussen een thema wanneer dezelfde scanner wordt gebruikt

Ratten ondergingen laser Doppler perfusie beeldvorming met behulp van een Moor LD12 (Moor Instruments, Essex, UK) scanner preoperatief, direct postoperatief en bij 24 en 48 uur na de operatie.

Met behulp van de software die bij de scanner LDI een regio van belang (ROI) kan het imago van de LDI op worden gelegd en de gemiddelde perfusie van dat gebied berekend (figuur 7).

Afbeelding J analyse van de procentuele gebied necrose-primaire uitkomstmaat

Afbeelding J een open toegang beeldverwerkingsprogramma dank aan de National Institutes of Health.46 Dit kan gebruikt worden om gebieden te meten en vervolgens de procentuele huid van elke zone die normaal of volledig necrosed op elk tijdstip (figuur 8) .

Evaluatie van de schade

Dehoogste tarieven van de huid necrose werden gevonden in zone IV (zie representatieve gegevens in de figuren 9 en 10) in overeenstemming met andere studies. 16,22,24,25,47 Deze bevindingen komen overeen met het patroon van necrose gemeld klinisch in menselijke TRAM flappen bevestigd dat Dit is een getrouwe weergave van het klinische probleem. 14 Het totale percentage oppervlakte flap necrose was 37,86 ± 5,4% (gemiddelde ± SEM).

Veranderingen in de huid bloed

LDI perfusie scan werd gebruikt om de bloedstroom te beoordelen in de TRAM flap model. Dit is een eenvoudige, niet-invasieve en reproduceerbare manier is om de perfusie (figuren 9 en 11). Perfusie daalde tot 58,4 ± 0,49% (n = 10, gemiddelde ± SEM) onmiddellijk postoperatief 56.98 ± 0.41% na 24 uur en 92,4 ± 0,6% in vergelijking met de pre-operatieve waarden voor de gehele flap. De gebieden van de flap wi th laagste perfusie in de onmiddellijke postoperatieve en 24 uur scans geven aan gebieden waar necrose later zullen ontwikkelen na 48 uur (zie figuur 9).

Figuur 1
Figuur 1. Apparatuur set-up. De verdoving rig met rode inductie kamer worden gezien achter de balie. De rat is rugligging liggen met anesthesie onderhouden via een neuskegel. Een warmtelamp wordt toegepast tot omgevingstemperatuur verhogen. Boven de rat is de operationele microscoop. Links van de rat is een steriel laken met gaas, hechtingen etc. Rechts van de rat is een steriele doek met de chirurgische instrumenten. Kerntemperatuur wordt onderhouden met behulp van een homeothermic deken (onder de rat) en rectale sonde verbonden aan de Harvard apparaat apparaat (zwarte doos in de voorkant van de daarvoor bestemde container).

/ 50473/50473fig3.jpg "alt =" Figuur 3 "/>
Figuur 2. Markeren van de flap grenzen en zones. De onthaarde rat is rugligging geplaatst. De middellijn is geïdentificeerd en gemarkeerd (blauwe stippellijn). Een lijn wordt loodrecht gemarkeerd op de middellijn 0,8 cm onder de xiphisternum. 4 lijnen evenwijdig loopt aan de middellijn, 1 cm. Een laatste lijn getrokken parallel en 4 cm onder de tweede lijn naar het plein te voltooien. Klik hier om een grotere afbeelding te bekijken .

Figuur 4
Figuur 3. Stap-voor-stap chirurgische benadering. De flap wordt afgebakend zoals eerder beschreven (3A). De linker laterale marge wordt ingesneden (3B) en dissectie voortgezet mediaal in de plane onmiddellijk oppervlakkig naar de voorste buikwand fascia aan de laterale rand van de linker rectus (3C). Dezelfde stappen worden uitgevoerd op de contralaterale zijde, maar de dissectie bleef mediaal aan de linea alba (middellijn), (3D). Cauterize het musculo perforators die voortvloeien uit het midden van de rechter rechte buikspier. Een klein venster wordt gesneden in de inferieure aspect van de linker rectusschede (3E) en de inferieure rectus afgebonden (3F). Siliconen platen wordt vervolgens gesneden en plaats gehecht onder de fasciocutaneous gedeelten van de flap (3G H). De klep wordt dan 'hangen' out (3-I). Stappen (3G en I) kan worden uitgevoerd voor of na stap (3E en F). Een klein venster wordt gesneden in de superieure aspect van de linker, anterior rectusschede (3-J). De blootgestelde spier is danzorgvuldig onderzocht. Een verandering in de spiervezels traject van parallel aan schuine en stevig aangedrukt om los verpakt fibrillen zal mediaal worden gezien. Langs de gebogen Graeffe tang tussen deze spier vliegtuigen en bot ontleden lateraal. Bezuinigen op de gesloten, bovenste oppervlak van deze tang om bloot de vaatsteel. Verwijder de omliggende vet en bloot de schepen te klemmen. Plaats Acland klemmen op de slagader en ader (3K) en aftellen van de ischemische periode. Start subcuticulaire hechten verlaten van het gebied direct boven de klemmen tot afgelopen. Verwijder de kabels na de toegewezen periode en appose de vrije uiteinden van de linker rectus abdominis. Vul het subcutane hechtingen (3L).

Figuur 5
Figuur 4. Cutane bloedtoevoer in vaste en losse gevild dieren. Cutane bloedtoevoer in loose gevilde zoogdieren zoals ratten gebeurt voornamelijk door middel directe cutane takken in plaats van musculo perforators als in vaste huid zoogdieren zoals mensen en varkens. Om deze reden ratten zijn niet van oudsher favoriet voor plastische chirurgische onderzoek. Dit is aangetoond dat het een verouderd begrip en specifieke gebieden van de rat, zoals de voorste buikwand te worden geleverd door musculo perforators en zijn daarom geschikte gebieden om te gebruiken voor flap-modellen. Klik hier om een grotere afbeelding te bekijken .

Figuur 6
Figuur 5. Zones van de dwarse abdominis myocutane flap zoals beschreven door Schlefen et al.. In 1983. De rode pijl geeft de vaatsteel (hier links superior, diepe epigastrische vaten). De blauwe Romeinse cijfers tonen thij 4 zones genummerd I-IV op basis van hun positie ten opzichte van de vaatsteel zodanig dat: Zone I (ZI) is het integument bovenop de rectus abdominis direct aan vaatsteel verstrekt; Zone II (ZII) beschrijft het integument bovenop de contralaterale rectusabdominis; Zone III (ZIII) het gebied lateraal van Zone I, en zone IV (ZIV) lateraal naar zone II.

Figuur 7
Figuur 6. Laser Doppler imaging scanner. Moor LD12 scanner beoordeelt perfusie door het verzenden van een monochromatisch licht (blauwe pijlen) bronnen die wordt verschoven door de bewegende erytrocyten in de huid. De mate van verschuiving is gerelateerd aan de snelheid van de erytrocyten. Deze verschoven licht (groene pijlen) wordt gedetecteerd door de foto-scanner en perfusie in dat gebied berekend. Een spiegel beweegt vervolgens de bundel in een sequentiële wijze, zodat de gehele voorste buikwand kangescand in ongeveer 7 minuten.

Figuur 2
Figuur 7. Het beoordelen gemiddelde perfusie met LDI-software. Selecteer de veelhoek icoon uit de werkbalk (rode pijl) dan is de regio van belang (ROI) selectietool (rechthoek met het blauwe kruis, 2 iconen aan de rechterkant van het gereedschap Veelhoek). Gebruik van de muis te tekenen rond de ROI, in deze figuur al 4 zones worden gemarkeerd. Voordat hij naar de volgende ROI klik op de rechthoek met het blauwe vierkant weer. Zodra alle gewenste ROI's worden geselecteerd op de statistieken pictogram in het midden van de werkbalk (het pictogram van een notitieblok met nummers erop) en de gemiddelde perfusie statistieken voor elke ROI zal pop-up in een nieuw venster zoals afgebeeld.

Figuur 8. Afbeelding J analyse.

> Afbeelding 8-1
Figuur 8-1. Afbeelding J-Select straight-line tool. Selecteer het straight-line tool, trek een lijn in het midden van de klep zoals weergegeven. Klik hier om een grotere afbeelding te bekijken .

Afbeelding 8-2
Figuur 8-2. Afbeelding J-Set schaal 1. Selecteer Analyseren van de werkbalk en in het drop down menu selecteren instellen schaal. Klik hier om een grotere afbeelding te bekijken .

upload/50473/50473fig8-3.jpg "alt =" Afbeelding 8-3 "fo: content-width =" 5in "fo: src =" / files/ftp_upload/50473/50473fig8-3highres.jpg "/>
Figuur 8-3. Afbeelding J-Set schaal 2. Op het pop up venster zet de schaal tot 4 cm. Klik hier om een grotere afbeelding te bekijken .

Figuur 8-4
Figuur 8-4. Afbeelding J-Selecteer het gereedschap Veelhoek & omtrek zone van belang. Selecteer veelhoekgereedschap (gemarkeerd icoon) en een overzicht van de zone van belang. De totale omtrek van zone IV wordt beschreven in dit voorbeeld. Klik hier om een grotere afbeelding te bekijken .

lways "> Figuur 8-5
Figuur 8-5. Afbeelding J-Measure gebied 1. Selecteer Analyseren van de werkbalk en op het drop-down menu selecteert u Meet. Klik hier om een grotere afbeelding te bekijken .

Figuur 8-6
Figuur 8-6. Afbeelding J-Measure gebied 2. Het gebied wordt weergegeven in een apart venster de resultaten. Klik hier om een grotere afbeelding te bekijken .

pg "alt =" Figuur 8-7 "fo: content-width =" 5in "fo: src =" / files/ftp_upload/50473/50473fig8-7highres.jpg "/>
Figuur 8-7. Afbeelding J-Herhaal dit voor oppervlakte van een volledige necrose. Herhaal de vorige 2 stappen, maar dit keer alleen een overzicht van de necrosed gebied. Dit voorbeeld toont de volledige necrose in zone IV geschetst. Om het percentage gebied vol necrose berekenen verdelen de laatste waarde van de voormalige en vermenigvuldig met 100. Klik hier om een grotere afbeelding te bekijken .

Figuur 9
Figuur 9. Montage van representatieve beelden van deze procedure Bijschrift:. Elke rij staat voor een ander onderwerp. Foto (links) en bijbehorende LDI afbeelding (rechts) worden getoond op de 4 verschillende tijdstippen (van left naar rechts: preoperatief, postoperatief, bij 24 uur en na 48 uur na de operatie). Het is duidelijk dat necrose optreedt consequent in zones ZIV en III. De kleur schaal op de bodem toont rechts de kleuren en hun bijbehorende perfusie-eenheden. Red-hoge perfusie, blauw-lage perfusie). Klik hier voor een grotere afbeelding te bekijken .

Figuur 10
Figuur 10. Representatieve resultaten-huidnecrose uitgedrukt als een percentage van de totale flap gebied op 48 hr Bijschrift:. Percentage gebied vol necrose van de flap geëvalueerd klinisch en gemeten met behulp van beeld J software bij 48 uur. De gemiddelde en SEM getoond, n = 10.

Figuur 11
Figuur 11. Reprepresentatieve resultaten-Laser Doppler beeldvorming Bijschrift:. Laser Doppler beeldvorming om de gemiddelde perfusie gemeten in perfusie-eenheden van de flap in controlepersonen preoperatief zien, postoperatief, bij 24 en 48 uur. De gemiddelde en SEM getoond, n = 10.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Wijzigingen en trouble shooting

De hier gepresenteerde protocol neemt de IRI gezien in vrije weefsel overdracht in een experimenteel systeem om een ​​beter begrip van deze werkwijze en een middel op middelen voor het verbeteren van IRI en verbetering resultaat onderzoeken. Dit kan eenvoudig worden aangepast om een ​​meer ernstig letsel veroorzaken indien zij gebaseerd op de niet-dominante, diepe, inferieure epigastrische pedikel of de ischemische tijd verhoogd.

Beperkingen van techniek

De voorste buikwand van de rat heeft aanzienlijk minder onderhuids vet dan de voorste buikwand van de meeste vrouwen ondergaan TRAM flap operatie voor een borstreconstructie. De in deze tekst model is speciaal ontworpen als een model van ischemie-reperfusie schade in myocutane flappen, zodat de effecten van voorbehandeling therapieën kunnen worden geëvalueerd met behulp van de huid necrose en perfusie als uitkomstmaten. Deprocedure beschreven in dit artikel niet specifiek model problemen zoals vet necrose die worden gemaakt in de menselijke TRAM flappen wanneer flappen met significante vetcomponenten bewust worden geoogst om projectie voor grote borsten reconstructies gemaakt.

Direct in-vivo observatie van de microcirculatie is niet aangetoond in dit protocol, maar is in de cremasterspier model 48 en in een osteomyocutaneous flap beschreven. 7,49-51 De TRAM-model is een myocutane flap model, als de onderzoekers vooral geïnteresseerd zijn in osteomyocutaneous flaps dit model niet geschikt is, maar een alternatief model is in de literatuur beschreven. 50

Betekenis ten opzichte van andere methoden

De meeste gepubliceerde rat TRAM modellen maken gebruik van de rechte buikspier rondom de gekozen vaatsteel als drager voor de vaatsteel. 13-22,24,25 Ze doen niet accurately weerspiegelen de IRI als de klep wordt nooit ondergaat een echte periode van ischemie gevolgd door reperfusie. Daarom, in vergelijking met deze papieren het model beschreven in dit protocol geeft reproduceerbare, gecontroleerde myocutane IRI. Onderzoekers hebben ook deze uitgevoerd als een gratis flap aan de lies schepen 23 maar dit is technisch zeer veeleisend als het diepe superieur, epigastrische slagader en ader maatregel 0,45 en 0,5 mm. Dit protocol vormt een eenvoudiger model.

Toekomstige toepassingen

Onderzoek in het verbeteren van uitkomsten in vrije weefsel overdracht is vooral gericht op preconditionering strategieën. Deze strategieën in dienst zijn of die vóór de operatie met als doel de 'training' de overgedragen weefsel beter bestand tegen het vrije weefsel overdracht chirurgie en dit resultaat verbeteren. Er zijn twee belangrijke manieren waarop dit bereikt kan worden:. Farmacologische of ischemische preconditionering 52 Veel van dit werk heeftuitgevoerd op varkens die duurder huis en moeilijker om mee te werken dan ratten. Het protocol beschreven in dit document kan worden gebruikt om deze uitgetest worden in een proefdier dat gemakkelijk huis en werken en waarbij er de mogelijkheid om met genetisch gemanipuleerde dieren.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

We hebben geen onthullingen.

Acknowledgments

Dit werk werd gefinancierd door de Medical Research Council subsidie ​​G1000299.

De corresponderende auteur wil Gary Borthwick, Universiteit van Edinburgh, bedanken voor het bijstaan ​​tijdens de operatie.

De auteurs willen graag advies van Helen Douglas en Iain Mackay erkennen en waardoor wij hun Deep Inferior Epigastrische (DIEP) flap procedure (Canniesburn Plastische Chirurgie Unit, Glasgow Royal Infirmary, 84 Castle Street, Glasgow G4 0SF, UK) te observeren.

De auteurs willen ook Gary Blackie danken aan de Universiteit van Edinburgh voor zijn hulp bij het produceren van de video voor dit artikel.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Moor LD12 laser doppler imaging scanner http://gb.moor.co.uk/product/moorldi2-laser-doppler-imager/8
Complete homeothermic blanket system with flexible probe. Small. 230 VAC, 50 Hz 507221F www.harvardapparatus.com
Graeffe forceps 0.8 mm tips curved 11052-10 2, http://www.finescience.de
Acland clamps 00398 V B-1 ’V’ pattern clamps used on both artery and vein. http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf
Clamp applicator CAF-4 http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf
Gemini cautery unit 726067 www.harvardapparatus.com
Micro-vessel dilators 11 cm 0.3 mm tips 00124 D-5a.2 http://www.merciansurgical.com
Micro Jewellers Forceps 11cm angulated 00109 JFA-5b http://www.merciansurgical.com
Micro Jewellers Forceps 11 cm straight 00108 JF-5 http://www.merciansurgical.com
Acland Single Clamps B-1V (Pair) 396 http://www.merciansurgical.com
Micro Scissors Round Handles 15 cm Straight 67 http://www.merciansurgical.com
Iris Scissors 11.5 cm Curves EASY-CUT EA7613-11 http://www.merciansurgical.com
Mayo Scissors 14 cm Straight Chamfered Blades EASY-CUT EA7652-14 http://www.merciansurgical.com
Derf Needle Holders 12 cm TC 703DE12 http://www.merciansurgical.com
Ethilon 5-0 W1618 http://www.farlamedical.co.uk/
Vicryl rapide 6-0 W9913 http://www.millermedicalsupplies.com/
Instrapac - Adson Toothed Forceps (Extra Fine) 7973 http://www.millermedicalsupplies.com/
Castroviejo needle holders 12565-14 http://s-and-t.ne
Heat Lamp http://www.chicken-house.co.uk
Silicone sheeting 0.3 mm translucent http://www.silex.co.uk/
Image J software http://rsbweb.nih.gov/ij/
Zeiss OPMI pico http://www.zeiss.co.uk/
Operating microscope
Vet tech solution isofluorane rig http://www.vet-tech.co.uk/
Vet tech solution isofluorane rig http://www.vet-tech.co.uk/

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Wang, X., et al. Free anterolateral thigh adipofascial flap for hemifacial atrophy. Ann. Plast. Surg. 55 (6), 617-622 (2005).
  2. Eckardt, A., Fokas, K. Microsurgical reconstruction in the head and neck region: An 18-year experience with 500 consecutive cases. J. Cranio. Maxill. Surg. 31 (4), 197-201 (2003).
  3. Yazar, S., et al. Safety and reliability of microsurgical free tissue transfers in paediatric head and neck reconstruction - a report of 72 cases. J. Plast. Reconstr. Aes. 61 (7), 767-771 (2008).
  4. Blondeel, P. N., Landuyt, K. H. V., Monstrey, S. J. Surgical-technical aspects of the free diep flap for breast reconstruction. Operat. Tech. Plast. Reconstr. Surg. 6 (1), 27-37 (1999).
  5. Siemonow, M., Arslan, E. Ischaemia/reperfusion injury: A review in relation to free tissue transfers. Microsurgery. 24, 468-475 (2004).
  6. Wang, W. Z. Investigation of reperfusion injury and ischaemic preconditioning in microsurgery. Microsurgery. 29, 72-79 (2009).
  7. Rucker, M., et al. Reduction of inflammatory response in composite flap transfer by local stress conditioning-induced heat-shock protein 32. Surgery. 129 (3), 292-301 (2001).
  8. Cetinkale, O., et al. Involvement of neutrophils in ischemia-reperfusion injury of inguinal island skin flaps in rats. Plast. Reconstr. Surg. 102 (1), 153-160 (1998).
  9. Korthuis, R. J., Granger, D. N., Townsley, M. I., Taylor, A. E. The role of oxygen-derived free radicals in ischemia-induced increases in canine skeletal muscle vascular permeability. Circ. Res. 57 (4), 599-609 (1985).
  10. Eisenhardt, S. U., et al. Monitoring molecular changes induced by ischemia/reperfusion in human free muscle flap tissue samples. Ann. Plast. Surg. 68 (2), 202-208 (2012).
  11. Dragu, A., et al. Gene expression analysis of ischaemia and reperfusion in human microsurgical free muscle tissue transfer. J. Cell. Mol. Med. 15 (4), 983-993 (2011).
  12. Tilgner, A., Herrberger, U. [myocutaneous flap models in the rat. Anatomy, histology and preparation technic of the myocutaneous rectus abdominis flap]. Z. Versuchstierkd. 29 (5-6), 231-236 (1987).
  13. Dunn, R. M., Huff, W., Mancoll, J. The rat rectus abdominis myocutaneous flap: A true myocutaneous flap model. Ann. Plast. Surg. 31 (4), 352-357 (1993).
  14. Clugston, P. A., Perry, L. C., Fisher, J., Maxwell, G. P. A rat transverse rectus abdominis musculocutaneous flap model: Effects of pharmacological manipulation. Ann. Plast. Surg. 34 (2), 154-161 (1995).
  15. Ozgentas, H. E., Shenaq, S., Spira, M. Development of a tram flap model in the rat and study of vascular dominance. Plast. Reconstr. Surg. 94 (7), 1012-1017 (1994).
  16. Doncatto, L. F., da Silva, J. B., da Silva, V. D., Martins, P. D. Cutaneous viability in a rat pedicled tram flap model. Plast. Reconstr. Surg. 119 (5), 1425-1430 (2007).
  17. Lineaweaver, W. C., et al. Vascular endothelium growth factor, surgical delay, and skin flap survival. Ann. Surg. 239 (6), 866-873 (2004).
  18. Rezende, F. C., et al. Electroporation of vascular endothelial growth factor gene in a unipedicle transverse rectus abdominis myocutaneous flap reduces necrosis. Ann. Plast. Surg. 64 (2), 242-246 (2010).
  19. Zacchigna, S., et al. Improved survival of ischemic cutaneous and musculocutaneous flaps after vascular endothelial growth factor gene transfer using adeno-associated virus vectors. Am. J. Pathol. 167 (4), 981-991 (2005).
  20. Zhang, F., et al. Improvement of skin paddle survival by application of vascular endothelial growth factor in a rat tram flap model. Ann. Plast. Surg. 46, 314-319 (2010).
  21. Hijjawi, J., et al. Platelet-derived growth factor β, but not fibroblast growth factor 2, plasmid DNA improves survival of ischemic myocutaneous flaps. Arch. Surg. 139 (2), 142-147 (2004).
  22. Wong, M. S., et al. Basic fibroblast growth factor expression following surgical delay of rat transverse rectus abdominis myocutaneous flaps. Plast. Reconstr. Surg. 113 (7), 2030-2036 (2004).
  23. Zhang, F., et al. Microvascular transfer of the rectus abdominis muscle and myocutaneous flap in rats. Microsurgery. 14 (6), 420-423 (1993).
  24. Hallock, G. G., Rice, D. C. Comparison of tram and diep flap physiology in a rat model. Plast Reconstr Surg. 114 (5), 1179-1184 (2004).
  25. Qiao, Q., et al. Patterns of flap loss related to arterial and venous insufficiency in the rat pedicled tram flap. Annals of Plastic Surgery. 43 (2), 171 (1999).
  26. Persy, V. P., Verhulst, A., Ysebaert, D. K., De Greef, K. E., De Broe, M. E. Reduced postischemic macrophage infiltration and interstitial fibrosis in osteopontin knockout mice. Kidney Int. 63 (2), 543-553 (2003).
  27. Li, Y., et al. Overexpression of cgmp-dependent protein kinase i (pkg-i) attenuates ischemia-reperfusion-induced kidney injury. Am. J. Physiol. Ren. Physiol. 302 (5), 561-570 (2012).
  28. Hunter, J. P., et al. Effects of hydrogen sulphide in an experimental model of renal ischaemia-reperfusion injury. Brit. J. Surg. 99 (12), 1665-1671 (2012).
  29. Hamada, T., Fondevila, C., Busuttil, R. W., Coito, A. J. Metalloproteinase-9 deficiency protects against hepatic ischemia/reperfusion injury. Hepatology. 47 (1), 186-198 (2008).
  30. Duarte, S., Hamada, T., Kuriyama, N., Busuttil, R. W., Coito, A. J. Timp-1 deficiency leads to lethal partial hepatic ischemia and reperfusion injury. Hepatology. 56 (3), 1074-1085 (2012).
  31. Shen, X. D., et al. Cd154-cd40 t-cell costimulation pathway is required in the mechanism of hepatic ischemia/reperfusion injury, and its blockade facilitates and depends on heme oxygenase-1 mediated cytoprotection. Transplantation. 74 (3), 315-319 (2002).
  32. Liu, J., et al. Endoplasmic reticulum stress modulates liver inflammatory immune response in the pathogenesis of liver ischemia and reperfusion injury. Transplantation. 94 (3), 211-217 (2012).
  33. Pan, G. Z., et al. Bone marrow mesenchymal stem cells ameliorate hepatic ischemia/reperfusion injuries via inactivation of the mek/erk signaling pathway in rats. J. Surg. Res. 178 (2), 935-948 (2012).
  34. Darouiche, R. O., et al. Chlorhexidine-alcohol versus povidone-iodine for surgical-site antisepsis. New. Engl. J. Med. 362 (1), 18-26 (2010).
  35. Fukui, A., Inada, Y., Murata, K., Tamai, S. Plasmatic imbibition" in the rabbit flow-through venus flap, using horseradish peroxidase and fluoroscein. J. Reconstr. Mirosurg. 11, 255-264 (1995).
  36. Dunn, R. M., Mancoll, J. Flap models in the rat: A review and and reappraisal. Plast. Reconstr. Surg. 90 (2), 319-328 (1992).
  37. Taylor, G., Minabe, T. The angiosomes of the mammals and other vertebrates. Plast. Reconstr. Surg. 89 (2), 181-215 (1992).
  38. Taylor, G., Corlett, R., Boyd, J. The versatile deep inferior epigastric (inferior rectus abdominis) flap. Brit. J. Plast. Surg. 37 (3), 330-350 (1984).
  39. Taylor, G., Corlett, R., Boyd, J. The extended deep inferior epigastric flap: A clinical technique. Plast. Reconstr. Surg. 72 (6), 751-765 (1983).
  40. Tai, Y., Hasegawa, H. A tranverse abdominal flap for reconstruction after radical operations for recurrent breast cancer. Plast. Reconstr. Surg. 53 (1), 52-54 (1974).
  41. Scheflan, M., Dinner, M. I. The transverse abdominal island flap: Part i. Indications, contraindications, results, and complications. Ann. Plast. Surg. 10, 24-35 (1983).
  42. Tindholdt, T. T., Saidian, S., Pripp, A. H., Tonseth, K. A. Monitoring microcirculatory changes in the deep inferior epigastric artery perforator flap with laser doppler perfusion imaging. Ann. Plast. Surg. 67 (2), 139-142 (2011).
  43. Tindholdt, T. T., Saidian, S., Tonseth, K. A. Microcirculatory evaluation of deep inferior epigastric artery perforator flaps with laser doppler perfusion imaging in breast reconstruction. J. Plast. Surg. Hand. Surg. 45 (3), 143-147 (2011).
  44. Booi, D. I., Debats, I. B. J. G., Boeckx, W. D., van der Hulsi, R. R. W. J. A study of perfusion of the distal free-tram flap using laser doppler flowmetry. J. Plast. Reconstr. Aes. 61, 282-288 (2008).
  45. Hallock, G. G. Physiological studies using laser doppler flowmetry to compare blood flow to the zones of the free tram flap. Ann. Plast .Surg. 47 (3), 229-233 (2001).
  46. Collin, T. Image j for microscopy. Biotechniques. Suppl. 43 (1), 25-30 (2007).
  47. Hallock, G., Rice, D. Physiologic superiority of the anatomic dominant pedicle of the tram flap in a rat model. Plast. Reconstr. Surg. 96, 111-118 (1995).
  48. Ozmen, S., Ayhan, S., Demir, Y., Siemionow, M., Atabay, K. Impact of gradual blood flow increase on ischaemia-reperfusion injury in the rat cremaster microcirculation model. J. Plast. Reconstr. Aes. 61 (8), 939-948 (2008).
  49. Rucker, M., Vollmar, B., Roesken, F., Spitzer, W. J., Menger, M. D. Microvascular transfer-related abrogation of capillary flow motion in critically reperfused composite flaps. Brit. J. Plast Surg. 55 (2), 129-135 (2002).
  50. Rucker, M., Kadirogullari, B., Vollmar, B., Spitzer, W. J., Menger, M. D. Improvement of nutritive perfusion after free tissue transfer by local heat shock-priming-induced preservation of capillary flowmotion. J. Surg. Res. 123, 102-108 (2005).
  51. Rucker, M., et al. New model for in vivo quantification of microvascular embolization, thrombus formation, and recanalization in composite flaps. J. Surg. Res. 108 (1), 129-137 (2002).
  52. Wang, W. Z., Baynosa, R. C., Zamboni, W. A. Update on ischemia-reperfusion injury for the plastic surgeon. Plast. Reconstr. Surg. 128 (6), 685e-692e (2011).

Tags

Geneeskunde Biomedische Technologie Immunologie Anatomie Fysiologie Cellular Biology Hematologie chirurgie microchirurgie Reconstructieve Chirurgie Chirurgie operatieve myocutane flap conditionering ischemiereperfusieletsel rat diermodel
<em>In situ</em> Transversale rectusabdominis myocutane Flap: een rat model van myocutane ischemiereperfusieletsel
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Edmunds, M. C., Wigmore, S., Kluth,… More

Edmunds, M. C., Wigmore, S., Kluth, D. In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury. J. Vis. Exp. (76), e50473, doi:10.3791/50473 (2013).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter