Summary

신경 밀도 코어 소체의 수퍼 - 해상도 이미징

Published: July 02, 2014
doi:

Summary

우리는 photoactivated 현지화 현미경 (PALM) 기반의 고정, 배양 신경 세포에있는 소포의 연구를 구현하는 방법에 대해 설명합니다. 우리 프로토콜의 주요 구성 요소는 초 해상 현미경 시스템 띄엄 샘플링 된 원시 영상을 수집하고, 수퍼 – 해상도 이미지를 생성하는 것의 이미지를 처리​​ photoconvertible 키메라와 라벨링 소포를 포함한다.

Abstract

형광 검출 현대 생물학 및 의료 애플리케이션에서 사용 많은 널리 활용하고 신속하게 진행 현미경 기술에 대한 기반을 제공합니다. 형광의 강점은 민감도, 특이도, 라이브 영상과의 호환성이 (가) 있습니다. 불행하게도, 형광 현미경의 전통적인 형태 ~ 250 나노 미터보다 작은 크기와 구조의 연구를 방해 영상 평면에서 하나의 주요 약점, 회절 제한 해상도에서 고통. 최근, 이러한 제한은 photoactivated 현지화 현미경 (PALM)와 같은 초 고해상도 형광 현미경 기술의 도입으로 극복하고있다. 는 기존의 대응과는 달리, PALM은 수십 나노 미터의 측면 해상도로 이미지를 생성 할 수 있습니다. 그것은 세포의 구조 및 조직의 이전에 액세스 할 수없는 속성의 스펙트럼을 설명하기 위하여, 그것의 수많은 장점과 함께, 형광을 사용하는 지금 이렇게 할 수 있습니다.

_content "> 불행히도, PALM 구현하기 간단하지 않습니다, 그리고 성공 전략은 종종 연구중인 시스템의 유형에 맞게 조정해야합니다.이 문서에서는, 우리는 고정 된 배양 된 신경 세포의 기공을 갖는 구조의 단일 색상 PALM 연구를 구현하는 방법을 보여줍니다. PALM은 이상적으로 50 ~ 250 nm의 ~에서. 우리의 접근의 주요 단계를 포함 일반적으로 범위 치수가 소포의 연구에 적합와 간헐적 샘플링 RAW 이미지를 수집, photoconvertible (빨강 녹색) 소포화물의 키메라와 신경 세포를 라벨 수퍼 – 해상도 현미경 시스템, 고해상도 PALM 화상을 생성하는 것의 이미지를 처리​​. 또한 반박되는 배양 된 해마 뉴런 고밀도 코어 소포 매우 잘 해결 이미지 (DCVs)을 제시하여 우리의 접근 방법의 효능을 입증 DCVs의 extrasynaptic 매매는 DCV 클러스터에 의해 주로 매개되는 가설.

Introduction

세포 프로세스의 숫자는 특정 세포 내 목적지로 생체 분자의 정확하고 효율적인 소포 – 중재 인신 매매에 따라 달라집니다. 한 가지 눈에 띄는 예는 잠재적으로 말초 사전 및 시냅스 사이트 1에 신경 소마의 생합성의 사이트에서 시냅스 성분의 긴 원거리, 소포 – 중재 배달로 시작되는 시냅스 어셈블리입니다.

형광 현미경 소포 인신 매매를 공부 강력하고 인기있는 방법입니다. 기술의 강점은 민감도, 특이도, 라이브 영상 2와 호환이 (가) 있습니다. 불행하게도, 비교적 최근까지,이 기술은 ~ 250 나노 미터보다 작은 크기와 구조의 연구를 방해 한 가지 큰 약점, 회절 제한 해결 방법 2, 고통했다. 최근, 형광 현미경의 측 방향 해상도 초해 형광 미시간의 도입으로 회절 장벽을 능가같은 PALM 3과 croscopy 기술. PALM의 측면 해상도는, 수십 나노 미터는 적으로 일반적으로 50 ~ 250 nm의 4 ~ 범위 치수가 소포의 연구에 적합합니다. 그것은 특정 세포 내 사이트에 자신의 인신 매매의 몇 가지 측면을 포함하여 소포의 이전에 액세스 할 수없는 특성의 스펙트럼을 설명하기 위하여, 그것의 수많은 장점과 함께, 형광을 사용하는 지금 이렇게 할 수 있습니다.

PALM 구현하기가 간단하지 않습니다, 그리고 성공 전략은 종종 연구중인 시스템의 유형에 맞게 조정해야합니다. 여기에서 우리는 기공을 갖는 구조의 PALM 연구를 구현하는 방법을 설명하고, 우리는 해마 신경 세포에있는 DCVs의 경우에 대한 우리의 접근 방식의 효과를 보여줍니다. 특히, 우리는 해마 신경 세포의 시냅스에 가설에게 DCVs의 인신 매매를 해결하기 위해 PALM를 사용은 DCV 클러스터 5-8에 의해 매개된다.

N 개발에 시냅스 소포의 클러스터 매개 매매그것은 빠른 시냅스 안정화 및 조립 9,10을 용이하게 할 수 있기 때문에 eurons는 흥미로운 가능성이다. DCVs의 클러스터 인신 매매의 지지자들은 클러스터링 6을 지원하는 증거로 외인 DCV화물을 품고 extrasynaptic 형광 puncta에의 큰 외관상의 크기를 인용. 그러나 이러한 puncta에 클러스터링에서 발생하는 것과 회절에서 발생하는 구별 크기 효과에 적합하지 않습니다 회절 제한 형광 현미경 기술을 사용하여 생성 된 이미지에 나타납니다.

이 문제를 해결하기 위해, 우리는 기존의 위드 형광 및 DCVs을 대상으로 키메라를 표현하는 해마 신경 세포의 PALM 이미지를 수집. 이러한 이미지의 분석은 기존의 이미지에서 추정 extrasynaptic DCV 클러스터의> 92 %, 80 nm의 PALM 이미지에서 (개인 DCV 크기) 11 puncta에로 해결되는 것으로 나타났다. hippoca 개발 DCVs에 적용 따라서, 이들 데이터는 큰폭 클러스터링 가설 무효화mpal 신경.

Protocol

1. 샘플 준비 표준 분자 생물학 기술을 이용하여, DCVs을 대상으로 photoconvertible 또는 광활성 키메라를 코딩하는 DNA를 준비합니다. 참고 : 하나의 가능성은 DNA의 인코딩 조직 플라스 미노 겐 활성제-Dendra2 키메라 (TPA-Dendra2). Dendra2은 녹색에서 자외선 (12)에 노출시 적색 발광으로 전환 photoconvertible 단백질이다. 고성능 # 1.5 커버의 문화 해마의 신경 세포는 표준 프로토콜 <su…

Representative Results

도 1은 이미징 처리 한 최종 제품을 나타낸다. 본 PALM 콘텐츠에서 지역화 형광체의 가로 좌표를 중심 디스플레이 모드를 사용하여 도시하고, 연관된 DCV의 수퍼 – 해상도 화상을 가우시안 디스플레이 모드를 사용하여 도시된다. 그림 2A는 유사한 위드와 TPA-Dendra2을 표현 체외 해마 신경 세포에있는 여덟 일 소마와 인접 프로세스의 PALM의 ?…

Discussion

PALM 및 관련 최고 해상도의 형광 현미경 기술은 최근 광학 현미경과 전자 현미경 (EM) 22 ~ 24의 잘 확립 된 형태의 귀중한 보완 등장했습니다. PALM의 긍정적 인 특성은 비교적 간단한 샘플 준비 최소한의 샘플 섭동 (perturbation)이 (가) 있습니다. 원칙적으로, PALM는 살아있는 세포를 연구 할 수있다. 아마 PALM의 주요 음의 속성은 크게 살아있는 세포에 빠르게 동적 프로세스의 연구를 방해 시간이…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

이 작품은, (BAS에) 2 R15 GM061539-02을 부여 (JEL에) 2 R15 NS40425-03, MH 66179 (오레곤 보건 과학 대학 / OHSU 박사 게리 은행에)는 건강의 국립 연구소에 의해 지원하고, P30했다 NS061800 (OHSU의 박사 슈 아이 허에). 우리는 해마 신경 세포의 문화에 광범위한 지원을위한 바바라 Smoody 감사합니다, 박사 부부. 이 원고의 중요한 읽기 브라이언 긴 제임스 아브 네이.

Materials

Zeiss PALM Carl Zeiss, Inc. Elyra PS.1 With Zeiss Efficient Navigation (ZEN) software and fluorescence filter Set 77 HE GFP/mRFP/Alexa633 
Lipofectamine 2000 Transfection Reagent Life Technoligies 11668-019
Minimum Essential Medium Life Technologies 11095-080
Phosphate-Buffered Saline Life Technologies 10010049
Paraformaldehyde Electron Microscopy Sciences 19208
Sucrose Sigma-Aldrich S-8501
growth glass coverslips 18mm 1.5D Fisher Scientific NC0059095

References

  1. Goldstein, A. Y., Wang, X., Schwarz, T. L. Axonal transport and the delivery of pre-synaptic components. Curr Opin Neurobiol. 18, 495-503 (2008).
  2. Combs, C. A. Fluorescence microscopy: a concise guide to current imaging methods. Curr Protoc Neurosci. , (2010).
  3. Sengupta, P., Van Engelenburg, S., Lippincott-Schwartz, J. Visualizing cell structure and function with point-localization superresolution imaging. Dev Cell. 23, 1092-1102 (2012).
  4. Alberts, B., et al. . Molecular Biology of the Cell. , (2007).
  5. Bury, L. A., Sabo, S. L. Coordinated trafficking of synaptic vesicle and active zone proteins prior to synapse formation. Neural Dev. 6, 24 (2011).
  6. Matsuda, N., et al. Differential activity-dependent secretion of brain-derived neurotrophic factor from axon and dendrite. J Neurosci. 29, 14185-14198 (2009).
  7. Tao-Cheng, J. H. Ultrastructural localization of active zone and synaptic vesicle proteins in a preassembled multi-vesicle transport aggregate. 신경과학. 150, 575-584 (2007).
  8. Zhai, R. G., et al. Assembling the presynaptic active zone: a characterization of an active zone precursor vesicle. Neuron. 29, 131-143 (2001).
  9. Ahmari, S. E., Buchanan, J., Smith, S. J. Assembly of presynaptic active zones from cytoplasmic transport packets. Nat Neurosci. 3, 445-451 (2000).
  10. Garner, C. C., Zhai, R. G., Gundelfinger, E. D., Ziv, N. E. Molecular mechanisms of CNS synaptogenesis. Trends Neurosci. 25, 243-251 (2002).
  11. Chuang, J. Z., Milner, T. A., Zhu, M., Sung, C. H. A 29 kDa intracellular chloride channel p64H1 is associated with large dense-core vesicles in rat hippocampal neurons. J Neurosci. 19, 2919-2928 (1999).
  12. Chudakov, D. M., Lukyanov, S., Lukyanov, K. A. Using photoactivatable fluorescent protein Dendra2 to track protein movement. Biotechniques. 42, (2007).
  13. Kaech, S., Banker, G. Culturing hippocampal neurons. Nat Protoc. 1, 2406-2415 (2006).
  14. Scalettar, B. A., et al. Hindered submicron mobility and long-term storage of presynaptic dense-core granules revealed by single-particle tracking. Dev Neurobiol. 72, 1181-1195 (2012).
  15. Lippincott-Schwartz, J., Manley, S. Putting super-resolution fluorescence microscopy to work. Nat Methods. 6, 21-23 (2009).
  16. Helander, K. G. Formaldehyde binding in brain and kidney: A kinetic study of fixation. Journal of Histotechnology. 22, 317-318 (1999).
  17. Axelrod, D. Total internal reflection fluorescence microscopy in cell biology. Traffic. 2, 764-774 (2001).
  18. Toomre, D. Alignment and calibration of total internal reflection fluorescence microscopy systems. Cold Spring Harb Protoc. 4, 504-509 (2012).
  19. Shannon, C. Communication in the presence of noise. Proc IRE. 37, 10-21 (1949).
  20. Hess, S. T., Gould, T. J., Gunewardene, M., Bewersdorf, J., Mason, M. D. Ultrahigh resolution imaging of biomolecules by fluorescence photoactivation localization microscopy. Methods Mol Biol. 544, 483-522 (2009).
  21. Sengupta, P., et al. Probing protein heterogeneity in the plasma membrane using PALM and pair correlation analysis. Nat Methods. 8, 969-975 (2011).
  22. Betzig, E., et al. Imaging intracellular fluorescent proteins at nanometer resolution. Science. 313, 1642-1645 (2006).
  23. Schermelleh, L., Heintzmann, R., Leonhardt, H. A guide to super-resolution fluorescence microscopy. J Cell Biol. 190, 165-175 (2010).
  24. Zhong, H. Photoactivated localization microscopy (PALM): an optical technique for achieving ~10-nm resolution. Cold Spring Harb Protoc. 2010, (2010).
  25. Lochner, J. E., et al. Efficient copackaging and cotransport yields postsynaptic colocalization of neuromodulators associated with synaptic plasticity. Dev Neurobiol. 68, 1243-1256 (2008).
  26. Geisler, C., et al. Drift estimation for single marker switching based imaging schemes. Optics Express. 20, 7274-7289 (2012).

Play Video

Cite This Article
Scalettar, B. A., Shaver, D., Kaech, S., Lochner, J. E. Super-resolution Imaging of Neuronal Dense-core Vesicles. J. Vis. Exp. (89), e51394, doi:10.3791/51394 (2014).

View Video