Summary

Non-Terminal techniques d'échantillonnage de sang chez les cobayes

Published: October 11, 2014
doi:

Summary

Même si un modèle connu, le cochon de Guinée représente actuellement un créneau en sciences des animaux de laboratoire et des données limitées sont disponibles sur l'exécution de la plupart des procédures. Ici, nous présentons quatre approches différentes pour non-terminal dans les techniques de prélèvement sanguin in vivo chez soit des cobayes conscients ou anesthésiés.

Abstract

Les cochons d'Inde possèdent plusieurs similitudes biologiques pour les humains et sont validés modèles animaux expérimentaux 1-3. Cependant, l'utilisation de cobayes représente actuellement une zone relativement étroite des données de recherche et descriptives sur la méthodologie spécifique est proportionnellement rares. Les caractéristiques anatomiques de cobayes sont un peu différent des autres modèles de rongeurs, d'où la modulation des techniques d'échantillonnage pour tenir compte des différences spécifiques de l'espèce, par exemple., Par rapport à des souris et des rats, sont nécessaires pour obtenir des échantillons de qualité suffisantes et élevés. Comme la fois court et long terme dans les études in vivo souvent besoin de sang répété échantillonner le choix de la technique doit être bien pris en compte afin de réduire le stress et l'inconfort chez les animaux, mais aussi pour assurer la survie ainsi que la conformité avec les exigences de taille de l'échantillon et de l'accessibilité. Des prélèvements sanguins peuvent être obtenus à un certain nombre de sites de cobayes par exemple., La saphène et jugulaireveines, chaque technique contenant à la fois des avantages et des inconvénients de 4,5. Ici, nous présentons quatre techniques différentes de prélèvement sanguin soit pour des cobayes conscients ou anesthésiés. Les procédures sont toutes les procédures non-terminaux à condition que les volumes d'échantillon et le nombre d'échantillons ne pas dépasser les lignes directrices pour la collecte de sang chez les animaux de laboratoire 6. Toutes les méthodes décrites ont été soigneusement testés et demandé répétée dans le prélèvement de sang dans les études in vivo au sein de notre centre de recherche.

Introduction

Le cochon de Guinée est un modèle animal expérimental précieux et validé en raison d'un certain nombre de similitudes biologiques pour les humains tels que l'exigence d'un apport alimentaire en vitamine C, lipoprotéines plasmatiques comparables enzymes métabolisant et profils de lipoprotéines, ainsi que les similitudes partagées avec placentation humaine et développement prénatal 1-3,7,8. Cela rend le cochon de Guinée un modèle attrayant et adapté aux effets de maladies liés à l'alimentation tels que la non-stéatose hépatique, les maladies cardiovasculaires et les effets supposés de la carence en vitamine C, mais aussi l'effet par exemple de l'étude., Intervention alimentaire de la mère sur le développement progéniture.

Prélèvement de sang répétée est souvent nécessaire à la fois court et long terme dans les études in vivo. En raison des différences anatomiques spécifiques à l'espèce modulation de la technique d'échantillonnage est nécessaire afin d'obtenir des échantillons de sang chez les cobayes par rapport à d'autres modèles de rongeurs <sup> 4,5. Cela inclut la variation au cours des veines et des artères, et aussi que les cochons d'Inde n'ont pas de queue, ont donc des besoins différents et des options à la fois pour l'échantillonnage et la manipulation. L'échantillonnage de la saphène ou veine du tarse, induit un minimum d'inconfort et de stress chez l'animal et ne nécessite pas d'anesthésie 3,9. Cette technique permet d'échantillons de petites quantités de sang (100 à 400 ul), par exemple, répété., Pour déterminer les marqueurs biochimiques dans le plasma. Si un échantillon de taille encore plus petite est suffisante (50-100 pi), ce qui peut très facilement être obtenu par ponction de la veine de l'oreille. Cette technique peut également être réalisée chez des animaux conscients et est utile par exemple lorsque l'on mesure la glycémie 10,11. L'échantillonnage de la veine jugulaire permet la collecte de plus grandes quantités de sang (1-2 ml) mais nécessite une anesthésie.

Ici, nous présentons quatre techniques différentes de prélèvement sanguin soit pour des cobayes conscients ou anesthésiés. Le procedures sont toutes les procédures non-terminaux à condition que les volumes d'échantillon et le nombre d'échantillons ne pas dépasser les lignes directrices pour la collecte de sang chez les animaux de laboratoire 6. Il est dans l'intérêt de la bonne science, ainsi que de bien-être animal que l'accent devrait être maintenu à un minimum. Par conséquent, seul bien formé et personnel compétent doit effectuer les procédures sur les animaux.

Protocol

Les procédures indiquées ont été réalisées selon des protocoles approuvés par l'Inspection expérimentation animale danois sous le ministère de l'Alimentation, de l'Agriculture et de la Pêche. 1 prélèvement sanguin de la saphène latérale ou tarsien Vein Effectuez cette procédure sans anesthésie et l'aide d'un enquêteur, un traitement de la cochon de Guinée, et un prélèvement de l'échantillon. Raser la région du tarse de la pat…

Representative Results

Quatre approches différentes techniques in vivo non terminaux dans de prélèvement sanguin soit dans les cobayes conscients ou anesthésiés ont été présentés. Figure 1 illustre l'évolution de la saphène et la veine latérale du tarse dans le cochon de Guinée et sites de ponction possibles. les veines de l'oreille, visibles sur la face dorsale d'une oreille de porc Guinée sont illustrés à la Figure 2 Ces veines peuvent être utilisés pour le pr…

Discussion

Par rapport à des souris et des rats, cochons d'Inde sont craintifs par nature et doivent être abordés calmement et correctement traitées afin de réduire le stress. D'un point de vue de la protection des animaux, agissant avec soin est naturellement une priorité; Toutefois, ce sera aussi réduire le risque d'effets de l'anxiété associée sur les données recueillies par ex., l'augmentation des taux de corticostéroïdes dans le sang et glucose 12. De même, la gestion quot…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Nous reconnaissons l'aide habile de Annie B. Kristensen, Elisabeth V. Andersen, Belinda B. Bringtoft et les gardiens d'animaux au Département de médecine expérimentale, Frederiksberg Campus, Faculté de la santé et des sciences médicales de l'Université de Copenhague, Danemark. Jacob Lønholdt est remercié pour son excellente assistance technique pour filmer les procédures. Cette étude a été financée en partie par le Centre LIFEPHARM pour pharmacologie in vivo et de l'Université de Copenhague.

Materials

Name of Material/ Equipment Company Catalog Number Comments/Description
Electric shaver Wella (Contura), Denmark 273207 Alternative product may be used. Multiple suppliers
Syringes  B.Braun-Omnifix-F, Germany 9161406V Alternative product may be used. Multiple suppliers
Needles BD Microlance,Spain 301156 Alternative product may be used. Multiple suppliers
Microvette collection tube  Sarstedt, D-51588Nümbrecht, Germany 201,288,100 Alternative product may be used. Multiple suppliers
Accu-Check analyzer Roche A/S Diagnostics, Denmark Alternative product may be used. Multiple suppliers
Heparin 5000 IE/ml LEO Pharma, Denmark Alternative product may be used. Multiple suppliers
Anesthesia Zoletil 50, Chemvet, Denmark Alternative product may be used. Multiple suppliers
Anesthesia Narcoxyl vet 20 mg/ml, Intervet, Denmark Alternative product may be used. Multiple suppliers
Anesthesia Torbugesic vet 10 mg/ml, Scanvet, Denmark Alternative product may be used. Multiple suppliers
Neutral eye ointment Alternative product may be used. Multiple suppliers
Gauze or a cotton swab  Alternative product may be used. Multiple suppliers
Disinfectant (70% alcohol) Alternative product may be used. Multiple suppliers

References

  1. DeOgburn, R., et al. Effects of increased dietary cholesterol with carbohydrate restriction on hepatic lipid metabolism in Guinea pigs. Comp.Med. 62 (2), 109-115 (2012).
  2. Fernandez, M., Volek, J. S. Guinea pigs a suitable animal model to study lipoprotein metabolism, atherosclerosis and inflammation. Nutr Metab (Lond). 3 (17), (2006).
  3. Frikke-Schmidt, H., Tveden-Nyborg, P., Birck, M. M., Lykkesfeldt, J. High dietary fat and cholesterol exacerbates chronic vitamin C deficiency in guinea pigs. Br J Nutr. 105 (1), 54-61 (2011).
  4. Hem, A., Smith, A. J., Solberg, P. Saphenous vein puncture for blood sampling of the mouse, rat, hamster, gerbil, guinea pig, ferret and mink. Lab Anim. 32 (4), 364-368 (1998).
  5. Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. Blood sample collection in small laboratory animals. J Pharmacol Pharmacother. 1 (2), 87-93 (2010).
  6. Guillen, J. FELASA guidelines and recommendations. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51 (3), 311-321 (2012).
  7. Ye, P., Cheah, I. K., Halliwell, B. High fat diets and pathology in the guinea pig Atherosclerosis or liver damage. Biochim Biophys Acta. 1832 (2), 355-364 (2013).
  8. Tveden-Nyborg, P., et al. Maternal vitamin C deficiency during pregnancy persistently impairs hippocampal neurogenesis in offspring of guinea pigs. PLoS One. 7 (10), 12-18391 (2012).
  9. Schjoldager, J. G., Tveden-Nyborg, P., Lykkesfeldt, J. Prolonged maternal vitamin C deficiency overrides preferential fetal ascorbate transport but does not influence perinatal survival in guinea pigs. Br J Nutr. 110 (9), 1573-1579 (2013).
  10. Greulich, S., et al. Secretory products of guinea pig epicardial fat induce insulin resistance and impair primary adult rat cardiomyocyte function. J Cell Mol Med. 15 (11), 2399-2410 (2011).
  11. Swifka, J., Weiss, J., Addicks, K., Eckel, J., Rosen, P. Epicardial fat from guinea pig a model to study the paracrine network of interactions between epicardial fat and myocardium. Cardiovasc Drugs Ther. 22 (2), 107-114 (2008).
  12. Pilny, A. A. Clinical hematology of rodent species. Vet.Clin North Am Exot Anim Pract. 11 (3), 523-vii (2008).
  13. Franco, N. H., Olsson, I. A. Scientists and the 3Rs: attitudes to animal use in biomedical research and the effect of mandatory training in laboratory animal science. Lab Anim. 48 (1), 50-60 (2014).
  14. Van, L. J., et al. eAssessing the application of the 3Rs a survey among animal welfare officers in The Netherlands. Lab Anim. 47 (3), 210-219 (2013).
  15. Sloan, R. C., et al. High doses of ketamine-xylazine anesthesia reduce cardiac ischemia-reperfusion injury in guinea pigs. J Am Assoc Lab Anim Sci. 50 (3), 349-354 (2011).
  16. Jacobson, C. A. A novel anaesthetic regimen for surgical procedures in guinea pigs. Lab Anim. 35 (3), 271-276 (2001).
  17. Saha, J. K., Xia, J., Grondin, J. M., Engle, S. K., Jakubowski, J. A. Acute hyperglycemia induced by ketamine xylazine anesthesia in rats mechanisms and implications for preclinical models. Exp Biol Med(Maywood). 230 (10), 777-784 (2005).
check_url/51982?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Birck, M. M., Tveden-Nyborg, P., Lindblad, M. M., Lykkesfeldt, J. Non-Terminal Blood Sampling Techniques in Guinea Pigs. J. Vis. Exp. (92), e51982, doi:10.3791/51982 (2014).

View Video